Ce travail a été soutenu par les Instituts canadiens de recherche en santé de la phase 1 de clinicien-chercheur Prix (AG) et une subvention de fonctionnement de la Société de recherche sur le cancer (AG). Les auteurs tiennent à remercier le Dr John Dick pour son soutien à ce projet.

Un aperçu schématique du protocole est présenté dans la figure 1. Une. Traitement des échantillons HCC humain Obtenir primaires échantillons de CHC humain avec le consentement écrit du patient et avec l&#39;approbation du conseil institutionnel d&#39;éthique de la recherche. Ces protocoles ont été réalisées dans notre institution avec l&#39;approbation du Comité d&#39;éthique de la recherche du University Health Network en conformité avec toutes les directives institutionnelles, nationales et internationales pour le bien-être humain. Prélever des échantillons de CHC frais dès que possible après l&#39;intervention chirurgicale échantillons fois appropriées ont été prises à des fins cliniques. Idéalement, cela devrait avoir lieu dans les 30 minutes après l&#39;ablation du tissu du patient. Comme illustré sur la Figure 2, un échantillon d&#39;au moins 1 cm 3 obtenue à partir de la périphérie de la tumeur est optimale, car la partie centrale de la tumeur peut être nécrotique.Les tumeurs qui n&#39;ont pas reçu de traitement préalable à la résection tel que radiothérapie, la chimiothérapie ou l&#39;ablation sont préférés en vue de maximiser la probabilité que les cellules tumorales sont viables. Manipuler les tissus humains primaires conformément aux protocoles de protection individuelle standard pour matières infectieuses. Effectuez toutes les manipulations de laboratoire de tissus tumoraux et des préparations de cellules dans une enceinte de sécurité biologique de classe II en utilisant des techniques aseptiques. <ol><li> Placer l&#39;échantillon de HCC frais dans 10-25 ml de modification F12 de Eagle Medium / Ham Dulbecco sans sérum à 4 ° C et transférer sur la glace au laboratoire pour traitement immédiat et la préparation des fragments et / ou des cellules de tissus pour xénogreffes chez la souris. </li><li> En utilisant une pince stérile, placer l&#39;échantillon de la tumeur dans un 100 mm x 20 mm boîte de Pétri ou d&#39;une autre surface de travail stérile approprié. Diviser l&#39;échantillon en fragments de tumeur d&#39;environ 2 à 3 mm 3 à l&#39;aide d&#39;une lame de scalpel chirurgical No.10. À ce stade, envisager enfichable gel ou formol fixation sertains fragments de tumeurs à d&#39;autres expériences ou analyses si nécessaire. </li><li> Pour xénogreffe de fragments de tumeur, placer une partie des fragments HCC en un ou plusieurs tubes de microcentrifugation contenant suffisamment de Matrigel pour permettre aux fragments de rester submergées. Gardez ces tubes sur la glace. </li><li> Pour la préparation d&#39;une suspension de cellules tumorales, en utilisant la lame de scalpel chirurgical pour hacher le tissu HCC restant le plus possible et mélanger avec de 5 à 10 ml de DMEM-F12 dans un tube conique de 50 ml en fonction du volume du tissu haché. </li><li> Ajouter la collagénase de type IV et la dispase II, à des concentrations finales de 200 unités / ml et de 0,8 unités / ml, respectivement. Introduire à la pipette le mélange de haut en bas et en utilisant une pipette de 25 ml. </li><li> Sceller le tube et incuber le mélange de l&#39;étape 1.6 à 37 ° C dans un incubateur à dioxyde de carbone à 5% pendant 30 à 60 min en fonction de la douceur du tissu tumoral. Introduire à la pipette le mélange de haut en bas plusieurs fois toutes les 10 min pour évaluer les progrès de la digestion enzymatique. </li><li> Après diGestion est terminée, passer la solution de la tumeur à travers une passoire de 100 cellules um. Écraser doucement le tissu restant sur le tamis cellulaire en utilisant un embout de pipette de 25 ml pour activer le nombre maximal de cellules tumorales de passer à travers. Recueillir la suspension cellulaire dans un tube tendu conique de 15 ml. </li><li> Centrifuger la suspension de cellules tumorales à 1200 rpm pendant 5 min à 4 ° C. </li><li> Décanter doucement le surnageant. Selon la taille de la pastille, ajouter 2-5 ml de glace 1x froid de globules rouges (RBC) tampon de lyse et doucement pipette de haut en bas pour remettre le culot. Garder sur la glace pendant 5 min. </li><li> Ajouter DMEM-F12 pour un volume total de 15 ml et centrifuger à 1000 rpm pendant 5 min à 4 ° C pour laver le tampon de lyse RBC. </li><li> Décanter doucement le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire tumorale RBC-libre dans DMEM-F12. </li><li> Comptez le nombre de cellules viables à l&#39;aide exclusion au bleu trypan soit manuellement ou avec un compteur de cellules automatisé. </li><li> Des aliquotes de cellules de tumeur centrifugeuse contenant le numbe désiréer des cellules pour injection tel que décrit ci-dessus, remettre en suspension le culot cellulaire résultant dans 30 pl de Matrigel glacée, et conserver dans la glace. </li></ol> Facultatif: Après l&#39;étape 1.11, nous épuisons régulièrement CD45 + des cellules humaines (leucocytes) de la suspension de cellules tumorales en vrac et / ou purifier sous-ensembles de cellules tumorales par cytométrie de flux ou billes immunomagnétiques. Des protocoles détaillés de ces techniques sont bien décrites par les fabricants des anticorps pertinents, des perles et cytométrie de flux. Remarque: Le protocole décrit ci-dessus peut également être utilisé pour traiter des xénogreffes de tumeurs humaines récoltées à partir de souris afin d&#39;effectuer la transplantation de série, en remplaçant le tissu de xénogreffe de tissu de la première HCC humain dans l&#39;étape 1.1. Dans ce cas, après l&#39;étape 1.11, nous épuiser en routine d&#39;infiltration des cellules murines de la suspension de cellules en utilisant un anticorps contre l&#39;antigène d&#39;histocompatibilité de souris H2k. 2.Xénogreffes Effectuer toutes les procédures sur les animaux dans le respect des protocoles approuvés par le comité de protection des animaux. Les procédures décrites ci-dessus ont été accomplies sous un protocole spécifique d&#39;utilisation des animaux approuvé par le Comité de protection des animaux du University Health Network et selon le respect de tous les organismes compétents réglementaires et institutionnels, des règlements et des lignes directrices. Equipement pour l&#39;administration d&#39;agents anesthésiques volatiles inhalation de petits animaux doit être utilisé conformément aux procédures normalisées d&#39;exploitation de l&#39;installation de l&#39;animal et de l&#39;institut de recherche. Effectuer toutes les procédures chirurgicales utilisant une technique aseptique et des instruments stériles dans une enceinte de sécurité biologique de classe II. Utiliser non obèse diabétique immunodéficience combinée sévère (NOD / SCID) ou NOD / SCID / interleukine 2 récepteur gamma chaîne null (NSG) souches de souris des deux sexes à 6-8 semaines d&#39;âge (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Cessouris doit être installé et maintenu dans un établissement capable de fournir des conditions exemptes d&#39;agents pathogènes adaptés aux animaux immunodéficients. Préparer les souris pour la chirurgie dans une chambre d&#39;alimentation 5% (v / v) d&#39;inhalation d&#39;isoflurane dans 1 L / min d&#39;oxygène. Maintenir l&#39;anesthésie jusqu&#39;à ce que la perte du réflexe cornéen et des orteils chez l&#39;animal (s). Pour xénogreffe sous-cutanée, raser un ou plusieurs petites zones sur le dos de l&#39;animal (s) et nettoyer la peau avec 70% d&#39;éthanol. Pour xénogreffe intrahépatique, raser le thorax et l&#39;abdomen ventral de l&#39;animal (s) à partir du creux axillaire jusqu&#39;à la région inguinale et nettoyer la peau avec 70% d&#39;éthanol. 2.1 Implantation sous-cutanée de fragments de tumeur <ol><li> Placer la souris anesthésiée prédisposé maintien de l&#39;anesthésie par inhalation d&#39;isoflurane (2% (v / v) dans 1 L / min O 2) avec un embout buccal. Appliquer Tear-Gel pour protéger les yeux de l&#39;animal d&#39;une blessure traumatique. </li><li> Stériliser la zone rasée du dos (s) à la Bétadinelavage chirurgical suivi d&#39;éthanol à 70% et enfin avec une solution de povidone-iode. </li><li> Faire une incision de 5 mm de la peau avec des ciseaux aiguisés stériles. </li><li> Insérez un ciseau émoussé fermé doucement dans l&#39;espace sous-cutané et écartez doucement à développer une poche assez grande pour accueillir un fragment de la tumeur. </li><li> Insérez le fragment de la tumeur préparé à l&#39;étape 1.3 dans la poche sous-cutanée à l&#39;aide de pinces fines stériles. </li><li> Fermer l&#39;incision de la peau en utilisant des sutures ou des agrafes. </li><li> Fournir des soins postopératoires à la souris, comme décrit ci-dessous. </li></ol> 2.2 Injection sous-cutanée de cellules tumorales <ol><li> Préparer l&#39;animal tel que décrit dans les étapes 2.1.1 et 2.1.2. </li><li> Charger la suspension de cellules tumorales dans le Matrigel préparés à l&#39;étape 1.13 dans une seringue d&#39;insuline avec un 29 G 1/2 dans l&#39;aiguille. </li><li> Insérez l&#39;aiguille dans l&#39;espace sous-cutané et décharger le contenu de la seringue. Avancer les aiguilles de quelques millimètres le long du plan sous-cutané de distance from le lieu de la ponction de la peau qui empêche les fuites de la suspension de cellules tumorales sur le site de ponction lors du retrait de l&#39;aiguille. </li><li> Fournir des soins postopératoires à la souris, comme décrit ci-dessous. </li></ol> 2.3 Implantation intrahépatique de fragments de tumeurs <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un 27 G 1/2 dans l&#39;aiguille sur une seringue de 1 ml, 350 pi d&#39;administrer par voie sous cutanée d&#39;une solution stérile de sérum physiologique normal à la face dorsale du cou de l&#39;animal anesthésié pour compenser les pertes de fluide peropératoires. Pour l&#39;analgésie, l&#39;administration de 350 ul de solution saline normale stérile contenant de la buprénorphine (0,1 mg / kg) par voie sous cutanée sur le flanc de l&#39;animal, en utilisant une aiguille de 27 G 1/2-in sur une seringue de 1 ml. </li><li> Placez le décubitus dorsal de la souris sur un tampon de pré-chauffé avec le nez et la bouche placée à l&#39;intérieur de l&#39;embout buccal pour délivrer entretien de l&#39;anesthésie par inhalation d&#39;isoflurane (2% (v / v) à 1 L / min O 2). </li><li> Elargir les membres et les fixer avec du ruban adhésif à la surface d&#39;exploitation pour optimiser l&#39;exposition del&#39;abdomen et le thorax ventral. </li><li> Effectuez la procédure sous une lampe loupe pour optimiser la visualisation. </li><li> Stériliser la peau rasée de l&#39;abdomen et du thorax ventral avec lavage chirurgical Betadine suivie par 70% d&#39;éthanol et enfin avec une solution de povidone-iode. </li><li> Avec des ciseaux pointus stériles, faire une incision transversale de la peau sous-costale bilatérale et diviser les couches musculaires à entrer dans la cavité péritonéale pour permettre une exposition suffisante de l&#39;ensemble du foie. </li><li> Placez un point dans la peau au-dessus de la pointe du sternum et le fixer à l&#39;embouchure avec du ruban afin de permettre une meilleure exposition du foie et les structures environnantes. </li><li> Utilisez deux applicateurs de coton-tige adjacentes et postérieure au foie pour le stabiliser. </li><li> Faire une incision de 3 mm de longueur et de la profondeur à la surface du foie en utilisant une lame de scalpel n ° 10 stérile. </li><li> Appliquer immédiatement Surgicel et une légère pression sur le site de l&#39;incision pour atteindre l&#39;hémostase; retirer après 60-90 secet procéder seulement si l&#39;hémostase complète a été atteint. </li><li> Placez un fragment de la tumeur étape 1.3 dans l&#39;incision du foie avec des pinces fines stériles ou avec une aiguille 18 G. </li><li> Application d&#39;un petit morceau de Surgicel sur l&#39;incision du foie pour empêcher le déplacement du fragment de la tumeur et d&#39;assurer l&#39;hémostase suite. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures ou des agrafes. </li><li> Fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous </li></ol> 2.4 Implantation intrahépatique des cellules tumorales par injection directe dans le foie <ol><li> Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.7 ci-dessus. </li><li> Charger la suspension de cellules tumorales (préparé à l&#39;étape 1.13) dans une seringue d&#39;insuline en utilisant un 29 G 1/2 dans l&#39;aiguille. </li><li> Avec le foie stabilisée à l&#39;aide d&#39;un applicateur coton-tige, insérer l&#39;aiguille de la seringue de l&#39;insuline dans le foie et de faire avancer la pointe de quelques millimètres au-delà du site de ponction selon un plan sous-capsulaire. </li><li> Décharger doucement le contenu de la seringue et tpoule supprimer l&#39;aiguille du foie. </li><li> Lieu Surgicel-dessus du site de ponction et appliquer une légère pression avec un coton-tige pour empêcher une fuite de la suspension de cellules tumorales et de réaliser une hémostase complète. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous. </li></ol> 2.5 xénogreffe intrahépatique des cellules tumorales par injection dans le Spleen <ol><li> Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.5 ci-dessus. </li><li> Avec des ciseaux pointus stériles, font 1 cm à gauche incision sous-costale à entrer dans la cavité péritonéale. </li><li> Utilisez un coton-tige pour tenir compte de l&#39;estomac crânienne et à droite de l&#39;animal afin d&#39;exposer la rate. </li><li> En manipulant les tissus adipeux entourant avec des pinces atraumatiques fines stériles, fournir la rate dans l&#39;incision et placer un coton-tige derrière la rate pour le stabiliser. </li><li> En utilisant 5-0 suture de soie, le lieuun nœud pré-noué lâche autour de la rate au-dessus du pôle inférieur. </li><li> Charger la suspension de cellules tumorales (préparé à l&#39;étape 1.13) dans une seringue d&#39;insuline en utilisant un 29 G 1/2 dans l&#39;aiguille. </li><li> Insérez l&#39;aiguille de la seringue de l&#39;insuline dans le pôle inférieur de la rate et avancer au-delà du niveau du nœud pré-noué lâche. </li><li> Décharger lentement le contenu de la seringue, retirez l&#39;aiguille de la rate, et serrer le nœud pour empêcher toute fuite de la suspension de cellules tumorales injectées. </li><li> Remplacer la rate dans la cavité péritonéale. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous. </li></ol> 2.6 hépatectomie partielle pour faciliter intrahépatique prise de greffe de tissu tumoral humain <ol><li> Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.7. </li><li> Avec des ciseaux pointus stériles, diviser le ligament falciforme attaché au lobe médian du foie. </li><li> En utilisant un coton-tige, mobiliserle lobe gauche du foie et de la position d&#39;un noeud lâche pré-noué de 5-0 suture en soie autour du lobe gauche. Avancer le noeud lâche aussi près que possible vers le pédicule bilio-vasculaire du lobe gauche et serrer le noeud. </li><li> Exciser le lobe distal gauche à la ligature à l&#39;aide de ciseaux stériles, laissant un petit moignon pour empêcher le glissement du nœud et l&#39;hémorragie subséquente. </li><li> En utilisant une technique similaire, et ligaturer réséquer la majorité du lobe médian du foie, ce qui évite la vésicule biliaire. </li><li> Utilisation Surgicel et une légère pression avec un coton-tige le long des surfaces du parenchyme hépatique de coupe pour réaliser une hémostase complète. </li><li> Pour xénogreffe intrahépatique d&#39;un fragment de la tumeur ou les cellules tumorales, procéder aux étapes 2.3.8 à 2.3.11 ou 2.4.2 à 2.4.5, comme décrit ci-dessus. </li><li> Pour xénogreffe intrahépatique des cellules tumorales par injection splénique, utiliser des applicateurs de coton-tige pour refléter doucement l&#39;estomac crânienne et à droite de l&#39;animal, exposing la rate. Suivre les étapes 2.5.4 à 2.5.9, comme décrit ci-dessus. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous. </li></ol> 2.7 Soins postopératoires <ol><li> Débranchez la souris de l&#39;anesthésie par inhalation porte-parole. </li><li> Placez la souris dans une cage sous une lampe chauffante pendant environ 20 min jusqu&#39;à ce que récupéré de l&#39;anesthésie et de mobiliser pleinement. </li><li> Répétez la dose de buprénorphine chaque 8-12 heures pendant les 2-3 premiers jours postopératoires. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Nous avons décrit une variété de techniques pour mettre en place sous-cutanée et intra-hépatiques xénogreffes de HCC humain dans des souris immunodéficientes qui peut être appliquée à une grande variété de questions et des dosages expérimentaux. Bien que des xénogreffes sous-cutanées ont été largement utilisés pour étudier les différents aspects de la biologie HCC, xénogreffes intra-hépatiques sont rarement décrites dans la littérature. En outre, la majorité des études décrivant l&#39;utilisat...

Le carcinome hépatocellulaire (CHC) est le cinquième cancer le plus répandu dans le monde et la cause la plus rapidement croissante de décès par cancer en Amérique du Nord. Le facteur de risque le plus répandu pour le HCC est la cirrhose du foie, survenant le plus souvent due à l&#39;hépatite virale chronique, l&#39;abus d&#39;alcool, maladie auto-immune, ou de troubles métaboliques héréditaires 1. En dépit de la lourde charge de morbidité imposé par HCC sur les populations à travers le monde, la physiopathologie de la HCC est relativement mal compris par rapport à d&#39;autres cancers communs tels que colorectal, du sein ou le cancer de la prostate. Par exemple, les événements moléculaires et cellulaires spécifiques tumorigenèse route restent à être clairement définies 2. Comme la plupart des autres cancers épithéliaux solides, des approches génomiques ont révélé une hétérogénéité dans les aberrations associées à HCC 3. Un certain nombre d&#39;études ont mis en évidence l&#39;activité d&#39;une variété de troubles des voies de signalisation impliquées dans la prolifération cellulaire, sursurvie, la différenciation, l&#39;angiogenèse et 4. En outre, le rôle des cellules souches du cancer dans le CHC pathobiology reste à préciser 5. Avec une compréhension limitée de la HCC physiopathologie, l&#39;arsenal des traitements efficaces pour HCC est également restée relativement limitée. Patients à un stade précoce avec des tumeurs confinées au foie sont candidats à un traitement curatif par ablation de la tumeur ou une résection chirurgicale, mais les récidives sont fréquentes. Pour les patients atteints de la maladie plus avancé, chimiothérapie et la radiothérapie sont d&#39;une efficacité limitée et sont utilisés principalement pour le contrôle de la maladie avec l&#39;intention palliatifs 6. De haute qualité in vivo sur des modèles expérimentaux de CHC humain fournit ainsi une plate-forme précieuse pour la recherche de base indispensable dans la physiopathologie de la HCC humaine ainsi que pour l&#39;évaluation de nouvelles approches thérapeutiques. Par rapport à l&#39;utilisation de lignées cellulaires ou des modèles de souris hautement définis, de xénogreffes de priMary les tumeurs humaines chez des souris immunodéficientes sont apparus comme des outils précieux pour de telles études, car ils sont capables de récapituler la maladie humaine avec une grande fidélité, tout en capturant l&#39;hétérogénéité qui est présente dans et entre les différents patients 7,8. À cette fin, nous avons développé une variété de méthodes pour établir des xénogreffes de HCC humaines dans des souris immunodéficientes. Alors que la majorité des études publiées portant sur des xénogreffes HCC décrivent l&#39;utilisation de lignées de cellules HCC humain bien établies à cet effet, nous nous sommes concentrés sur l&#39;optimisation de nos analyses pour générer des xénogreffes de spécimens de HCC primaires obtenues immédiatement après la résection chirurgicale des patients. Différentes techniques de la xénogreffe peut être nécessaire pour différentes applications de recherche. Par exemple, les xénogreffes sous-cutanées générés à partir de fragments de tumeurs sont générées rapidement, sont faciles à suivre, et peut-être plus approprié pour l&#39;administration locale de nouvelles thérapies avec pratiquela surveillance de la réponse tumorale. Xénogreffes intra-hépatiques peuvent être plus pertinentes pour les études relatives au rôle du microenvironnement hépatique chez HCC biologie. Xénogreffes générés à partir des suspensions de cellules tumorales sont nécessaires pour l&#39;identification et la caractérisation des sous-populations de cellules tumorales, ou pour initier expériences exigeant manipulations in vitro de cellules tumorales avant la xénotransplantation. Nous avons donc mis au point et validé les protocoles suivants pour établir des xénogreffes sous-cutanées ou intra-hépatiques à partir de suspensions de cellules ou de fragments de tumeurs provenant de spécimens de HCC humain primaire.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco's Mod. Eagle Medium/Ham's F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)</td>
			<td>WISENT Bioproducts</td>
			<td>319-075-CL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase TypeIV</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5138</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Stemcell Technologies</td>
			<td>7923</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Matrix</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>354234</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 % Buffered Formalin solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile</td>
			<td>House Brand</td>
			<td>1011-L8001</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine surgical scrub</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>NPN 00158313</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LORIS 10% PVP-I Solution</td>
			<td>LERNA Pharma Inc.</td>
			<td>109-09</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td>
			<td>M60302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tear-Gel</td>
			<td>Novartis Pharmaceuticals</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen section compound</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95057-838</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryomold, Tissue -Tek</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td>4566</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 18G 1 &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 27G &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305109</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G&frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>309301</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade No.10</td>
			<td>Feather Safety Razor Co.</td>
			<td>08-916-5A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle</td>
			<td>Syneture</td>
			<td>VS-880</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore surgical tape</td>
			<td>3M Health care</td>
			<td>1577-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton applicator</td>
			<td>Medpro</td>
			<td>018-425</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgicel, oxidized regenerated cellulose</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>1951</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer 100 &mu;m nylon</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnification lighting with mobile base</td>
			<td>Benson medical Industries Inc.</td>
			<td>model: RLM-CLT-120V</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petridish sterile 100x20 mm</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>821474</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson dressing forcep 4-3/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-220</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A19-560</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A12-142</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, curved, 4-1/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-690</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, straight, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-684</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A17-228</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice

In vivo sur des modèles expérimentaux de carcinome hépatocellulaire (HCC) qui récapitulent la maladie humaine fournissent une plate-forme précieuse pour la recherche dans la physiopathologie de la maladie et pour l&#39;évaluation préclinique de nouvelles thérapies. Nous présentons une variété de méthodes pour générer des sous-cutanée ou orthotopique xénogreffes de HCC humain dans des souris immunodéficientes qui pourrait être utilisé dans une variété d&#39;applications de recherche. En mettant l&#39;accent sur l&#39;utilisation de tissu de tumeur primaire provenant de patients subissant une résection chirurgicale en tant que point de départ, nous décrivons la préparation de suspensions de cellules ou fragments de tumeurs de xénogreffes. Nous décrivons des techniques spécifiques pour ces tissus xénogreffe i) par voie sous cutanée, ou ii) intrahepatically, soit par implantation directe des cellules tumorales ou des fragments dans le foie, ou indirectement par l&#39;injection des cellules dans la rate de la souris. Nous décrivons également l&#39;utilisation d&#39;une résection partielle du foie de la souris native au moment de la xénogreffe comme stratégie pourinduire un état de régénération active du foie chez la souris de destinataire qui peut faciliter la prise de greffe intrahépatique de cellules primaires de tumeurs humaines. Les résultats attendus de ces techniques sont illustrées. Les protocoles décrits ont été validées avec des droits primaire échantillons et les xénogreffes HCC, qui effectuent généralement moins robuste que les lignées de cellules HCC humain bien établies qui sont largement utilisés et souvent citées dans la littérature. En comparaison avec des lignées cellulaires, nous discutons des facteurs qui peuvent contribuer à la relativement faible chance de greffe de HCC primaire dans les modèles de xénotransplantation et de commenter sur les questions techniques qui peuvent influencer la cinétique de la croissance de xénogreffes. Nous proposons également des méthodes qui devraient être appliquées pour s&#39;assurer que les xénogreffes obtenus ressemblent précisément tissus HCC mères.

La figure 3 montre l&#39;aspect typique d&#39;une xénogreffe de carcinome hépatocellulaire humain sous-cutané et l&#39;apparition correspondante histopathologique de la tumeur. Le développement et la croissance de xénogreffes sous-cutanées peuvent être facilement suivies par l&#39;examen quotidien des souris receveuses. L&#39;intervalle de temps entre la xénogreffe et le développement d&#39;une tumeur peut varier considérablement en fonction du type de tissu (fragment de tumeur par rapport à ...

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Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

Xénogreffes de tumeurs humaines dans des souris immunodéficientes sont des outils précieux pour étudier la biologie du cancer. Des protocoles spécifiques pour générer des xénogreffes sous-cutanées et intra-hépatiques à partir de cellules humaines de carcinome hépatocellulaire ou des fragments de tumeur sont décrits. La régénération du foie induite par une hépatectomie partielle dans les souris receveuses sont présentées en tant que stratégie pour faciliter la prise de greffe intrahépatique.

Génération de sous-cutanée et intra-hépatique droits de carcinome hépatocellulaire xénogreffes chez la souris immunodéficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

generation-subcutaneous-intrahepatic-human-hepatocellular-carcinoma

Research

JoVE Journal

Medicine

35.7K vues.  University Health Network.  Xénogreffes de tumeurs humaines dans des souris immunodéficientes sont des outils précieux pour étudier la biologie du cancer. Des protocoles spécifiques pour générer des xénogreffes sous-cutanées et intra-hépatiques à partir de cellules humaines de carcinome hépatocellulaire ou des fragments de tumeur sont décrits. La régénération du foie induite par une hépatectomie partielle dans les souris receveuses sont présentées en tant que stratégie pour faci...

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Mammary Transplantation of Stromal Cells and Carcinoma Cells in C57BL/6J Mice

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular through transplantation of stromal cells and epithelial cells in the mammary gland of mice. Current transplantation models often involve the use of immunocompromised mice due to the different genetic backgrounds of stromal cells and epithelial cells. Extracellular matrices are often used to embed the two different cell types for consistent cell-cell interactions, but involve the use of Matrigel or rat tail collagen, which are immunogenic substrates. The lack of functional T cells from immunocompromised mice prevents accurate assessment of stromal cells on mammary tumor progression in vivo, with important implications on drug development and efficacy. Moreover, immunocompromised mice are costly, hard to breed and require special care conditions. To overcome these obstacles, we have developed an approach to orthotopically transplant stromal cell and epithelial cells into mice from the same genetic background to induce consistent tumor formation. This system involves harvesting normal, carcinoma associated fibroblasts, PyVmT mammary carcinoma cells and collagen from donor C57BL/6J mice. The cells are then embedded in collagen and transplanted in the inguinal mammary glands of female C57BL/6J mice. Transplantation of PyVmT cells alone form palpable tumors 30-40 days post transplantation. Endpoint analysis at 60 days indicates that co-transplantation with fibroblasts enhances mammary tumor growth compared to PyVmT cells transplanted alone. While cells and matrix from C57BL/6J mice were used in these studies, the isolation of cells and matrix and transplantation approach may be applied towards mice from different genetic backgrounds demonstrating versatility. In summary, this system may be used to investigate molecular interactions between stromal cells and epithelial cells, and overcomes critical limitations in immunocompromised mouse models.

In this report, we demonstrate a system to isolate and culture donor cells from the mouse mammary gland, and orthotopically transplant these cells in recipient mice to analyze stromal: epithelial interactions during mammary tumor development.

Transplantation mammaires de cellules stromales et les cellules de carcinome chez les souris C57BL/6J

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular ...

Recherche

Médecine

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of extracellular matrix (ECM) and a variety of mesenchymal cells, including fibroblasts, myofibroblasts, endothelial cells, pericytes and leukocytes 1-3.
The tumour-associated stroma is responsive to substantial paracrine signals released by neighbouring carcinoma cells. During the disease process, the stroma often becomes populated by carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) including large numbers of myofibroblasts. These cells have previously been extracted from many different types of human carcinomas for their in vitro culture. A subpopulation of CAFs is distinguishable through their up-regulation of &alpha;-smooth muscle actin (&alpha;-SMA) expression4,5. These cells are a hallmark of 'activated fibroblasts' that share similar properties with myofibroblasts commonly observed in injured and fibrotic tissues 6. The presence of this myofibroblastic CAF subset is highly related to high-grade malignancies and associated with poor prognoses in patients.
Many laboratories, including our own, have shown that CAFs, when injected with carcinoma cells into immunodeficient mice, are capable of substantially promoting tumourigenesis 7-10. CAFs prepared from carcinoma patients, however, frequently undergo senescence during propagation in culture limiting the extensiveness of their use throughout ongoing experimentation. To overcome this difficulty, we developed a novel technique to experimentally generate immortalised human mammary CAF cell lines (exp-CAFs) from human mammary fibroblasts, using a coimplantation breast tumour xenograft model.
In order to generate exp-CAFs, parental human mammary fibroblasts, obtained from the reduction mammoplasty tissue, were first immortalised with hTERT, the catalytic subunit of the telomerase holoenzyme, and engineered to express GFP and a puromycin resistance gene. These cells were coimplanted with MCF-7 human breast carcinoma cells expressing an activated ras oncogene (MCF-7-ras cells) into a mouse xenograft. After a period of incubation in vivo, the initially injected human mammary fibroblasts were extracted from the tumour xenografts on the basis of their puromycin resistance 11.
We observed that the resident human mammary fibroblasts have differentiated, adopting a myofibroblastic phenotype and acquired tumour-promoting properties during the course of tumour progression. Importantly, these cells, defined as exp-CAFs, closely mimic the tumour-promoting myofibroblastic phenotype of CAFs isolated from breast carcinomas dissected from patients. Our tumour xenograft-derived exp-CAFs therefore provide an effective model to study the biology of CAFs in human breast carcinomas. The described protocol may also be extended for generating and characterising various CAF populations derived from other types of human carcinomas.

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) rich in myofibroblasts present within the tumour stroma, play a major role in driving tumour progression. We developed a coimplantation tumour xengraft model for experimentally generating CAFs from human mammary fibroblasts. The protocol describes how to establish CAF myofibroblasts that acquire an ability to promote tumourigenesis.

Génération expérimentale de carcinome Associated fibroblastes (CAF) à partir des fibroblastes mammaires

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Induction du envahissantes Transitional cancer de la vessie cellulaire dans immunitaire humain MUC1 souris transgéniques intactes: un modèle pour le développement d&#39;immunothérapie

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live animal &#8211;&#160;particularly in sites with unique physiological and architectural qualities such as the brain. In vitro and ectopic models cannot account for features such as vasculature, blood brain barrier, metabolism, drug delivery and toxicity, and a host of other relevant factors. Orthotopic models have their limitations too, but with proper technique tumor cells of interest can be accurately engrafted into tissue that most closely mimics conditions in the human brain. By employing methods that deliver precisely measured volumes to accurately defined locations at a consistent rate and pressure, mouse models of human brain tumors with predictable growth rates can be reproducibly created and are suitable for reliable analysis of various interventions. The protocol described here focuses on the technical details of designing and preparing for an intracranial injection, performing the surgery, and ensuring successful and reproducible tumor growth and provides starting points for a variety of conditions that can be customized for a range of different brain tumor models.

The brain is a unique site with qualities that are not well represented by in vitro or ectopic analyses. Orthotopic mouse models with reproducible location and growth characteristics can be reliably created with intracranial injections using a stereotaxic fixation instrument and a low pressure syringe pump.

Création anatomique précise et reproductible intracrânienne xénogreffes de tumeurs cérébrales humaines

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane (CAM) Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and highly vascularized, making it an ideal system for tumor implantation. Furthermore, the CAM contains extracellular matrix proteins such as fibronectin, laminin, collagen, integrin alpha(v)beta3, and MMP-2, making it an attractive model to study tumor invasion and metastasis. Scientists have long taken advantage of the physiology of the CAM by using it as a model of angiogenesis. More recently, the CAM assay has been modified to work as an in vivo xenograft model system for various cancers that bridges the gap between basic in vitro work and more complex animal cancer models. The CAM assay allows for the study of tumor growth, anti-tumor therapies, and pro-tumor molecular pathways in a biologically relevant system that is both cost- and time-effective. Here, we describe the development of CAM xenograft model of hepatocellular carcinoma (HCC) with embryonic survival rates of up to 93% and reliable tumor take leading to growth of three-dimensional, vascularized tumors.

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane CAM Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) is immunodeficient and highly vascularized, making it a natural in vivo model of tumor growth and angiogenesis. In this protocol, we describe a reliable method of growing three-dimensional, vascularized hepatocellular carcinoma (HCC) tumors using the CAM assay.

La<em&gt; En Ovo</em&gt; Chick chorioallantoïque membrane (CAM) Assay comme un modèle de xénogreffe efficace de carcinome hépatocellulaire

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and ...

Th17 Inflammation Model of Oropharyngeal Candidiasis in Immunodeficient Mice

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of infection-induced immunopathology. Although Th17 cells are implicated in antifungal defense, their role in immunopathology is unclear. This study presents a method for establishing oral Th17 immunopathology associated with oral candidal infection in immunodeficient mice. The method is based on reconstituting lymphopenic mice with in vitro cultured Th17 cells, followed by oral infection with Candida albicans (C. albicans). Results show that unrestrained Th17 cells result in inflammation and pathology, and is associated with several measurable read-outs including weight loss, pro-inflammatory cytokine production, tongue histopathology and mortality, showing that this model may be valuable in studying OPC immunopathology. Adoptive transfer of regulatory cells (Tregs) controls and reduces the inflammatory response, showing that this model can be used to test new strategies to counteract oral inflammation. This model may also be applicable in studying oral Th17 immunopathology in general in the context of other oral diseases.

Although Candida infection models are available to study host immune resistance, a model to study T cell mediated immunopathology in the context of Candida infection is absent. Here we describe a method to establish Th17 immunopathology associated with oral Candida infection in immunodeficient mice.

Th17 Inflammation modèle de la candidose oropharyngée chez des souris immunodéficientes

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of ...

A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of cancer metastasis are still unclear. Animal models are essential for elucidating the mechanisms and for evaluating novel strategies for the treatment of metastatic cancers. Here, an in-depth description of a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model for exploring the mechanisms of metastasis of solid organ tumors is provided. The survival surgical implantation of BNL 1ME A.7R.1 mouse hepatocellular carcinoma cells directly into the liver (the organ of origin) of the inbred wild-type immune competent laboratory mouse strain, BALB/c is described. The success and reproducibility of this methodology recommends it for widespread use in elucidating the biological mechanisms of solid organ cancer metastasis.

A &quot;Patient-Like&quot; Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The metastatic spread of cancer is the major cause of cancer-related deaths. We provide an in-depth description of our survival surgery methodology for establishing a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model system for studying the mechanisms of metastasis in solid organ tumors.

Un «Patient-Like&quot; Orthotopique Syngénique modèle de souris de carcinome hépatocellulaire Métastases

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Sous-cutanée perfusion d&#39;angiotensine II utilisant osmotique Pompes Induit anévrismes de l&#39;aorte chez la souris

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Appauvrissement des cellules de souris de xénogreffes de tumeurs humaines améliore de manière significative l&#39;analyse en aval des cellules cibles

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Expression of Exogenous Cytokine in Patient-derived Xenografts via Injection with a Cytokine-transduced Stromal Cell Line

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying the mechanisms of normal and malignant hematopoiesis and are the gold standard for identifying effective chemotherapies for many malignancies. PDX models are possible because many of the mouse cytokines also act on human cells. However, this is not the case for all cytokines, including many that are critical for studying normal and malignant hematopoiesis in human cells. Techniques that engineer mice to produce human cytokines (transgenic and knock-in models) require significant expense before the usefulness of the model has been demonstrated. Other techniques are labor intensive (injection of recombinant cytokine or lentivirus) and in some cases require high levels of technical expertise (hydrodynamic injection of DNA). This report describes a simple method for generating PDX mice that have exogenous human cytokine (TSLP, thymic stromal lymphopoietin) via weekly intraperitoneal injection of stroma that have been transduced to overexpress this cytokine. Use of this method provides an in vivo source of continuous cytokine production that achieves physiological levels of circulating human cytokine in the mouse. Plasma levels of human cytokine can be varied based on the number of stromal cells injected, and cytokine production can be initiated at any point in the experiment. This method also includes cytokine-negative control mice that are similarly produced, but through intraperitoneal injection of stroma transduced with a control vector. We have previously demonstrated that leukemia cells harvested from TSLP-expressing PDX, as compared to control PDX, exhibit a gene expression pattern more like the original patient sample. Together the cytokine-producing and cytokine-negative PDX mice produced by this method provide a model system that we have used successfully to study the role of TSLP in normal and malignant hematopoiesis.

Described here is a method for producing exogenous cytokine in patient-derived xenograft (PDX) mice via weekly intraperitoneal injection of a cytokine-transduced stromal cell line. This method broadens the utility of PDX and provides the option for transient or sustained exogenous cytokine delivery in a multitude of PDX models.

Expression de la cytokine exogène dans les xénogreffes dérivées par un patient par injection avec une lignée cellulaire Stromal transduites par une cytokine

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying ...