The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Déclaration éthique: Des études sur souris sont exécutées avec l&#39;approbation de l&#39;Université du Kentucky institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation Comité (IACUC numéro de protocole: 2006-0009). Les souris sont euthanasiées à la cessation en utilisant un cocktail surdose de kétamine (~ 210 mg / kg) et de xylazine (~ 30 mg / kg). 1. Calcul du montant AngII NOTE: Ce protocole utilise l&#39;exemple de la perfusion de AngII (1,000 ng / kg / min) pendant 4 semaines à 4 récepteur des LDL mâle - / - souris nourris avec un régime pauvre en graisses saturées enrichi. <ol><li> Peser étudier souris avant de calculer le montant de AngII nécessaire pour perfusion. </li><li> Utilisez le modèle (tableau 1) pour calculer la masse AngII nécessaire pour l&#39;expérience. Utilisez le &quot;Mean taux de pompage&quot;, a indiqué dans l&#39;Instruction de pompes que le «taux de pompage&quot; à l&#39;étape 4 du modèle. Dans le modèle, fiche étapes: 1 - 5 manuellement, et les étapes 6 - 10 sont calculées automatiquement. <ol><li> Dans le modèle, on suppose quesouris gagnera 1 g de poids corporel pendant la perfusion de AngII 1000 ng / kg / min pendant 4 semaines. NOTE: Chaque souris peut avoir gain de poids de corps très différents qui dépendra de nombreuses variables, comme souche de souris et l&#39;alimentation. Nous utilisons régulièrement &quot;0&quot; ou &quot;1 g&quot; sur la base de notre propre expérience des études précédentes. </li><li> Calculer un 300 pi volume total de solution AngII pour chaque souris puisque chaque pompe nécessite environ 250 pi. </li></ol></li></ol> 2. Dissolution de AngII <ol><li> Magasin lyophilisé flacons Angll à -20 ° C. Equilibrer flacons Angll à RT avant l&#39;ouverture. </li><li> Peser la masse AngII calculée (7,3 mg, comme indiqué dans le tableau 1) dans un tube en plastique stérile. REMARQUE: Par Merck Index, ne pas utiliser des tubes de verre pour la dissolution depuis une solution aqueuse de AngII a une forte affinité pour la liaison au verre. </li><li> Ajouter le volume calculé de solution saline stérile (1.200 μl) dans le tube en plastique contenant le lyophilisé AngII, casquette, et bien mélanger par inversion jusqu&#39;à ce que la solution est claire. </li><li> Numéros étiquette de souris n ° 1, n ° 2, n ° 3 et n ° 4 sur les tubes en plastique stériles individuels avec des bouchons (0,5 - 1,5 ml). Préparer la solution AngII sous une hotte laminaire pour chaque souris par rapport au poids corporel, tel que calculé à l&#39;étape 1.2 et le Tableau 1. <ol><li> Par exemple, une pipette 3,6 solution saline stérile ul dans le tube n ° 1, puis la solution AngII 296,4 pi, et bien mélanger par aspiration et doucement. </li></ol></li><li> Numéros étiquette de la souris sur des tubes en plastique avec des bouchons (4 ml; stérile). Ceux-ci seront utilisés pour l&#39;incubation de pompes comme décrit à l&#39;étape 3.13. </li></ol> 3. pompe osmotique Remplissage <ol><li> Obtenir pompes en deux parties distinctes: le corps principal de la pompe et le modérateur d&#39;écoulement (Figure 1). Chaque boîte a 10 organes de la pompe et les modérateurs de flux qui sont emballés individuellement. Notez le numéro de lot. NOTE: Toujours porterdes gants parce que les huiles transférés des mains à l&#39;enveloppe extérieure de pompes seront négativement affecter la fonction de pompage. Utilisez des gants stériles, de la gaze, des tubes, l&#39;aiguille de remplissage, et peser bateaux pour préparer les pompes, pour éviter le risque d&#39;infection de l&#39;implant. </li><li> Ouvrez seulement le nombre de corps de pompe et les modérateurs de flux nécessaires à l&#39;étude, que ceux-ci ne peuvent pas être stockées une fois ouvert. Si plus de 10 pompes sont nécessaires, veiller à ce que les numéros de lot des pompes sont les mêmes pour une étude, puisque les pompes de différents numéros de lot ont différente volume moyen de remplissage et pompe Taux. </li><li> Peser chaque pompe (comprenant à la fois le corps principal et le modérateur d&#39;écoulement), et noter le poids à 4 décimales (par exemple, 1,1443 g de la souris n ° 1). Ce poids, appelé &quot;Poids Pompe vide&quot; dans le modèle (tableau 1), sera utilisé pour calculer le ratio rempli. </li><li> Fixez l&#39;aiguille de remplissage de la pompe à une seringue stérile de 1 cc et remplissez soigneusement la seringue avec une solution AngII de la manière appropriéetube en plastique numérotée. Il est important d&#39;éviter l&#39;aspiration d&#39;air dans la seringue. </li><li> Retirez toutes les bulles d&#39;air de la seringue soigneusement tandis que l&#39;aiguille est positionnée vers le bas. Gardez l&#39;aiguille / seringue dans cette position pour empêcher l&#39;introduction de bulles dans la pompe. </li><li> Insérez délicatement l&#39;aiguille de remplissage dans le corps de la pompe. Avancer la pointe de l&#39;aiguille dans la pompe. Ne posez pas la pointe de l&#39;aiguille fermement sur le fond de la pompe. </li><li> Poussez le piston de la seringue lentement à remplir la pompe avec une solution AngII. Une ombre sombre à l&#39;intérieur de la pompe indique le niveau de remplissage. Le volume de remplissage est d&#39;environ 246 pi, selon les instructions. </li><li> Arrêter de remplir la pompe et retirer délicatement l&#39;aiguille dès qu&#39;un cordon de fluide monte sur la pompe. </li><li> Insérez le modérateur d&#39;écoulement dans la pompe à travers le trou sur le dessus du corps de la pompe jusqu&#39;à pas d&#39;écart est observée entre la tête du modérateur d&#39;écoulement et le haut du corps de la pompe (Figure 1). </li><li> Insertion de moderatou dans le corps de pompe conduit à une certaine fuite de fluide à partir de l&#39;ouverture du modérateur d&#39;écoulement. Épongez soigneusement tout le fluide supplémentaire qui aurait fui pendant le placement de modérateurs. </li><li> Peser pompe remplie. Noter le poids sous la rubrique «Pompe Poids rempli&quot; dans le modèle. </li><li> Calculer le taux de remplissage (en%) = (Pompe Poids &quot;rempli&quot; - &quot;vide&quot;) x 1,000 / signifie le volume de remplissage x 100. <ol><li> Calculer le taux de remplissage, comme indiqué dans le tableau 1. Idéalement, le taux de remplissage doit être égale ou supérieure à 100%. Pompe de recharge si le taux de remplissage est &lt;95% (impliquant que les bulles d&#39;air peut être présent dans la pompe). </li></ol></li><li> Placez la pompe remplie dans le tube étiqueté 4 ml (étape 2.5) avec la tête de modérateur vers le haut. Ajouter un volume suffisant de solution saline stérile pour couvrir la pompe. Maintenez la pompe dans le tube de solution saline jusqu&#39;à l&#39;implantation. </li><li> Placer les tubes dans un incubateur à 37 ° C. Incuber pompes O / N (au moins 12 h) afin de permettre l&#39;amorçage partiel, puis implanter dans des souris. PompeING du AngII commence environ 24 heures après l&#39;implantation, ce qui permet aux souris de se remettre de la chirurgie avant toute contrainte potentielle découlant pendant la perfusion AngII. </li></ol> 4. Préparation de la pompe Implantation <ol><li> Autoclave (mode de gravité, le cycle de séchage, 15 min) de la gaze, des cotons-tiges et les outils chirurgicales, y compris ciseaux, hémostatique, pinces, agrafes, et agrafeuse au moins 1 jour avant la chirurgie. </li><li> Dans une pièce de procédure, préparer vaporisateur pour l&#39;anesthésie à l&#39;isoflurane. Ouvrez champs stériles dans une hotte à flux laminaire, et placez cône de nez pour isoflurane. Placez la bétadine, 70% d&#39;éthanol, de l&#39;eau stérile, stérilisateur à billes, hydro antiseptique, tampons, de la gaze, et les pompes remplis dans une hotte laminaire. </li><li> Don d&#39;un masque et blouse, puis ouvrent un champ externe dans une hotte laminaire avec les mains propres. Mettez des gants stériles et d&#39;ouvrir le pack intérieur stérile. </li></ol> 5. Procédure chirurgicale d&#39;implantation des pompes <ol><li> Placez la souris dans une cham d&#39;inductionBer afflux de l&#39;isoflurane à un taux de 1,5 de débit - 2%. Surveiller la souris pour un 2 supplémentaire - 3 min après décubitus. Rasez une zone de la taille d&#39;un quart, sur l&#39;épaule gauche ou à droite. </li><li> Placer la souris dans une hotte laminaire, avec son nez en affleurement avec un cône relié à écoulement isoflurane (Figure 2A). Placez la tête de la souris vers la main dominante du chirurgien. Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux de souris pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. Assurez-vous que la souris n&#39;a pas de réponse à la stimulation de la douleur avant la chirurgie. Par exemple, la réponse de la pédale est un bon indicateur pour la douleur. </li><li> Swab et essuyez zone rasée avec de la bétadine, suivie de trois lingettes avec 70% d&#39;éthanol. Don ou changer de gants stériles. </li><li> Utiliser un scalpel chirurgical pour faire une incision de 1 cm ~ derrière l&#39;oreille sur l&#39;omoplate de la jambe avant. Cette incision doit être perpendiculaire à la queue. Utilisez soin de couper les tissus que la peau et non sous-jacent. </li><li> Maintenez forcEPS dans une main pour ouvrir l&#39;incision, et utiliser l&#39;autre main pour faire un tunnel sous-cutanée sous la peau à l&#39;aide d&#39;une pince hémostatique (figure 2B). </li><li> Avancez pointe hémostatique vers la queue, et de créer une poche pour la pompe. Ceci est réalisé en ouvrant soigneusement les mâchoires de la pince hémostatique sous la peau pour ouvrir une poche. Retirer la pince hémostatique de l&#39;incision. </li><li> Insérez la pompe dans l&#39;incision avec la tête de modérateur positionné à l&#39;arrière de la souris (figure 2C). Poussez doucement la pompe complètement dans la poche. Il devrait y avoir suffisamment d&#39;espace libre pour fermer la plaie sans tension ou étirement de la peau. </li><li> Une fois que la pompe a été insérée, pincez fermement les deux côtés de l&#39;incision, de sorte redresser les bords se rencontrent, et placer 1 ou 2 clips pour fermer la plaie (figure 2D). Inspecter le site de l&#39;incision pour assurer qu&#39;il y ait une fermeture complète de la plaie, et que la pompe est en appui directement sur le site. </li><li> Appliquer la crème de lidocaïne(4% en poids / poids) avec un chiffon propre souris coton swab.Remove du cône de nez, et le placer sur un coussin chauffant jusqu&#39;à ce qu&#39;il reprenne conscience. Après la récupération, la souris est ramené dans sa cage. </li><li> Placez les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur à billes pendant 10 secondes entre les souris. Autoriser les appareils se refroidir avant de l&#39;utiliser. Gants propres avec hydro antiseptique entre les souris. Surveiller toutes les souris jusqu&#39;au rétablissement complet est atteint. </li><li> Surveiller de près les souris après la chirurgie. Injecter un bolus de solution saline stérile (0,2 - 0,3 ml) sous-cutanée si une souris montre des signes de détresse, de déshydratation ou de la perte de poids apparent. Respecter les souris au moins deux fois par jour pendant les 10 premiers jours, et au moins une fois par jour par la suite. Effectuer une autopsie immédiatement si des souris meurent pendant la perfusion AngII. Retirer clips plaies entre 7 - 14 jours après la chirurgie. </li></ol> 6. récolte, Fixation, nettoyage, et d&#39;imagerie de aortes <ol><li> Couper ouvrir le thorax de la souris et de la cavité abdominale ventrale, couper OPEn oreillette droite, perfuser avec une solution saline à travers le ventricule gauche du cœur pour enlever le sang dans l&#39;aorte, puis récolter l&#39;aorte 27. </li><li> Placer aortes récoltés dans des tubes en plastique contenant au moins 3 ml de paraformaldehyde à 4% ou 10% de formaline tamponnée neutre à 24 - 48 h 27. </li><li> Retirez soigneusement les tissus de l&#39;adventice. Aorte Pin sur la cire noire avec des épingles. Acquérir les images de l&#39;aorte avec même grossissement. Inclure une règle dans chaque image pour l&#39;étalonnage, comme le montre la figure 3. </li></ol> 7. En face d&#39;imagerie aortes <ol><li> Couper aorte ouverte longitudinalement à travers la courbure extérieure et intérieure de l&#39;arc aortique, et couper les grosses branches ouvertes, y compris innommé, l&#39;artère carotide gauche, et de gauche artère sous-clavière. Pin aorte plat avec adventice externe portant adjacente à la cire noire. </li><li> Acquérir de face l&#39;image de la surface de l&#39;intima de l&#39;aorte au même grossissement. Inclure une règle dans chaque image pour l&#39;étalonnage, comme le montrentn sur la figure 4. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orchidectomy,+but+not+ovariectomy,+regulates+angiotensin+II-induced+vascular+diseases+in+apolipoprotein+E-deficient+mice.">Orchidectomy, but not ovariectomy, regulates angiotensin II-induced vascular diseases in apolipoprotein E-deficient mice.</a> Endocrinology. 145 (8), 3866-3872 (2004).</li><li>Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

Publication de cet article est sponsorisé par Alzet.

Les pompes osmotiques délivrant AngII voie sous-cutanée est une approche de routine pour induire anévrismes de l&#39;aorte chez les souris. Basé sur des données provenant de nombreux laboratoires, il ya eu des résultats cohérents que cette est une méthode fiable et reproductible pour étudier à la fois AAA 3,4 et TAA 22-26 chez la souris. Par conséquent, ce modèle de souris est considéré comme un modèle qui récapitule quelques éléments sur les anévrismes aortiques humaines et fournit des indications mécanistes dans ces maladies dévastatrices. Alors que le vieillissement est un facteur de risque pour le AAA chez les humains, il n&#39;a pas été systématiquement étudié pour AAA AngII-induites chez la souris. Cependant, il semble incidence et la gravité des AAA AngII-induits sont similaires chez la souris à l&#39;âge de 8 - 48 semaines 4,5,7. Actuellement, il ya seulement quelques études rapportant TAA AngII-induites chez la souris à l&#39;âge de 8 - 24 semaines 22-26, qui ne montrent pas de différences apparentes liées à l&#39;âge sur la formation TAA. Des souris femelles ont une incidence beaucoup plus faible de l&#39;AAA que les souris mâles infusé avec AngII 4,28. Il est également intéressant de noter que l&#39;incidence des AAA AngII-induite est beaucoup plus élevé que les souris en hyper normo-cholestérolémiques, ce qui est plus de 50%, contre moins de 30%, respectivement. En outre, la rupture de l&#39;aorte est fréquente (environ 10 - 30%) à la fois dans les souris hypercholestérolémiques normo- et pendant la perfusion AngII. Infusion de AngII à un taux de 1,000 ng / kg / min chez des souris hypercholestérolémiques, tels que le récepteur de LDL - / - souris nourris avec un régime alimentaire occidental ou apolipoprotéine (apo) - / - souris nourris avec un régime alimentaire normal ou occidentale, a des effets maximaux sur AAA développement 3,4,29. Ce taux de perfusion est optimal pour une étude dans laquelle la manipulation d&#39;un gène d&#39;intérêt dans des souris hypercholestérolémiques devrait réduire AAA. Si une souris hypercholestérolémique en manipulation est prévu pour augmenter AAA, il est recommandé d&#39;insuffler AngII à un taux de 500 ng / kg / min ou inférieur à 30. A la différence de AAA, il n&#39;y a pas de démonstrationnstrated association entre le sexe masculin ou de l&#39;hypercholestérolémie et AngII induite TAA 25. Cependant, de façon similaire à l&#39;AAAS, si on prévoit que la manipulation d&#39;un gène d&#39;intérêt à augmenter TAA, nous recommandons une vitesse de perfusion inférieure à 1000 ng / kg / min pour perfusion AngII. Il est également important de savoir que l&#39;incidence et la gravité des anévrismes de l&#39;aorte AngII induites varient selon les souris individuelles et entre les études. Si la souris ne développent pas anévrismes de l&#39;aorte, une possibilité potentielle est que AngII aurait pas été livré avec succès des souris. Pour la validation d&#39;un débit de perfusion élevé de AngII, tels que 1000 ng / kg / min, la mesure de la pression artérielle est recommandée avant et pendant la perfusion AngII utilisant une méthode Queue-coiffe non-invasive 31. AngII perfusion à un débit de 1 000 ng / kg / min augmente la pression artérielle systolique chez les souris. En outre, les concentrations plasmatiques de rénine peuvent être mesurées pendant la perfusion AngII ou à la cessation depuis AngII a une rétroaction négative sur rla sécrétion enin. Par conséquent, la perfusion AngII conduit à la réduction des concentrations plasmatiques de rénine. Si une souris infusé avec AngII n&#39;a pas de pathologies apparentes aortiques, aucune augmentation de la pression artérielle, et aucune diminution de la concentration plasmatique de la rénine, cela indiquerait que AngII n&#39;a pas été livré de manière efficace grâce à la mini pompe osmotique implantée. Nous recommandons la suppression de cette souris à partir de l&#39;étude. Il est également important de noter que certaines souris ne développent pas les anévrismes aortiques malgré l&#39;augmentation de la pression artérielle systolique et les concentrations plasmatiques de rénine diminué. Ces souris devraient rester dans l&#39;étude. En résumé, la perfusion AngII est réalisé par implantation sous-cutanée à l&#39;aide de pompes osmotiques pour induire anévrismes de l&#39;aorte chez les souris. Cette méthode offre AngII constamment à un taux défini pour des durées désignés qui sont utilisés pour étudier les deux AAA et TAA.

Les anévrismes aortiques présentent l&#39;expansion luminale permanente de l&#39;aorte qui laisse présager une rupture et conduit habituellement à la mort. Cette maladie survient dans les deux régions de l&#39;aorte abdominale et thoracique, qui sont désignées comme des anévrismes de l&#39;aorte abdominale (AAA) et les anévrismes de l&#39;aorte thoracique (TAA), respectivement. En raison d&#39;une compréhension incomplète des mécanismes moléculaires et des processus physiopathologiques, il n&#39;y a aucune thérapie médicale éprouvée qui peut empêcher l&#39;expansion ou la rupture de l&#39;autre type de anévrismes de l&#39;aorte. Comme il est difficile d&#39;acquérir des échantillons de patients et de réaliser des expériences chez l&#39;homme directement, la recherche se concentrant sur la définition de mécanismes de AAA a souvent été extrapolées à partir de modèles animaux. Un modèle animal couramment utilisé est perfusion sous-cutanée de l&#39;angiotensine II (Angll) dans des souris. Par rapport à d&#39;autres approches chirurgicales pour induire AAA chez la souris, telles que la perfusion intra-aortique de l&#39;élastase ou l&#39;application péri-aortique de chlorure de calcium qui nécessitent une laparotomie 1,2, ce méthod ne nécessite pas d&#39;entrée dans la cavité du corps et requiert une expertise chirurgical minimal 3,4. Perfusion sous-cutanée de AngII par des pompes osmotiques pour induire AAA a été initialement présentée dans la faible densité des lipoprotéines (LDL) - / - souris nourries une graisse enrichie alimentation saturée 3, et ensuite dans ApoE - / - souris nourris avec un régime normal de laboratoire 4. De nombreuses études récentes ont également démontré que AngII AAA induit chez la souris normolipidémiques 5-7. L&#39;approche d&#39;infuser AngII a été appliquée pour induire AAA et d&#39;explorer les mécanismes moléculaires ainsi que le développement de stratégies thérapeutiques potentiels (par exemple, 5-15) puisque ce modèle reprend de nombreuses caractéristiques observées dans AAA humains. Par exemple, les facteurs de risque de AAA humains tels que le tabagisme, le vieillissement et le sexe masculin AAA augmentent également AngII-induites chez les souris 16,17. L&#39;association de l&#39;hypercholestérolémie avec AAA chez les humains nécessite une clarification. Toutefois, il a êtreen uniforme qui l&#39;hypercholestérolémie augmente AngII induite AAA chez la souris 18. Pathologies de AAA AngII-induites chez la souris sont très hétérogènes et sont caractérisées par l&#39;infiltration des macrophages profonde, la dégradation du collagène, la formation thrombotique et de la résolution, et la néovascularisation 19-21. Contrairement à l&#39;emplacement de l&#39;aorte sous-rénale la plus courante des AAA chez les humains, AngII induite AAA chez la souris se produisent dans la région aortique surrénale. Une autre caractéristique omniprésente de AAA AngII-induite est la pause médiane transmurale, menant à la thrombose transmurale. Il est difficile de savoir si transmurale élastine rupture se produit chez l&#39;homme car le développement pathologique des AAA chez les humains n&#39;a pas été exclusivement étudié raison du manque de tissus anévrysmales de stades antérieurs. AngII perfusion à des souris entraîne également l&#39;expansion de la région profonde de l&#39;aorte thoracique, qui est essentiellement limité à l&#39;aorte ascendante qui est la région la plus fréquente chez l&#39;homme pour TAA <sjusqu&#39;à&gt; 19,22-26. Similaire à AAA AngII-induites, TAA induite pendant la perfusion AngII aussi récapituler nombreuses fonctionnalités des AAT humaine 25. Cependant, contrairement à AAA AngII-induites, TAA AngII-induits ne sont pas associés à l&#39;hypercholestérolémie et ne pas avoir des différences entre les sexes. L&#39;objectif global de la perfusion sous-cutanée à des souris AngII est d&#39;étudier les caractéristiques pathologiques et les mécanismes moléculaires de l&#39;AAA et TAA.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Angiotensin II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1705</td>
			<td>compound used to induce aortic aneurysms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alzet Osmotic Pumps</td>
			<td>DURECT Corporation</td>
			<td>Alzet Model 2004</td>
			<td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &#62; 20 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturated fat-enriched diet</td>
			<td>Harlan Teklad</td>
			<td>TD.88137</td>
			<td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Les 4 récepteurs LDL mâle - / - souris décrites dans la section Protocole ont été euthanasiés après 4 semaines de perfusion AngII. Les aortes ont été récoltées, nettoyées, et imagées pour visualiser les dilatations de l&#39;aorte. Comme le montre la Figure 3, les aortes ont plusieurs caractéristiques différentes, y compris l&#39;expansion de la région surrénale (AAA; Figure 3A), l&#39;expansion de la région ascendante (TAA; Figure 3B), ou d&#39;expansion des deux régions (présence de deux AAA et TAA; Figure 3C), alors que la morphologie d&#39;une souris a été grossièrement normale (Figure 3D). La dilatation de l&#39;aorte abdominale est quantifiée en mesurant la largeur maximale ex vivo de la région surrénale, comme illustré par la ligne rouge sur la figure 3A. Pour mesurer dilatation de l&#39;aorte ascendante, aortes ont été coupés ouvert et épinglé comme le montre la figure 4. Surface intimale a été mesurée dans la région de l&#39;aorte ascendante (zone entourée par ee lignes rouges dans la figure 4A) pour quantifier TAA. Une règle a été inclus dans chaque image pour normaliser des mesures, comme représenté sur les deux figures 3 et 4. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . Figure 1. Représentant l&#39;image de pompe osmotique rempli Chaque pompe contient deux parties distinctes: un corps principal et un modérateur d&#39;écoulement. Après le remplissage du corps de pompe avec AngII, le modérateur d&#39;écoulement est inséré pour sceller la pompe. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> Figure 2. Procédé de la chirurgie d&#39;implantation pompe (A) de la souris est placée dans une hotte laminaire avec un cône de nez qui est continuellement libérant l&#39;isoflurane et de l&#39;oxygène. (B) Un hémostatique droite est inséré dans l&#39;incision de la peau pour faire un tunnel sous-cutané; (C) de la pompe est insérée à travers le<html> incision de la peau en douceur; (D) L&#39;incision cutanée est agrafé après l&#39;insertion de la pompe. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> Figure 3. images aortique (ex vivo) de souris perfusées avec AngII AngII 1000 ng / kg / min a été perfusé en récepteur des LDL mâle -. / - Souris pendant 28 jours. (A) AAA accompagné par une thrombose; La ligne rouge (2,05 mm) montre la mesure de la largeur maximale de l&#39;aorte dans la région surrénale. (B) Croissant dilatation de l&#39;aorte (TAA) avec aorte abdominale grossièrement normale; (C) des dilatations profonde des deux ascendants et les régions de l&#39;aorte surrénales (TAA et AAAS); (D) de l&#39;aorte grossièrement normale sans dilatation apparente de croissant ou surrénale région aortique. 4.jpg &quot;/&gt; Figure 4. FR des images de visages des régions de l&#39;aorte thoracique de souris perfusées avec AngII Angll 1000 ng / kg / min a été perfusé en récepteur des LDL mâle -. / - Souris pendant 28 jours. Surface souligné par une ligne rouge représente la région de l&#39;aorte ascendante y compris une partie de la crosse aortique. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> Dose requise </td><td></td><td> 1000 </td><td colspan="2"> ng / kg / min </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td colspan="3"> Lancer de poids corporel (le plus grand de la souris) </td><td> 24,8 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> Gain de poids corporel total estimé </td><td> 1 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> Débit de pompage </td><td></td><td></td><td> 0,25 </td><td> ul / h </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td colspan="2"> Numbre de souris </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="2"> Dose par heure pour animaux </td><td></td><td> 1518 </td><td> ng </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Conc nécessaire </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> ng / pl </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> Pour 300 ul solution </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> mg / 300 ul </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> Solution nécessaire </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> AngII totale (mg) </td><td></td><td> 7.3 </td><td> mg </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10 </td><td colspan="2"> Dissous dans une solution saline &amp;# 160; </td><td></td><td> 1200 </td><td> pl </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Souris </td><td> Poids du corps </td><td> Facteur de dilution </td><td colspan="2"> Volume (pi) </td><td colspan="2"> Pompe Poids (g) </td><td> Ratio rempli </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Saline </td><td> Vide </td><td> Rempli </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 10 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0,9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 10 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0,9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> Facteur de dilution = poids corporel du poids souris / le plus grand corps de souris </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Souris </td><td> Poids du corps </td><td> Facteur de dilution </td><td colspan="2"> Volume (pi) </td><td colspan="2"> Pompe Poids (g) </td><td> Ratio rempli </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Saline </td><td> Vide </td><td> Rempli </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 10 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0,9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 10 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0,9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Tableau 1: Calcul pour perfusion de 28 jours au moyen de pompes osmotiques.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Implantation sous-cutanée de pompes osmotiques fournit une approche pratique pour la livraison prolongée et cohérente de composés. Cette approche a été largement utilisée pour étudier les deux anévrismes aortiques abdominaux et thoraciques chez la souris.

Sous-cutanée perfusion d&#39;angiotensine II utilisant osmotique Pompes Induit anévrismes de l&#39;aorte chez la souris

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

36.7K vues.  University of Kentucky.  Implantation sous-cutanée de pompes osmotiques fournit une approche pratique pour la livraison prolongée et cohérente de composés. Cette approche a été largement utilisée pour étudier les deux anévrismes aortiques abdominaux et thoraciques chez la souris. 

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Transplantation orthotopique aortique chez la souris pour l&#39;étude des maladies vasculaires

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Recherche

Médecine

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Génération de sous-cutanée et intra-hépatique droits de carcinome hépatocellulaire xénogreffes chez la souris immunodéficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound and aortic blood pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is raised then lowered incrementally by intravenous infusion of vasoactive drugs phenylephrine and sodium nitroprusside. Aortic diameter is measured for each pressure step to characterize the pressure-diameter relationship of the ascending aorta. Stiffness indices derived from the pressure-diameter relationship can be calculated from the data collected. Calculation of arterial compliance is described in this protocol.
This technique can be used to investigate mechanisms underlying increased aortic stiffness associated with cardiovascular disease and aging. The technique produces a physiologically relevant measure of stiffness compared to ex vivo approaches because physiological influences on aortic stiffness are incorporated in the measurement. The primary limitation of this technique is the measurement error introduced from the movement of the aorta during the cardiac cycle. This motion can be compensated by adjusting the location of the probe with the aortic movement as well as making multiple measurements of the aortic pressure-diameter relationship and expanding the experimental group size.

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Mesure aortique ascendant Rigidité<em&gt; In Vivo</em&gt; Chez la souris en utilisant des ultrasons

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It is well established that synapse loss and ensuing neurodegeneration are the best predictors for memory impairments in AD. Latest studies have emphasized the neurotoxic role of soluble amyloid-beta oligomers (A&#946;o) that begin to accumulate in the human brain approximately 10 to 15 yr before the clinical symptoms become apparent. Many reports indicate that soluble A&#946;o correlate with memory deficits in AD models and humans. The A&#946;o-induced neurodegeneration observed in neuronal and brain slice cultures has been more challenging to reproduce in many animal models. The model of repeated A&#946;o infusions shown here overcome this issue and allow addressing two key domains for developing new disease modifying therapies: identify biological markers to diagnose early AD, and determine the molecular mechanisms underpinning A&#946;o-induced memory deficits at the onset of AD. Since soluble A&#946;o aggregate relatively fast into insoluble A&#946; fibrils that correlate poorly with the clinical state of patients, soluble A&#946;o are prepared freshly and injected once per day during six days to produce marked cell death in the hippocampus. We used cannula specially design for simultaneous infusions of A&#946;o and continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps. This innovative in vivo method can now be used in preclinical studies to validate the efficiency of new AD therapies that might prevent the deposition and neurotoxicity of A&#946;o in pre-dementia patients.

To study the effects of A&#946;o in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble A&#946;o coupled with continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of A&#946;o.

Neurodégénérescence dans un modèle animal de chronique bêta-amyloïde Oligomère Infusion est contrecarré par Antibody traitement Infused avec les pompes osmotiques

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimalement invasive Transverse Aortic constriction chez la souris

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Improved Registration of 3D CT Angiography with X-ray Fluoroscopy for Image Fusion During Transcatheter Aortic Valve Implantation

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to facilitate anatomical guidance is of huge interest for complex cardiac interventions like TAVI procedures with cerebral protection. Co-registration of CTA and XR has been introduced either based on additional intraoperative non-/contrast-enhanced cone-beam computed tomography (CBCT) or two separate aortograms. With the related increase of radiation exposure and/or contrast agent (CA) dose, a potential additional risk for the patient is introduced. Here, we propose a modified co-registration approach making use of arteriograms of the iliofemoral arteries, routinely performed during the femoral puncture and sheath introduction. On-the-fly refinement of the co-registration during the on-going procedure enables accurate co-registration without any additional angiograms, thus reducing CA, XR dose and procedure time, while simultaneously improving operator confidence and procedure safety.

The aim of this study was to improve the co-registration for image fusion (IF) of pre-interventional CT data with real-time x-ray (XR) fluoroscopy during transfemoral transcatheter aortic valve implantation (TAVI).

Amélioré enregistrement d’angiographie 3D avec radioscopie aux rayons x pour la Fusion d’Image pendant l’Implantation de la Valve aortique Transcatheter

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to ...

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and pharmacological information regarding the electrocardiogram. However, making electrocardiogram measurements in small animals in vivo, such as mice, has been challenging. To this end, we used an electrocardiogram recording method in anesthetized mice with many advantages: it is a technically simple procedure, is inexpensive, has short measuring time, and is affordable, even in young mice. Despite the limitations with using anesthesia, comparisons between control and experimental groups can be performed with enhanced sensitivity. We treated mice with agonists and antagonists of the autonomic nervous system to determine the validity of this protocol and compared our results with previous reports. Our ECG protocol detected increased heart rates and QTc intervals on treatment with atropine, decreased heart rates and QTc intervals after carbachol treatment, and higher heart rates and QTc intervals with isoprenaline but did not note any change in ECG parameters on administration of propranolol. These results are supported by previous reports, confirming the reliability of this ECG protocol. Thus, this method can be used as a screening approach to making ECG measurements that otherwise would not be attempted due to high cost and technical difficulties.

We present an ECG protocol that is technically easy, inexpensive, fast, and affordable in small mice, and can be performed with enhanced sensitivity. We suggest this method as a screening approach for studying pharmacological agents, genetic modifications, and disease models in mice.

Enregistrements d’électrocardiogramme chez des souris anesthésiées à l’aide de plomb II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and ...

The Intra-Aortic Balloon Pump

Cardiogenic shock remains one of the most challenging clinical syndromes in modern medicine. Mechanical support is being increasingly used in the management of cardiogenic shock. Intra-aortic balloon pump (IABP) is one of the earliest and most widely used types of mechanical circulatory support. The device acts by external counterpulsation and uses systolic unloading and diastolic augmentation of aortic pressure to improve hemodynamics. Although IABP provides less hemodynamic support when compared with newer mechanical circulatory support devices, it can still be the mechanical support device of choice in appropriate situations because of its relative simplicity of insertion and removal, need for smaller size vascular access and better safety profile. In this review, we discuss the equipment, procedural and technical aspects, hemodynamic effects, indications, evidence, current status and recent advances in the use of IABP in cardiogenic shock.

We describe the steps for the percutaneous implantation of the intra-aortic balloon pump (IABP), a mechanical circulatory support device. It acts by counterpulsation, inflating at the onset of diastole, augmenting diastolic aortic pressure and improving coronary blood flow and systemic perfusion, and deflating before systole, reducing left ventricular afterload.

La pompe à ballonnet intra-aortique

Cardiogenic shock remains one of the most challenging clinical syndromes in modern medicine. Mechanical support is being increasingly used in the ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Minimiser les saignements de veines portes post-perfusion pendant la transplantation intrahépatique d’îlots chez la souris

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...