Cette recherche a été financée en partie par la National Science Foundation (NSF 1227359), programme EPSCoR WVU financé par la National Science Foundation (EPS-1003907), bureau ADVANCE WVU parrainé par la National Science Foundation (1007978), et WVU PSCoR, respectivement. Les travaux de microfabrication a été fait dans WVU partagé des installations de recherche (équipements pour salles blanches) et de la recherche intégrative cellulaire microfluidique Laboratoire Chip (puce Lab) de l&#39;Université West Virginia. L&#39;imagerie confocale a été faite à WVU Imaging Facility de microscope.

1. Photolithographie Fabrication de Photoresist moule maître Le protocole suivant montre le processus pour fabriquer des microcanaux avec des diamètres compris entre 30-60 um. Pour obtenir un micro-canal avec un diamètre plus faible (inférieure à 30 pm), un seul dépôt par centrifugation de résine photosensible est nécessaire. <ol><li> Transférer la résine photosensible de refusion du réfrigérateur à 4 ° C à la salle blanche 24 heures avant de l&#39;utiliser et de le laisser se réchauffer à température ambiante. </li><li> Nettoyer une plaquette de silicium et faire cuire pendant une heure à 150 ° C pour lui permettre de se déshydrater. La déshydratation va aider l&#39;adhérence de résine photosensible sur le substrat de silicium. </li><li> Spin-couche de la première couche de résine photosensible en utilisant la formulation suivante: </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Étape </td><td> Temps (en secondes) </td><td> Vitesse (rpm) </td><td> Accélération </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 2 &lt;/ Td&gt; <td> 300 </td><td> le plus haut </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 10 </td><td> 0 </td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> 3 </td><td> 300 </td><td> le plus haut </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 60 </td><td> 600 </td><td> le plus haut </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 10 </td><td> 500 </td><td> le plus haut </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 10 </td><td> 600 </td><td> le plus haut </td></tr></tbody></table><ol start="4"><li> Ensuite, cuire la plaquette sur une plaque chauffante à une température de 110 ° C pendant 90 sec. Après la cuisson douce de l&#39;épaisseur de la résine photosensible sera de 20 à 30 um. </li><li> Spin couche une seconde couche de résine photosensible suivant la même recette utilisée pour la première couche. </li><li> Doux cuire la galette à nouveau en le plaçant sur une plaque de cuisson avec une température de 110 ° C pendant 90 secondes. Après cette cuisson douce de l&#39;épaisseur de la résine photosensible sera de 40 à 60 um. </li><li> Générer les maîtres-modèles positifs en exposant le PhotoRESIST à la lumière UV avec une dose d&#39;exposition de 14 500 mJ / cm 2 à travers un masque de film. </li><li> Diluer le développeur avec déminéralisée (DI) de l&#39;eau (1:2 (v / v)). Rincer la plaquette à plusieurs reprises dans la solution jusqu&#39;à ce que le motif est complètement développée. Ensuite laver la plaquette avec de l&#39;eau DI et le sécher à l&#39;aide d&#39;azote gazeux. </li><li> Refusion: La place de la plaquette sur une plaque de cuisson avec une température de 120 ° C pendant 4 min et couvrir avec une boîte de Pétri en verre pour éviter l&#39;évaporation du solvant. Retirer la plaque de la plaque de cuisson et laisser refroidir à température ambiante. L&#39;épaisseur de résine photosensible après refusion sera 50-60 um. </li></ol> 2. Doux Lithographie Fabrication de PDMS Réseau Microchannel <ol><li> Préparer une solution de polydiméthylsiloxane (PDMS) sur le rapport en poids de 10:01 (base: agent de réticulation) et la mélanger à fond l&#39;aide d&#39;un malaxeur centrifuge planétaire. </li><li> Moulage la solution PDMS sur le moule maître de résine photosensible refondue. Placez le PDMS coulé dans un dessiccateur pendant 15 min pour dégazer. Utilisez de l&#39;azote gazeux pour éliminer les bulles restantes si nécessaire. </li><li> Cuire le PDMS dans un four à une température de 60 ° C pendant 3 heures pour lui permettre de guérir. Ensuite, retirer la couche de PDMS durci du moule maître. </li><li> Utilisation d&#39;un perforateur aiguisée pour créer d&#39;entrée / sortie par les trous des trous dans le réseau de canaux de perforation. Nettoyer la surface du PDMS en utilisant de l&#39;azote gazeux. </li><li> Traiter les deux couches PDMS avec un plasma d&#39;oxygène pendant 30 secondes à l&#39;intérieur d&#39;un filtre à plasma à une pression de service de 4,5 x 10 -2 Torr et d&#39;un débit d&#39;oxygène de 3,5 m 3 / min. Ensuite, aligner les surfaces du PDMS manuellement sous un microscope optique. Utilisez une goutte d&#39;eau si nécessaire pour un meilleur contrôle de l&#39;alignement. </li><li> Cuire le dispositif dans un four à 60 ° C pendant 30 min pour obtenir une liaison permanente. </li></ol> 3. Culture HUVEC et ensemencement dans la puce <ol><li> Culture des HUVECs avec un milieu de culture avec L-glutamine complété avec 10% de sérum de veau fœtal (FBS). Pour èmee passages d&#39;expérience entre 2 et 5 ont été utilisés. </li><li> Une fois que les HUVEC sont confluentes, compter les cellules et les récolter en premier rinçage des cellules avec une solution saline tamponnée HEPES (HEPES-BSS), puis traiter les cellules avec de la trypsine / EDTA et incuber pendant 2-6 min à 37 ° C. Après le traitement à la trypsine est terminée, neutraliser la trypsine / EDTA avec une solution neutralisante trypsine. Centrifugeuse et les cellules en suspension dans un milieu de culture avec 8% de dextran pour les recueillir. Le dextran est utilisé pour augmenter la viscosité du milieu pour faciliter une meilleure ensemencement des cellules et d&#39;attachement. </li><li> Traiter le dispositif avec un plasma d&#39;oxygène pendant 5 min avec une pression de service de 4,5 x 10 -2 Torr et d&#39;un débit d&#39;oxygène de 3,5 m 3 / min. Puis charger l&#39;appareil avec de l&#39;eau DI et de traiter avec la lumière UV pendant 8 heures dans une hotte laminaire biosécurité pour la stérilisation. </li><li> Un jour avant que les cellules sont prêtes, laver l&#39;appareil avec 1x tampon phosphate salin (PBS 1x) puis les enrober avec la fibronectine (100 pg / ml, dilbué avec 1x PBS) et incuber dans le réfrigérateur à 4 ° C pendant la nuit. </li><li> Après le revêtement fibronectine, laver l&#39;appareil avec PBS 1x charger puis avec un milieu de culture. Incuber le dispositif à une température de 37 ° C pendant 15 min. </li><li> Charger les cellules HUVEC dans un milieu de culture de 8% de dextran à une concentration de cellules de 10 6 cellules / ml 4.3 x. Placer une goutte de 20 pl de cellules à une entrée du dispositif et de l&#39;incliner pour introduire les cellules dans le canal microfluidique. Après 15 à 20 minutes, les cellules commencent à se fixer sur les parois latérales des canaux. Faites pivoter l&#39;appareil toutes les 15 minutes pour créer une distribution plus uniforme des cellules. Si nécessaire, une charge supplémentaire peut être effectuée. </li></ol> 4. Configuration de perfusion à long terme Après 5-6 h de culture statique, les HUVECs attachées vont commencer à se répandre pleinement. Mettre en place une perfusion à l&#39;aide d&#39;un système de pompe à seringue avec télécommande et un flux constant de 10 l / h. Perfusion peut être ajustée fou une vitesse d&#39;écoulement plus élevée, et qui peut durer pendant une période de temps entre 4 jours à 2 semaines. 5. coloration des cellules et caractérisation de microscope <ol><li> Lorsque les cellules atteignent la confluence intérieur de l&#39;appareil, d&#39;une part, laver l&#39;appareil avec 1x PBS pour éliminer complètement le milieu. Puis charger l&#39;appareil avec un colorant rouge dilué avec le diluant (4 pi-1 ml). Chargez le colorant similaire à la procédure de chargement de la cellule. Incuber le dispositif à l&#39;obscurité pendant 5 min à température ambiante, puis laver le dispositif à milieu de culture pour empêcher la formation de taches. Longue période d&#39;incubation de la teinture peut provoquer une toxicité cellulaire et disadhesion. </li><li> Chargez l&#39;appareil avec un colorant bleu dilué avec PBS 1x (2 gouttes par ml). Incuber dans l&#39;obscurité pendant 5 min à température ambiante, puis lavez soigneusement l&#39;appareil avec 1x PBS. </li><li> Examiner le marquage de cellules sous un microscope optique inversé. Si la coloration était bon, charger les microcanaux avec support de fixation (3,5% paraformaldéhyde dilué avec 1x PBS), puis plongezle dispositif de fixation à moyen et couvrir complètement avec du papier d&#39;aluminium. Stocker l&#39;appareil dans le réfrigérateur à une température de 4 ° C pour empêcher le dispositif de se dessécher et de photoblanchiment. Le dispositif fixe est maintenant prêt pour l&#39;imagerie confocale, ce qui peut être fait par un microscope confocal à balayage laser. </li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

<html> 1. Maître fabrication de moule L&#39;un des principes directeurs pour la conception et la morphométrie vasculaire est connue comme la loi de Murray 16, qui stipule que la distribution de diamètre des vaisseaux dans tout le réseau est régi par des considérations d&#39;énergie minimale. Il indique également que le cube des diamètres d&#39;un vaisseau mère à une bifurcation est égale à la somme des cubes des diamètres des vaisseaux fille ( <img alt="Équation 1" fo:c...

Microvaisseaux, comme une partie du système de circulation, la médiation des interactions entre le sang et les tissus, soutenir les activités métaboliques, définir microenvironnement tissulaire et jouent un rôle essentiel dans de nombreuses conditions pathologiques et de santé. Récapitulation des microvaisseaux fonctionnelles in vitro pourrait fournir une plate-forme pour l&#39;étude des phénomènes vasculaires complexes. Cependant, classique dans des essais microvaisseaux in vitro, tels que les tests endothéliales de cellules de migration, des tests de formation de tubes endothéliaux et des analyses d&#39;anneau aortique chez le rat et la souris, sont incapables de recréer in vivo microvaisseaux par rapport à trois dimensions géométrie (3D) et le contrôle de flux continu 1-8. Les études de microvaisseaux utilisant des modèles animaux et in vivo, comme test cornée de l&#39;angiogenèse, essai d&#39;angiogenèse de la membrane chorio poussin, et le dosage de Matrigel, sont plus de temps, un coût élevé, difficile en ce qui concerne l&#39;observation et quantifications, etsoulever des questions éthiques 1, 9-13. Les progrès de la microfabrication et technologies de puces microfluidiques ont permis à une variété de points de vue en sciences biomédicales tout en réduisant les coûts d&#39;expérimentation élevés et la complexité associés aux animaux et in vivo études 14, tels que les conditions biologiques contrôlées facilement et solidement et des environnements fluides dynamiques, qui n&#39;auraient pas été possible avec les techniques conventionnelles macroscopique. Ici, nous présentons une approche pour construire un endothélialisée microcanaux-on-a-chip qui imite la géométrie 3D in vivo microvaisseaux et fonctionne sous débit de perfusion continue contrôlée en utilisant la combinaison de la technique de photolithographie reflowable de résine photosensible, lithographie douce, et la microfluidique.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Reagent/Material</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflow Photoresist</td>
			<td>AZ Electronic Materials</td>
			<td>AZP4620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Developer</td>
			<td>AZ Electronic Materials</td>
			<td>AZ 400K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS</td>
			<td>Dow Corning Corporation</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MCDB 131 Culture Medium</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10372-019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NacBlue Nuclei Staining</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>H1399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PKH Red Stain</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>MINI26 and PKH26GL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>PHE0023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>14040-133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES Buffered Saline Solution</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-5024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin/EDTA</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25300-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin Neutralizing Solution</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS Curing Agent</td>
			<td>Dow Corning Corporation</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary Human Umbilical Vein Endothelial Cells</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-2517</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>14-501F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diluent C</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>CGLDIL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst33342</td>
			<td>Invitrogen, Molecular Probes</td>
			<td>R37605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>95771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3.5% Paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscopy Science</td>
			<td>15710-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinner</td>
			<td>Laurell Technologies Corporation</td>
			<td>WS-400BZ-6NPP/LITE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desiccator</td>
			<td>BelArt Products</td>
			<td>999320237</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Eclipse Ti</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Pump System</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>PHD Ultra</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar Biosafety Hood</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1300 Series A2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Planetary Centrifugal Mixer</td>
			<td>Thinky</td>
			<td>ARE-310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotemp Oven</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-246-516GAQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Invertoskop 40C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
			<td>PDC-32G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hotplate</td>
			<td>Barnstead/Thermolyne Cimarec</td>
			<td>SP131635</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Scanning Confocal Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>LSM 510</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

procedure for the development of multi-depth circular cross-sectional endothelialized microchannels-on-a-chip

Des efforts ont été concentrés sur le développement des essais in vitro pour l&#39;étude des micro-vaisseaux parce que in vivo les études animales sont plus chronophage, coûteux, et l&#39;observation et la quantification sont très difficiles. Cependant, classique dans des essais in vitro microvaisseaux ont des limites lorsqu&#39;il s&#39;agit de représenter in vivo microvaisseaux par rapport à la géométrie en trois dimensions (3D) et fournir un flux continu de fluide. En utilisant une combinaison de la technique de photolithographie reflowable de résine photosensible, lithographie douce, et microfluidique, nous avons développé une multi-profondeur endothélialisées transversales circulaires microcanaux-on-a-chip, qui imite la géométrie 3D in vivo microvaisseaux et fonctionne sous perfusion continue contrôlée écoulement. Une résine photosensible refusionnable positif a été utilisé pour fabriquer un moule maître à un réseau de microcanaux de section transversale semi-circulaire. Par l&#39;alignement et le collage des deux (PDMS) microcanaux polydiméthylsiloxane replicated du moule maître, un réseau de micro-canal cylindrique a été créé. Les diamètres des microcanaux peuvent être bien contrôlés. De plus, la veine ombilicale cellules endothéliales humaines primaires (HUVEC) ensemencées à l&#39;intérieur de la puce ont montré que les cellules alignées de la surface intérieure des micro-canaux sous perfusion contrôlée durant pendant une période de temps entre 4 jours à 2 semaines.

Notre méthode pour fabriquer le réseau de microcanaux à plusieurs profondeur imite les géométries 3D complexes in vivo des microvaisseaux, dans lequel les micro-canaux ont des sections transversales arrondies 15. En outre, les diamètres des parents canaux de dérivation et les canaux de fille d&#39;environ obéissent à la loi de Murray pour le maintien de l&#39;écoulement du fluide à un niveau requis de sorte que la résistance globale du canal est faible et les vitesses d&#39;écoulement so...

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Procedure for the Development of Multi-depth Circular Cross-sectional Endothelialized Microchannels-on-a-chip

Une plate-forme microcanaux-on-a-chip a été développé par la combinaison de la technique de photolithographie reflowable de résine photosensible, lithographie douce, et la microfluidique. La plate-forme de micro-canaux endothélialisée imite la géométrie en trois dimensions (3D) des microvaisseaux in vivo, fonctionne sous débit de perfusion continue contrôlée, permet l&#39;imagerie de haute qualité et en temps réel et peut être appliqué pour la recherche microvasculaire.

Procédure à suivre pour le développement de la multi-profondeur circulaire transversale endothélialisées microcanaux-on-a-chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, ...

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