Les auteurs tiennent à souligner la contribution de Kyle Gilbert, qui a conçu la bobine RF de coutume, et Kevin Barker, qui a conçu le traîneau compatible avec l&#39;IRM. Ce travail a été soutenu par les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG), la Fondation canadienne pour l&#39;innovation (FCI).

La procédure suivante peut être appliquée à n&#39;importe quelle expérience d&#39;imagerie dans lequel les chats anesthésiés sont utilisés. Les mesures qui sont spécifiquement nécessaires pour les expériences auditives (étapes 1.1 à 1.7, 2.8, 4.1) peuvent être modifiés pour s&#39;adapter à d&#39;autres protocoles de stimulation sensorielle. Toutes les procédures expérimentales ont reçu l&#39;approbation de l&#39;utilisation des animaux Sous-comité du Conseil de l&#39;Université de protection des animaux à l&#39;Université de Western Ontario et a suivi les orientations définies par le Conseil canadien de protection des animaux (CCPA) 44. L&#39;expérience décrite nécessite environ 150 min de préparation des animaux à la récupération. L&#39;évolution dans le temps de l&#39;expérience est illustrée sur la figure 1. Une. Stimulation Équipement Préparation La figure 2 montre les composants électroniques et les connexions correspondantes requises pour générer un stimulus auditif dans l&#39;appareil d&#39;IRM. Les exigences sont les follows: un ordinateur, une carte son externe, un amplificateur de puissance stéréo et un système d&#39;écouteur IRMf-compatible. <ol><li> Connectez l&#39;ordinateur qui sera utilisé pour présenter le stimulus auditif à la carte son externe via l&#39;Universal Serial Bus (USB). </li><li> Attacher les câbles de connexion aux ports de sortie de la carte son externe aux ports de l&#39;amplificateur de puissance stéréo d&#39;entrée. </li><li> Fixez les câbles reliant les ports de sortie de l&#39;amplificateur de puissance stéréo vers les ports de la zone de transformation du système d&#39;écouteur IRMf compatible entrée. </li><li> Branchez les écouteurs binauraux pour les ports de sortie de la boîte de transformateur. </li><li> Utilisez des câbles coaxiaux blindés avec des connexions BNC pour connecter le boîtier du transformateur à la centrale de pénétration en dehors de la salle du scanner. </li><li> Connectez l&#39;ensemble de câble des écouteurs pour les ports BNC correspondants sur le panneau de pénétration à l&#39;intérieur de la salle du scanner. </li><li> Connectez les conseils d&#39;oreille en mousse pour les écouteurs, puis brancher les écouteurs to l&#39;ensemble de câble. Exécutez un stimulus auditif de test pour confirmer que le son est transmis à partir de l&#39;ordinateur pour les écouteurs. Débranchez les écouteurs et insérer les conseils d&#39;oreille en mousse en toute sécurité dans les oreilles du chat pendant la phase de préparation des animaux (étape 2.7). </li></ol> 2. Préparation des animaux <ol><li> Pour prémédication le chat, administrer un sédatif mélange de sulfate d&#39;atropine (0,02 mg / kg) et l&#39;acépromazine (0,02 mg / kg) par injection sous-cutanée (SC). </li><li> Après 20 min, administrer la kétamine (4 mg / kg) et du chlorhydrate de dexmédétomidine (0,02 à 0,03 mg / kg) par l&#39;intermédiaire d&#39;une voie intramusculaire (IM) pour induire une anesthésie par injection. La kétamine est généralement combiné avec un sédatif et relaxant musculaire, dans ce cas, le chlorhydrate de dexmédétomidine, pour réduire les tremblements et la rigidité musculaire couramment observés lors de la kétamine est utilisée seule 45. Cette combinaison anesthésie induit généralement environ 150 min de sédation et est fréquemment utilisé dans la pratique vétérinaire pour induireanesthésie chez les petits animaux. </li><li> Une fois que le chat a perdu son réflexe de redressement, appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la procédure. Placer un cathéter dans la veine saphène interne pour l&#39;administration intraveineuse de kétamine. </li><li> Test de succès induction de l&#39;anesthésie en pinçant un orteil sur la patte d&#39;observation alors que le chat retire sa patte. Une fois le réflexe de pédale disparaît, supprimer le réflexe de bâillon par pulvérisation de lidocaïne sur les parois du pharynx puis intuber le chat avec un tube de 4,0-4,5 endotrachéale. </li><li> Maintenir l&#39;anesthésie tout au long de la séance d&#39;imagerie avec une perfusion à débit constant de la kétamine (0,6-0,75 mg / kg / h) et de l&#39;isoflurane en inhalation (0,4-0,5%) livré en 100% d&#39;oxygène à 1-1,5 L / min. Combiner 60 ml de solution saline et 0,07 ml de kétamine à une seringue de 60 ml et placer la seringue dans la pompe à seringue. Cette étape peut être réalisée avant premedicating le chat. </li><li> Placez des coussins chauffants remplis de cire chaude sur le plancher des s compatibles avec l&#39;IRMconduit (figures 3a et 3c) puis la couche plastique isolant papier bulle autour des parois intérieures de la luge. </li><li> Placez le chat dans une position sternale dans le film à bulles d&#39;isolation dans le traîneau compatible avec l&#39;IRM (figure 3c). </li><li> Une fois que le chat est positionnée, régler la tête pour accéder à des oreilles. Rouler les embouts en mousse dans le plus petit diamètre possible puis insérez chaque extrémité de l&#39;oreille profondément dans le conduit auditif. Une fois insérée, les conseils d&#39;oreille en mousse doivent se dilater pour remplir l&#39;espace dans les canaux de l&#39;oreille. </li><li> Réglez le chat jusqu&#39;à ce que sa tête est correctement positionné dans le 3-canal de radiofréquence (RF) bobine (Figure 3b). Stabiliser la tête avec mousse à mémoire de mouillage acoustique (figure 3d). Placer la mousse autour des oreilles à fournir une atténuation supplémentaire du bruit du scanner. </li><li> Enveloppez le chat dans la couverture de plastique bulles isolant puis fixer et transporter le traîneau à la vitre du scanner. </li><li> Connectez les lignes de perfusion, tubes de distribution d&#39;anesthésie et de l&#39;équipement de surveillance pour le chat. Branchez les écouteurs à l&#39;ensemble de câble de l&#39;écouteur fixé au panneau de pénétration. </li><li> Commencer la perfusion de kétamine à raison de 0,6 mg / kg / h débit de base, puis augmenter le débit d&#39;écoulement tel que requis sur la base de la profondeur de l&#39;anesthésie. Réglez la dose initiale isoflurane à 0,5% pour ensuite diminuer à 0,4% une fois que les analyses anatomiques ont été recueillies. </li><li> Surveiller et enregistrer sang oxygène saturation du chat, en fin d&#39;expiration niveaux de CO 2, la fréquence cardiaque, la respiration et la température rectale (si possible) tout au long de l&#39;expérience en utilisant l&#39;équipement de surveillance compatible avec l&#39;IRM positionné à une distance appropriée de l&#39;alésage du scanner. Tableau 1 énumère les valeurs et les plages des mesures physiologiques pour la bonne exécution de cette procédure signifie. L&#39;augmentation régulière de la fréquence cardiaque et la respiration sont généralement associées à reprise imminente de l&#39;anesthésie. </li><li> Après les session est terminée, retirez le chat de la luge. Continuer à fournir un chauffage d&#39;appoint avec des coussins chauffants et les serviettes que l&#39;animal récupère complètement. Une fois les rendements gag reflex, retirer la sonde d&#39;intubation. Surveiller le chat jusqu&#39;à ce que le réflexe de redressement est restauré puis retourner l&#39;animal à l&#39;installation. Évaluer l&#39;animal le lendemain de l&#39;intervention afin de s&#39;assurer qu&#39;aucun des effets néfastes de l&#39;expérience. </li></ol> 3. Imagerie cérébrale <ol><li> Recueillir des analyses anatomiques du cerveau du chat dans une orientation de coupe axiale. Utilisez les paramètres d&#39;imagerie suivants pour le volume de référence anatomique: séquence d&#39;imagerie FLASH avec TR = 750 ms, TE = 8 ms, matrice = 256 x 256, l&#39;acquisition taille de voxel = 281 um x 281 um x 1,0 mm. La durée de l&#39;analyse anatomique est d&#39;environ 6 min. Figure 4 (partie gauche) fournit une tranche d&#39;image anatomique échantillon obtenu en utilisant les paramètres spécifiés. </li><li> Utilisez les paramètres d&#39;imagerie suivants pour la fonctivolumes internes: acquisition d&#39;écho-planaire entrelacé segmentée (PEV) avec TR = 1000 ms, TE = 15 ms, 3 segments / avion, 21 x 1 mm tranches; matrice = 96 x 96; champ de vision = 72 mm x 72 mm; acquisition taille de voxel = 0,75 mm x 0,75 mm x 1,0 mm;. temps d&#39;acquisition = 3 sec / volume de la figure 4 (droite) fournit un échantillon fonctionnel tranche d&#39;image obtenue à l&#39;aide des paramètres spécifiés. </li></ol> 4. Présentation de stimulation <ol><li> Présenter une large bande de bruit blanc stimulus (0-25 kHz, 100 éclats ms avec 5 ms de temps de montée / descente, une présentation tous les 200 ms, 90-100 dB SPL) dans une conception de bloc dans lequel le stimulus auditif est joué pendant 30 secondes et en alternance avec une seconde base (sans stimulation) état ​​de 30 (Figure 5). Répétez cette étape jusqu&#39;à ce que l&#39;activité BOLD acoustique évoquée est observée dans le cortex auditif. La durée de chaque essai fonctionnel en utilisant une conception de bloc est d&#39;environ 4,5 min pour 90 volumes. </li><li> Présenter le stimulus dans l&#39;APconfiguration de conception de propriées de bloc pour le nombre désiré de tirages fonctionnels. </li></ol> 5. Analyse des données <ol><li> Sélectionnez le logiciel d&#39;analyse IRMf approprié (par exemple SPM, FSL) pour traiter les volumes fonctionnels acquis. </li><li> Réaligner chaque volume fonctionnel pour le volume acquis le plus proche dans le temps de la référence anatomique balayage. Enregistrer les valeurs de correction de mouvement qui en résultent pour l&#39;utilisation dans l&#39;étape 5.6. Exclure les pistes fonctionnels dans lesquels les mouvements de la tête de rotation dépassent 1 ° ou mouvements de la tête traductionnelles dépassent 1 mm. </li><li> COREGISTER chaque volume de la référence anatomique balayage. </li><li> Lissez chaque volume avec un 2 mm à mi-hauteur sur toute la largeur (FWHM) filtre gaussien. </li><li> Intégrer une fonction d&#39;onde carrée (wagon) qui correspond à la conception de bloc de stimulus ON-OFF comme variable explicative au modèle linéaire général (GLM). </li><li> Incorporer les valeurs de correction de mouvement comme régresseurs sans intérêt pour tenir compte des artefacts liées aux mouvements. Appliquer une useuil statistique ncorrected de p = 0,001 pour le GLM résultats pour afficher les clusters d&#39;activation BOLD. Déterminer la taille du plus petit groupe qui se réunit une correction (erreur de famille-sage: FWE) seuil de p &lt;0,05 au niveau de la grappe. Régler le seuil de mesure de la grappe à cette valeur pour voir grappes statistiquement significatives dans les régions d&#39;intérêt. </li><li> Définir le BOLD changement de signal pour cent (CFP) à chaque voxel comme la différence entre le signal BOLD moyenne au cours des blocs de stimulation et le signal BOLD moyenne au cours des blocs de base. </li></ol>

Les auteurs déclarent aucun conflit d&#39;intérêt, financier ou autre.

Dans la conception d&#39;une expérience IRMf pour un modèle animal anesthésié de la fonction auditive, les questions suivantes devraient être soigneusement examinées: (i) l&#39;impact de l&#39;anesthésie sur les réponses corticales, (ii) l&#39;effet du bruit du scanner de fond, et (iii) l&#39;optimisation de la phase de collecte de données de la procédure expérimentale. Bien qu&#39;une préparation anesthésié offre l&#39;avantage important de la production d&#39;une période pro...

La compréhension actuelle de traitement auditif chez les mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques invasives chez les singes 1-5, 6-10 furets, les chauves-souris, les rongeurs 11-14 15-19, 20-24 et chats. Les techniques électrophysiologiques utilisent couramment des microélectrodes extracellulaires pour enregistrer l&#39;activité des neurones uniques et multiples dans une petite zone de tissu neural entourant la pointe de l&#39;électrode. Établi des méthodes d&#39;imagerie fonctionnelle, telles que l&#39;imagerie optique et l&#39;imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf), servir comme des compléments utiles à des enregistrements extracellulaires en fournissant un point de vue macroscopique de l&#39;activité Driven simultanée sur plusieurs régions, spatialement distinctes du cerveau. Imagerie optique du signal intrinsèque facilite la visualisation de l&#39;activité évoquée dans le cerveau en mesurant les changements liés à l&#39;activité dans les propriétés de réflexion de la surface des tissus tout en IRMf utilise l&#39;oxygène du sang en fonction du niveau (BOLD)Contrairement à mesurer les changements hémodynamiques relance évoqués dans les régions du cerveau qui sont actives au cours d&#39;une tâche particulière. L&#39;imagerie optique nécessite une exposition directe de la surface corticale à mesure les variations de la réflectance du tissu de surface qui sont liés à l&#39;activité de relance évoqués 25. En comparaison, l&#39;IRMf est non invasive et exploite les propriétés paramagnétiques de sang désoxygéné de mesurer à la fois la surface corticale 26-28 et 27,29 activité évoquée base du sillon au sein d&#39;un crâne intact. De fortes corrélations entre le signal BOLD et l&#39;activité neuronale dans le cortex visuel des primates non-humains 30 et dans le cortex auditif humain 31 valident IRMf comme un outil utile pour étudier la fonction sensorielle. Depuis IRMf a été largement utilisée pour étudier les caractéristiques de la voie auditive comme l&#39;organisation tonotopique 32-36, la latéralisation de la fonction auditive 37, les modèles de l&#39;activation corticale, l&#39;identification des régions corticales 38, les effets de sonintensité sur les propriétés de réponse auditives 39,40, et les caractéristiques de la réponse bien sûr de temps BOLD 29,41 chez le rat homme, le singe, et, l&#39;élaboration d&#39;un protocole d&#39;imagerie fonctionnelle appropriée pour étudier la fonction auditive chez le chat de fournir un complément utile aux la littérature d&#39;imagerie fonctionnelle. Alors que l&#39;IRMf a également été utilisé pour explorer divers aspects fonctionnels du cortex visuel chez le chat anesthésié 26-28,42, peu d&#39;études ont utilisé cette technique pour examiner le traitement sensoriel chez le chat cortex auditif. Le but du présent Protocole est d&#39;établir une méthode efficace d&#39;utiliser l&#39;IRMf pour quantifier la fonction dans le cortex auditif du chat anesthésié. Les procédures expérimentales décrites dans ce manuscrit ont été utilisés avec succès pour décrire les caractéristiques de l&#39;évolution dans le temps de réponse BOLD dans le chat adulte cortex auditif 43.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Material</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Atropine sulphate injection 0.5 mg/mL</td>
 <td>Rafter 8 Products</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acepromazine 5 mg/mL</td>
 <td>Vetoquinol Inc.</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ketamine hydrochloride 100 mg/mL</td>
 <td>Bimeda-MTC</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dexmedetomidine hydrochloride (Dexdomitor 0.5 mg/mL)</td>
 <td>Orion Pharma</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Isoflurane 99.9%</td>
 <td>Abbott Laboratories</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Lidocaine (Xylocaine endotracheal 10 mg/metered dose)</td>
 <td>Astra Zeneca</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Lubricating opthalmic ointment (Refresh Lacri Lube)</td>
 <td>Allergan Inc.</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Saline 0.95%</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>IV Catheter 22g (wings)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>IV Extension Set</td>
 <td>Codan US Corp.</td>
 <td>BC 269</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>IV Administration Set 10 drips/mL</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Endotracheal tube 4.0</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heating pads (Snuggle Safe)</td>
 <td>Lenric C21 Ltd.</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Syringe 60 mL</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>External sound card</td>
 <td>Roland Corporation</td>
 <td>Cakewalk UA-25EX</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Stereo power amplifier</td>
 <td>Pyle Audio Inc.</td>
 <td>Pyle Pro PCAU11</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MRI-compatible insert earphone system</td>
 <td>Sensimetric Corporation</td>
 <td>Model S14</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Foam ear tips for insert earphones</td>
 <td>E-A-R Auditory Systems</td>
 <td>Earlink 3B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>End-tidal CO2 monitor</td>
 <td>Nellcor&nbsp;</td>
 <td>N-85</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MRI-compatible pulse oximeter</td>
 <td>Nonin Medical Inc.</td>
 <td>Model 7500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Syringe pump</td>
 <td>Harvard Apparatus</td>
 <td>70-2208</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

functional imaging of auditory cortex in adult cats using high-field fmri

Les connaissances actuelles sur le traitement sensoriel dans le système auditif des mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques dans une variété de modèles animaux, dont des singes, des furets, des chauves-souris, les rongeurs et les chats. Afin d&#39;établir des parallèles entre les modèles appropriés humaines et animales de la fonction auditive, il est important d&#39;établir un pont entre les études d&#39;imagerie fonctionnelle humaines et les études électrophysiologiques animaux. Imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf) est un établi, méthode peu invasive de mesure des tendances générales de l&#39;activité hémodynamique dans les différentes régions du cortex cérébral. Cette technique est largement utilisée pour sonder la fonction sensorielle dans le cerveau humain, est un outil utile pour relier les études de traitement auditif chez les humains et les animaux et a été utilisé avec succès pour étudier la fonction auditive chez les singes et les rongeurs. Le protocole suivant décrit une procédure expérimentale pour étudier la fonction auditive chez l&#39;adulte anesthésiéchats en mesurant les changements hémodynamiques relance évoqués dans le cortex auditif en utilisant l&#39;IRMf. Cette méthode facilite la comparaison des réponses hémodynamiques entre les différents modèles de la fonction auditive conduisant ainsi à une meilleure compréhension des caractéristiques des espèces indépendant du cortex auditif des mammifères.

Données fonctionnelles représentatives ont été acquises dans un scanner de forage horizontal 7T et analysées en utilisant la boîte à outils de la statistique paramétrique cartographie dans MATLAB. Réponses hémodynamiques corticales robustes à la stimulation auditive ont toujours été observés chez les chats en utilisant le protocole expérimental décrit 43. Figure 6 illustre l&#39;activation BOLD en 2 animaux en réponse à une 30 sec bruit large bande stimulus présenté dans u...

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Functional Imaging of Auditory Cortex in Adult Cats using High-field fMRI

Les études fonctionnelles du système auditif chez les mammifères ont toujours été menées en utilisant des techniques spatialement ciblées telles que des enregistrements électrophysiologiques. Le protocole suivant décrit une méthode de visualisation des modèles à grande échelle de l&#39;activité hémodynamique évoquée dans le chat cortex auditif en utilisant l&#39;imagerie par résonance magnétique fonctionnelle.

Imagerie fonctionnelle du cortex auditif chez chats adultes à l&#39;aide de haut-champ IRMf

Current knowledge of sensory processing in the mammalian auditory system is mainly derived from electrophysiological studies in a variety of animal ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.4K vues.  University of Western Ontario.  Les études fonctionnelles du système auditif chez les mammifères ont toujours été menées en utilisant des techniques spatialement ciblées telles que des enregistrements électrophysiologiques. Le protocole suivant décrit une méthode de visualisation des modèles à grande échelle de l'activité hémodynamique évoquée dans le chat cortex auditif en utilisant l'imagerie par résonance magnétique fonctionnelle. 

Vidéo: Functional Imaging of Auditory Cortex in Adult Cats using High-field fMRI

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

Imagerie chronique des souris cortex visuel en utilisant une préparation Diluée-crâne

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

Recherche

Neurosciences

Correlating Behavioral Responses to fMRI Signals from Human Prefrontal Cortex: Examining Cognitive Processes Using Task Analysis

The aim of this methods paper is to describe how to implement a neuroimaging technique to examine complementary brain processes engaged by two similar tasks. Participants' behavior during task performance in an fMRI scanner can then be correlated to the brain activity using the blood-oxygen-level-dependent signal. We measure behavior to be able to sort correct trials, where the subject performed the task correctly and then be able to examine the brain signals related to correct performance. Conversely, if subjects do not perform the task correctly, and these trials are included in the same analysis with the correct trials we would introduce trials that were not only for correct performance. Thus, in many cases these errors can be used themselves to then correlate brain activity to them. We describe two complementary tasks that are used in our lab to examine the brain during suppression of an automatic responses: the stroop1 and anti-saccade tasks. The emotional stroop paradigm instructs participants to either report the superimposed emotional 'word' across the affective faces or the facial 'expressions' of the face stimuli1,2. When the word and the facial expression refer to different emotions, a conflict between what must be said and what is automatically read occurs. The participant has to resolve the conflict between two simultaneously competing processes of word reading and facial expression. Our urge to read out a word leads to strong 'stimulus-response (SR)' associations; hence inhibiting these strong SR's is difficult and participants are prone to making errors. Overcoming this conflict and directing attention away from the face or the word requires the subject to inhibit bottom up processes which typically directs attention to the more salient stimulus. Similarly, in the anti-saccade task3,4,5,6, where an instruction cue is used to direct only attention to a peripheral stimulus location but then the eye movement is made to the mirror opposite position. Yet again we measure behavior by recording the eye movements of participants which allows for the sorting of the behavioral responses into correct and error trials7 which then can be correlated to brain activity. Neuroimaging now allows researchers to measure different behaviors of correct and error trials that are indicative of different cognitive processes and pinpoint the different neural networks involved.

The goal of our research is to correlate behavior to brain activity. Accurate behavioral measures and imaging techniques allow us to elucidate brain-behavior relationships.

Corrélation entre réponses comportementales aux signaux IRMf de cortex préfrontal humain: l&#39;examen des processus cognitifs en utilisant l&#39;analyse des tâches

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Co-analysis of Brain Structure and Function using fMRI and Diffusion-weighted Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when studying the brain, as the functional role that a brain area fulfills may be largely defined by its connections to other brain areas. In this report, we describe a novel, non-invasive approach for relating brain structure and function using magnetic resonance imaging (MRI). This approach, a combination of structural imaging of long-range fiber connections and functional imaging data, is illustrated in two distinct cognitive domains, visual attention and face perception. Structural imaging is performed with diffusion-weighted imaging (DWI) and fiber tractography, which track the diffusion of water molecules along white-matter fiber tracts in the brain (Figure 1). By visualizing these fiber tracts, we are able to investigate the long-range connective architecture of the brain. The results compare favorably with one of the most widely-used techniques in DWI, diffusion tensor imaging (DTI). DTI is unable to resolve complex configurations of fiber tracts, limiting its utility for constructing detailed, anatomically-informed models of brain function. In contrast, our analyses reproduce known neuroanatomy with precision and accuracy. This advantage is partly due to data acquisition procedures: while many DTI protocols measure diffusion in a small number of directions (e.g., 6 or 12), we employ a diffusion spectrum imaging (DSI)1, 2 protocol which assesses diffusion in 257 directions and at a range of magnetic gradient strengths. Moreover, DSI data allow us to use more sophisticated methods for reconstructing acquired data. In two experiments (visual attention and face perception), tractography reveals that co-active areas of the human brain are anatomically connected, supporting extant hypotheses that they form functional networks. DWI allows us to create a "circuit diagram" and reproduce it on an individual-subject basis, for the purpose of monitoring task-relevant brain activity in networks of interest.

We describe a novel approach for simultaneous analysis of brain function and structure using magnetic resonance imaging (MRI). We assess brain structure with high-resolution diffusion-weighted imaging and white-matter fiber tractography. Unlike standard structural MRI, these techniques allow us to directly relate anatomical connectivity to functional properties of brain networks.

Co-analyse de la structure du cerveau et son fonctionnement en utilisant l&#39;IRMf et imagerie de diffusion

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Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

Imagerie en direct de la mitose dans les développement Cortex souris embryonnaires

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

Deux-Photon<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie des épines dendritiques dans le cortex de souris utilisant un crâne-Diluée Préparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Live Imaging of Primary Cerebral Cortex Cells Using a 2D Culture System

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or postmitotic neurons. Later, some progenitors switch to a gliogenic fate, adding to the astrocyte and oligodendrocyte populations. Using time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cell cultures, it is possible to study the cellular and molecular mechanisms controlling the mode of cell division and cell cycle parameters of progenitor cells. Similarly, the fate of postmitotic cells can be examined using cell-specific fluorescent reporter proteins or post-imaging immunocytochemistry. More importantly, all these features can be analyzed at the single-cell level, allowing the identification of progenitors committed to the generation of specific cell types. Manipulation of gene expression can also be performed using viral-mediated transfection, allowing the study of cell-autonomous and non-cell-autonomous phenomena. Finally, the use of fusion fluorescent proteins allows the study of symmetric and asymmetric distribution of selected proteins during division and the correlation with daughter cells fate. Here, we describe the time-lapse video-microscopy method to image primary cerebral cortex murine cells for up to several days and analyze the mode of cell division, cell cycle length and fate of newly generated cells. We also describe a simple method to transfect progenitor cells, which can be applied to manipulate genes of interest or simply label cells with reporter proteins.

Live imaging is a powerful tool to study cellular behaviors in real time. Here, we describe a protocol for time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cells that allows a detailed examination of the phases enacted during the lineage progression from primary neural stem cells to differentiated neurons and glia.

Imagerie des cellules du Cortex cérébral primaire à l’aide d’un système de Culture 2D en direct

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imagerie de l’activité neuronale dans le Cortex somatosensoriel primaire utilisant Thy1-GCaMP6s des souris transgéniques

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Cartographie cérébrale IRMf en temps réel chez les animaux

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Whole-Brain 3D Activation and Functional Connectivity Mapping in Mice using Transcranial Functional Ultrasound Imaging

Functional ultrasound (fUS) imaging is a novel brain imaging modality that relies on the high-sensitivity measure of the cerebral blood volume achieved by ultrafast doppler angiography. As brain perfusion is strongly linked to local neuronal activity, this technique allows the whole-brain 3D mapping of task-induced regional activation as well as resting-state functional connectivity, non-invasively, with unmatched spatio-temporal resolution and operational simplicity. In comparison with fMRI (functional magnetic resonance imaging), a main advantage of fUS imaging consists in enabling a complete compatibility with awake and behaving animal experiments. Moreover, fMRI brain mapping in mice, the most used preclinical model in Neuroscience, remains technically challenging due to the small size of the brain and the difficulty to maintain stable physiological conditions. Here we present a simple, reliable and robust protocol for whole-brain fUS imaging in anesthetized and awake mice using an off-the-shelf commercial fUS system with a motorized linear transducer, yielding significant cortical activation following sensory stimulation as well as reproducible 3D functional connectivity pattern for network identification.

This protocol describes the quantification of volumetric cerebral hemodynamic variations in the mouse brain using functional ultrasound (fUS). Procedures for 3D functional activation map following sensory stimulation as well as resting-state functional connectivity are provided as illustrative examples, in anesthetized and awake mice.

Activation 3D du cerveau entier et cartographie de la connectivité fonctionnelle chez la souris à l’aide de l’imagerie échographique fonctionnelle transcrânienne

Functional ultrasound (fUS) imaging is a novel brain imaging modality that relies on the high-sensitivity measure of the cerebral blood volume achieved by ...