Darryl A. Boyd et Michael A. Daniele sont boursiers postdoctoraux du Conseil national de recherches du Pays. Les travaux ont été appuyés par les unités de travail 4286 et 9899 de l’ONR et de la LNR. Les opinions sont celles des auteurs et ne représentent pas l’opinion ou la politique de l’US Navy ou du département de la Défense.

Ce protocole décrit la fabrication d’une fibre creuse utilisant la chimie photoinitiated de clic de thiol-yne. Le microcanal a des rainures en chevron ou des « rayures » comme caractéristiques de mise en forme dans le bas et le haut du canal(Figure 1). Trois fluides sont introduits et dirigés dans des cours d’eau concentriques; des flux de fluide intérieurs aux flux de fluides externes, ceux-ci sont appelés le fluide de noyau, de revêtement et de gaine. Seul le flux de revêtement est polymérisé pour former la fibre creuse. Les matériaux sélectionnés sont les suivants :
<ol type="a"><li>Fluide de base: PEG (M.W. = 400), ~ 100 mPa. sec (20 ºC)</li>
	<li>Fluide de revêtement : Polymère thiol-yne (PETMP + ODY), Initiateur (DMPA)</li>
	<li>Fluide de gaine: PEG (M.W. = 400), ~ 100 mPa. sec (20 ºC)</li>
</ol>Le dispositif à microcanaux a été assemblé à partir de pièces en aluminium et en plastique fabriquées par fraisage CNC et moulage PDMS. L’écoulement à travers le microcanal a été commandé par trois pompes de seringue.
1. Conception et simulation de microcanaux
Lors du calcul de la vitesse du fluide et de la convection/diffusion dans le microcanal, il est essentiel d’attribuer la viscosité appropriée à chaque fluide entrant.
<ol><li>Créez un modèle informatique du microcanal souhaité à importer dans le logiciel de dynamique des fluides numérique (COMSOL). L’exemple de la figure 1 a été généré avec le logiciel de CAO Autodesk Inventor. Les étapes suivantes sont en référence à l’utilisation de COMSOL Multiphysics pour le calcul de l’écoulement du fluide dans un microcanal.</li>
	<li>Après l’importation du microcanal conçu dans COMSOL, les débits itératifs des fluides peuvent être introduits dans le solveur Navier-Stokes.<ol>
<li>Initialisez le réglage du programme et choisissez Flux laminaire 3D + Équations de convection / diffusion. Les faibles nombres de Reynolds générés dans les microcanaux permettent un flux laminaire complet dans l’appareil.</li>
		<li>Concevez un maillage d’éléments finis sur lequel effectuer les calculs numériques. Le maillage doit être plus raffiné (avoir de petites divisions) dans les zones où les propriétés changent rapidement. Il est suggéré d’affiner le maillage à la fois à la fonction de mise en forme et de quitter à <1 μm de longueur latérale. Cela permet une visualisation « nette » de l’interface fluide noyau-gaine.</li>
		<li>Propriétés du matériau d’entrée pour l’écoulement du fluide, c’est-à-dire viscosité, constante de diffusion et concentration. À ce stade, définissez également les conditions aux limites du flux de sortie. Nous suggérons zéro contrainte visqueuse pour simuler une sortie ouverte.</li>
		<li>Calculer les études de vitesse d’écoulement du fluide en parcourant de manière itérative une série de débits d’entrée. Par exemple, fluide de base = 7,5 μl/min, fluide de gaine = 30 μl/min.</li>
		<li>Importez les solutions de champ de vitesse en tant que valeurs initiales pour résoudre les propriétés de convection/diffusion du flux de microcanaux. La solution aux problèmes de convection/diffusion illustrera l’interface noyau-gaine fluide et aidera à prédire la forme de l’écoulement final de fluide et de la fibre produite.</li>
	</ol>
</li>
</ol>À partir des résultats de calcul, le nombre et le type requis d’entités de mise en forme peuvent être prédits pour atteindre la forme de fibre souhaitée. Les entrées de débit de fluide seront également corrélées aux débits requis pour générer les fibres. Avec ces prédictions, un dispositif à microcanaux peut être fabriqué pour l’extrusion de fibres polymères.
2. Fabrication des composants de l’appareil d’écoulement de gaine
Une combinaison de micromillage direct, de gaufrage à chaud et/ou de moulage de polymères peut être utilisée pour créer les composants du dispositif d’écoulement de gaine. En fonction des ressources, choisissez la stratégie en conséquence. L’exemple présenté est un procédé de fraisage direct qui utilise un code numérique par ordinateur (CNC). Il y a cinq couches à faire (de haut en bas), qui sont représentées dans la figure 2:1. Mandrin d’entrée (aluminium), 2. Plaque de fixation (aluminium), 3. Couche supérieure microcanal (copolymère d’oléfines cycliques, COC ou PDMS), 4. Couche inférieure microcanal (COC ou polyéther éther éther cétone, PEEK), 5. Plaque de fixation (aluminium). (Des exemples de fichiers pour le fraisage direct sont disponibles au format *.stl dans les renseignements à l’appui.)
<ol><li>En utilisant une conception compatible avec les simulations COMSOL, développer un modèle 3D du système via le dessin assisté par ordinateur (CAO). Créez un fichier DAO distinct pour chaque couche de l’unité.</li>
	<li>Lorsqu’une couche doit être fabriquée via un micromillage direct, importez les modèles CAO dans une application d’usinage assistée par ordinateur pour générer un code numérique (NC) qui sera interprété par un broyeur à commande numérique par ordinateur (CNC) pour produire l’appareil.</li>
	<li>Acquérir 5 feuilles de 30,5 cm × 30,5 cm de matériaux de couche sacrificielle d’au moins 3,2 mm d’épaisseur.</li>
	<li>Acquérir 1 feuille de COC, PEEK, aluminium et poly(méthylméthacrylate) de 30,5 cm × 30,5 cm et 3,2 mm d’épaisseur.</li>
	<li>Acquérir 1 feuille d’aluminium de 30,5 cm × de 30,5 cm et 9,5 mm d’épaisseur.</li>
	<li>Fixer chacune des feuilles aux étapes 2.4 à 2.5 sur une feuille de stock sacrificiel de l’étape 2.3 avec adhésif double face. S’assurer qu’il existe au maximum une bordure extérieure non enregistrée de 2,5 cm. Le ruban sert à maintenir le matériau de travail en place pendant le fraisage et à le protéger une fois que la pièce fraisée est coupée du matériau d’origine à la fin du cycle du broyeur.</li>
	<li>Fixez le COC + stock sacrificiel à la table du broyeur CNC, chargez les outils cités dans le code numérique (NC) et étalonnez les outils et les matériaux de stock (travail) en x, y et z.</li>
	<li>Chargez le code CN et fraisez la couche COC.</li>
	<li>Retirez la feuille de matériau du broyeur et retirez soigneusement la pièce usinée du substrat. Au cours de ce processus, le liquide de refroidissement du moulin va saturer la pièce et le stock. Rincer abondamment avant d’enlever doucement la pièce. Laver avec un détergent doux, puis laver avec un alcool isopropylique à 70%. Le détergent doux éliminera les résidus huileux et l’alcool éliminera l’adhésif résiduel. Si les bavures sont piégées dans les microarchitectures, la sonication peut être nécessaire pour les déloger.</li>
	<li>Répétez les étapes 2.7 et 2.9 pour chacune des autres couches qui seront utilisées pour créer le dispositif d’écoulement de gaine.</li>
	<li>À l’exception de la couche PMMA, chacune des couches qui ont été préparées à ce stade sera utilisée directement dans l’appareil. Le PMMA sera utilisé pour préparer une couche PDMS en combinant 10 parties de base Sylgard 184 avec 1 agent de durcissement partiel et en mélangeant soigneusement par agitation. Ces informations sont fournies au cas où l’on préférerait remplacer l’une des couches COC par le matériau PDMS de type joint.</li>
	<li>Versez le Sylgard 184 dans la cavité de moule PMMA préparée plus tôt, en veillant à ce que les bulles d’air soient éliminées. Si nécessaire, les bulles peuvent être enlevées dans le vide. Le PDMS peut être durci à température ambiante pendant 48 h, 45 min à 100 °C, 20 min à 125 °C ou 10 min à 150 °C.</li>
</ol>3. Ensemble d’appareils d’écoulement de gaine
<ol><li>Assemblez le dispositif d’écoulement de la gaine de bas en haut en plaçant une plaque de fixation en bas, puis la couche COC suivie de l’autre couche COC et la plaque de fixation restante(Figure 2). Assurez-vous que les rainures de mise en forme s’alignent les unes avec les autres le long des bords du canal et que les géométries de mise en forme des fluides dans les couches COC se chevauchent parfaitement. Un microscope de dissection peut être utilisé pour aider à l’alignement.</li>
	<li>Insérez des boulons au centre de l’appareil et serrez à la main les écrous et les boulons pour serrer l’appareil ensemble.</li>
	<li>En alternant de gauche à droite du centre, répétez l’étape 3.2 à partir du centre pour verrouiller l’alignement et éviter les fuites. Ajoutez le mandrin d’entrée lorsque ses trous de montage sont atteints et continuez à monter les vis en alternance.</li>
	<li>Utilisez des raccords HPLC standard pour interfacer le dispositif d’écoulement de gaine avec le tube et les seringues qui contiennent du liquide de gaine et une solution de prépolymère. Le serrage de la main est suffisant pour toutes les connexions.</li>
	<li>Montez l’appareil verticalement à l’aide d’un support d’anneau et d’une pince. Assurez-vous que l’appareil est vertical à l’aide d’un niveau sur la partie supérieure. Si le dispositif d’écoulement de gaine n’est pas vertical, la fibre peut toucher la paroi du microcanal et provoquer un colmatage.</li>
	<li>Positionner la source UV perpendiculairement à environ 1 cm de la face COC du dispositif d’écoulement de la gaine de manière à ce que les 3 à 5 derniers cm du microcanal soient irradiés. La source UV doit être étalonnée pour fournir ~ 200 mW / cm2.</li>
</ol>4. Préparation de la solution
Comme indiqué précédemment, de nombreux matériaux peuvent être utilisés pour créer des microfibres en utilisant des protocoles et des systèmes d’écoulement de gaine analogues, mais la chimie thiol-yne est utilisée ici. Préparez la solution de prépolymère immédiatement avant de commencer le processus d’extrusion de fibres pour éviter l’augmentation de la viscosité qui peut se produire au fil du temps dans le stockage.
<ol><li>Préparer une partie aliquote de polyéthylène glycol 400 (PEG 400) pour servir de liquide de gaine.</li>
	<li>Remplissez une seringue à pointe Luer de 1 ml avec du PEG 400 pour servir de liquide de base nonpolymérisable, et remplissez une seringue à pointe Luer de 30 ml avec du PEG 400 pour servir de liquide de gaine.</li>
	<li>Préparer une solution de prépolymère contenant 0,01 mol de pentaérythritol tétrakis 3-mercaptopropionate (PETMP) et 0,01 mol de 1,7-octadiyne (ODY). Assurez-vous que les deux composants sont bien mélangés tout au long de l’expérience, minimisez l’exposition de tous les réactifs prépolymères aux sources de lumière UV, y compris la lumière ambiante(par exemple, enveloppez les seringues avec du papier d’aluminium).</li>
	<li>Compléter la solution PETMP/ODY avec 4 x10-4 mol 2,2-diméthoxy-2-phénylacétophénone (DMPA) photoinitiateur. Continuez de vous assurer que les solutions sont bien mélangées et qu’elles ne sont pas exposées à la lumière UV en recouvrant les contenants de papier d’aluminium.</li>
	<li>Chargez une seringue à pointe Luer enveloppée de papier d’aluminium de 5 ml avec la solution de prépolymère.</li>
</ol>5. Production de microfibres (focus de la vidéo)
<ol><li>S’assurer que la sortie du canal microfluidique est en contact avec une solution dans le bain de collecte(figure 3). Pour les structures complexes, la solution dans le bain de collecte doit être adaptée aux fluides du noyau et de la gaine, mais pour les fibres creuses simples, l’eau est suffisante.</li>
	<li>Réglez les pompes à noyau, à revêtement et à seringue à liquide de gaine pour qu’ils infuser à 1, 30 et 120 μl/min, respectivement. Assurez-vous que les diamètres respectifs des seringues ont été correctement entrés dans les pompes à seringues.</li>
	<li>Montez les seringues dans leurs pompes à seringues correspondantes et connectez-les au dispositif d’écoulement de gaine avec un tube Tygon protecteur contre les UV.</li>
	<li>Démarrez le fluide de gaine pour amorcer le dispositif d’écoulement de gaine et éliminer l’air du système. Inspectez visuellement le microcanal, en vous assurant qu’il ne reste aucune bulle d’air dans le microcanal avant de passer à l’étape suivante. Portez une attention particulière aux rayures. Un microscope de dissection peut être employé pour faciliter l’inspection de microcanal. Si des bulles d’air sont présentes, agiter l’appareil en tournant et/ou en tapotant doucement sous le flux pour rincer les bulles d’air hors de l’appareil.</li>
	<li>Démarrez le fluide de revêtement, permettant également au flux de se stabiliser. Assurez-vous qu’il ne reste aucune bulle d’air dans le microcanal avant de passer à l’étape suivante. Portez une attention particulière aux rainures de mise en forme. S’il existe des bulles d’air, agitez l’appareil sous flux pour rincer les bulles d’air hors de l’appareil.</li>
	<li>Enfin, démarrez le fluide de base; encore une fois, assurez-vous que les bulles ne sont pas présentes dans le système.</li>
	<li>Allumez la source UV et observez le bain de collecte pour une production continue de la microfibre creuse (Figure 4A) lorsqu’elle est éjectée avec le liquide de gaine. Récupérez la fibre du bain de collecte à l’aide d’une spatule modifiée ou d’une boucle d’inoculation, et permettez de collecter la fibre continue sur une bobine motorisée(figure 3).</li>
</ol>

<ol>
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Les brevets énumérés dans les références sont disponibles pour licence auprès du ministère de la Marine<a href="http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/">(http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/).</a>

La fabrication de fibres polymères à l’aide de l’approche d’écoulement de gaine présente de multiples avantages par rapport à d’autres techniques de fabrication de fibres. L’un de ces avantages est la possibilité de fabriquer des fibres en utilisant diverses combinaisons de réactifs. Bien qu’une combinaison thiol-yne spécifique ait été présentée ici, plusieurs autres combinaisons de chimie de clic de thiol (y compris thiol-ene) fonctionnent aussi bien. Une grande variété d’autres combinaisons peuvent être utilisées pour produire des fibres tant que la solution de gaine est miscible avec le matériau de base à polymériser. Des inclusions telles que des nanofibres, des particules et des cellules sont également possibles tant que les contributions de ces additifs à la viscosité de la solution de prépolymère sont prises en compte.
La chimie du clic thiol est un sous-ensemble de la famille de la chimie du clic dans lequel un complexe avec un groupe thiol peut être attaché de manière covalente à un complexe avec un groupe fonctionnel alcène (double liaison) ou alcyne (triple liaison) par photopolymérisation de la lumière UV. Les réactions impliquant des alcènes sont appelées réactions thiol-ène, et les réactions impliquant des alcynes sont appelées réactions thiol-yne. Une liaison pi (d’un alcène ou d’un alcyne) se fixera à un groupe thiol lors de l’irradiation de la lumière UV. Le processus s’intègre bien dans la famille des réactions de clic et a été utilisé efficacement dans notre canal microfluidique pour produire des fibres de différentes formes(par exemple, rondes, en forme de ruban, double ancre) à partir de nombreux composants de départ de clic thiol.
Un avantage spécifique de la méthode décrite ici par rapport à la plupart des autres procédés similaires est la capacité de contrôler à la fois la forme et la taille des fibres produites(figures 4A-H). En concevant un canal pour avoir des rayures, des chevrons ou des chevrons, la fibre produite aura une forme de section différente. En général, les rayures sont utiles pour produire des formes rondes ou pour l’introduction de flux de gaine supplémentaires afin d’encercler complètement les cours d’eau précédemment formés et de les éloigner des parois des canaux avant la polymérisation. Les chevrons réduisent la dimension verticale au centre du flux en forme, en maintenant la symétrie horizontale. Les chevrons réduisent la dimension verticale d’un côté du flux en forme, produisant une asymétrie. Ces outils de mise en forme peuvent être mélangés dans d’innombrables combinaisons. Le nombre de caractéristiques équivalentes(c’est-à-dire 7 chevrons contre 10 chevrons) peut également être utilisé pour produire des fibres avec différents profils de section transversale.
En plus de la capacité de contrôler la forme des fibres, la méthodologie de fabrication des fibres présentée permet également de contrôler la taille des fibres fabriquées, même en utilisant un seul ensemble d’écoulement de gaine(par exemple, figure 1). L’ajustement du rapport gaine/débit du noyau est un moyen de fabriquer des fibres avec différentes sections transversales. Il est également possible de contrôler la taille de la fibre en ajustant la conception du canal pour avoir des étages de gainage supplémentaires. Que la mise en forme se produise dans une ou plusieurs étapes, une étape finale simple peut être utilisée pour réduire la taille du noyau sans modifier la forme.
La facilité avec laquelle une multitude de combinaisons de réactifs peuvent être utilisées pour produire des fibres de différentes formes et tailles en utilisant cette conception de canal microfluidique s’avérera utile dans un large éventail d’applications, de l’ingénierie tissulaire aux communications optiques en passant par les textiles intelligents.

Les échafaudages tissulaires1,les matériaux composites2,les communications optiques3et les matériaux hybrides conducteurs4 sont des domaines de recherche utilisant des fibres polymères spécialisées. Les méthodes conventionnelles de fabrication de fibres comprennent l’extrusion par fusion, la filature, l’étirage, la coulée et l’électrofilage. La plupart des fibres polymères produites par ces méthodes présentent des sections transversales rondes engendrées par la tension superficielle entre le polymère et l’air lors de la fabrication. Cependant, les fibres à sections transversales non ferrantes peuvent améliorer les propriétés mécaniques des matériaux composites5,6,augmenter les rapports surface/volume, contrôler le mouillage ou la mèche7,et être utilisées comme guides d’ondes8 ou polariseurs9.
La production de fibres polymères spécialisées par des systèmes microfluidiques utilisant un flux (écoulement de gaine) pour entourer et façonner un autre flux (écoulement de noyau) est attrayante en raison des conditions douces et de la capacité de production continue de fibres hautement reproductibles. Les premières expériences ont produit des fibres rondes dont les tailles dépendent des débits relatifs des fluides prépolymères et gaines10-12. La découverte que les rainures dans le haut et le bas du canal microfluidique pourraient dévier la gaine pour produire une forme prédéterminée pour le flux de noyau13,14 a conduit à la technologie pour générer des formes de fibres plus complexes10-12,15-17.
Les enquêteurs de la LNR ont démontré les caractéristiques techniques critiquessuivantes 13-21:
<ol><li>Une variété de caractéristiques de mise en forme peuvent être utilisées pour diriger le fluide de gaine pour façonner le flux central: les rainures ou les crêtes peuvent être configurées comme rayures, chevrons ou chevrons.</li>
	<li>Une boîte à outils de ces fonctionnalités peut être mappée au résultat de flux souhaité.</li>
	<li>Les microcanaux peuvent être créés à l’aide de techniques de lithographie, de moulage, de fraisage ou d’impression. Les matériaux du substrat ne doivent pas se dissoudre ou s’éroder dans les solutions de prépolymère ou de gaine, et pour les polymérisations photoinitiées, les couches externes doivent être transparentes à la lumière ultraviolette.</li>
	<li>La forme créée par un seul ensemble d’entités de mise en forme peut être modifiée en modifiant les débits dans le canal. COMSOL Les simulations multiphysiques de l’écoulement du fluide dans les microcanaux sont capables de prédire les formes de fluide et de fibre résultantes.</li>
	<li>L’appariement de la viscosité et de la phase (hydrophilie) des fluides de gaine et de noyau est essentiel pour éviter l’instabilité du type de flambage, résultant de la variation de la déformation de cisaillement à travers l’interface du fluide. S’il y a une grande viscosité ou une discordance de phase, un flambage visqueux peut se produire, déformant éventuellement la forme finale de la fibre ou même obstruant le microcanal.</li>
	<li>Les fibres peuvent être formées par coulée ou polymérisation, mais la polymérisation offre plus de contrôle sur la forme.</li>
	<li>La polymérisation (solidification du fluide central) doit avoir lieu avant la sortie du microcanal. Cependant, une polymérisation plus lente dans le canal peut entraîner une augmentation de la viscosité, affectant la forme de la fibre ou même obstruant le canal. L’heure et le lieu des événements de polymérisation doivent être soigneusement contrôlés.</li>
	<li>En raison de leur cinétique de réaction rapide, les polymérisations de radicaux libres photo-induites, en particulier les chimies de clic à base de thiol, sont particulièrement bien adaptées à la production de fibres.</li>
	<li>Les débits relatifs peuvent être modifiés pendant la fabrication pour créer des diamètres de fibres non uniformes.</li>
	<li>Plusieurs groupes de fonctionnalités de mise en forme peuvent être intégrés dans un seul canal pour les raisons suivantes :<ol type="a">
<li>Pour séparer les fonctions de mise en forme et de dimensionnement</li>
		<li>Pour créer des fibres multicouches ou creuses</li>
		<li>Pour produire plusieurs fibres à partir d’un seul canal microfluidique</li>
	</ol>
</li>
	<li>Les mésogènes à cristaux liquides incorporés dans le polymère à de très faibles concentrations présentent une biréfringence sous la lumière polarisée, ce qui suggère que les molécules de polymère peuvent être alignées le long de l’axe des fibres.</li>
	<li>Les cellules peuvent être incorporées dans des prépolymères d’hydrogel biocompatibles et survivre au processus de fabrication avec une viabilité élevée22.</li>
</ol>Lors de la fabrication de fibres polymères en utilisant la focalisation hydrodynamique par un flux de gaine pour façonner un flux de prépolymère, la sélection de matériaux polymères est une première étape pratique. Les polymères appropriés, les produits chimiques initiateurs correspondants et les fluides de gaine devraient être identifiés dans les lignes directrices suivantes :
<ol><li>Les fluides polymères et gaines sont miscibles et ont une viscosité similaire. Par exemple, une solution aqueuse de monomère pourrait utiliser l’eau comme fluide de gaine viable, mais ne pourrait pas utiliser l’hexane comme fluide de gaine.</li>
	<li>Le mécanisme de polymérisation doit avoir une cinétique de vitesse suffisamment rapide pour solidifier le fluide central après la mise en forme et immédiatement avant que la fibre ne quitte le canal.</li>
</ol>Une fois les matériaux sélectionnés, un microcanal pour générer la forme et la taille de la fibre souhaitées doit être conçu. Pour déterminer les caractéristiques de mise en forme requises (rayures, chevrons, chevrons), un logiciel de dynamique des fluides numérique peut être utilisé pour prédire les modèles d’écoulement des fluides. Les caractéristiques de mise en forme transportent le fluide de gaine autour du fluide de base. En général, les rayures déplacent le fluide de gaine à travers le haut et le bas du canal d’un côté à l’autre, tandis que les chevrons et les chevrons déplacent le fluide loin des côtés vers le haut et / ou le bas du canal, puis vers le centre du canal directement sous le point de la structure. Le nombre de rainures répétitives dans le haut et le bas du canal a une incidence sur le degré de direction du liquide de gaine. Le rapport des débits du fluide noyau et gaine négocie également l’effet. Les simulations utilisant le logiciel COMSOL Multiphysics se sont avérées fiables dans l’évaluation des interactions des caractéristiques de mise en forme et des rapports de débit pour prédire la forme transversale. Ces simulations fournissent également un aperçu utile de la diffusion des solutés entre le noyau et la gaine avec la taille du canal, la viscosité et les débits proposés.
Si une forme complexe est souhaitée, telle que la « double ancre » décrite dans Boyd et al. 23, il est utile de séparer les fonctions de mise en forme et de dimensionnement. Une forme complexe peut être créée avec un ensemble de caractéristiques, puis une structure à rainure unique stratégiquement placée à l’entrée d’un deuxième flux de gainage peut être utilisée pour diminuer la section transversale du flux polymérisable sans modifier de manière significative sa forme.
Un autre exemple de conception de microcanaux complexes peut générer des fibres multicouches. Dans cette conception, des ensembles séquentiels de caractéristiques de mise en forme et des fluides de revêtement supplémentaires sont introduits. Ces écoulements concentriques peuvent être solidifiés en fibres de revêtement à âme solide ou en tubes creux. Un exemple de cet appareil sera présenté ci-dessous.
Une fois que la conception du dispositif microfluidique a été choisie, le processus de fabrication du microcanal peut commencer. Les outils de fabrication qui peuvent être utilisés comprennent la lithographie douce, le fraisage CNC, le gaufrage à chaud et l’impression 3D. Quels que soient les outils utilisés, il est important de réaliser que les caractéristiques introduites accidentellement dans la paroi du canal microfluidique dirigeront également l’écoulement de la gaine et peuvent entraîner des déviations hautement reproductibles dans la forme transversale de toutes les fibres fabriquées à l’aide de ce dispositif. Les matériaux de substrat à microcanaux doivent également être soigneusement sélectionnés pour être physiquement robustes, chimiquement inertes et résistants aux dommages causés par les UV. Par exemple, le polydiméthylsiloxane (PDMS) peut être facilement coulé, fournit des joints en forme de joint et est transparent uv; PDMS est utile pour le haut transparent du canal, mais pas les côtés et le bas du canal, qui ont besoin de plus de rigidité.
En fin de compte, en introduisant les fluides de noyau et de gaine correctement sélectionnés aux débits prédits par les simulations de dynamique des fluides, les caractéristiques de mise en forme généreront le profil de fluide approprié et la lampe de durcissement UV en aval solidifiera les fibres polymères conçues. L’extrusion continue des fibres polymérisées à partir du canal peut fournir des fibres reproductibles dans des longueurs limitées uniquement par le volume des réservoirs de fluide.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="685">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Pentaerythritol tetrakis 3-mercaptopropionate</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">381462</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">1.7-Octadiyne</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">161292</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">2,2-Dimethoxy-2-phenylacetophenone</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">196118</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Polyethylene glycol 400</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">202398</td>
			<td style="width:251px;">Polyethylene glycol 200 or 600, dextrose, or glycerol may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Sylgard 184&#160;</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">761036</td>
			<td style="width:251px;">QSIL 216, OptiTec 7020, or GS RTV 615 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td colspan="2" height="22" style="height:22px;">Table of Specific Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:139px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:251px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">MiniMill</td>
			<td style="width:99px;">Haas</td>
			<td style="width:139px;">MINIMILL</td>
			<td style="width:251px;">Any NC code interpreting 2.5 axis (or higher) mill may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Syringe pumps (3)</td>
			<td style="width:99px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:139px;">702212</td>
			<td style="width:251px;">Syringe pumps that can be programmed to deliver the desired volume flow rates may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Tygon tubing (3 m)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-169-13A</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">PEEK tubing</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1435</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">HPLC fittings</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1457</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="67">
			<td height="67" style="height:67px;width:197px;">BlueWave 200 UV lamp with stand and light guides</td>
			<td style="width:99px;">Dymax</td>
			<td style="width:139px;">38905; 38477; 39700</td>
			<td style="width:251px;">Any guided UV source that delivers 300-450 nm, &#62;200 mW/cm2 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">500 ml beaker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">FB-100-600</td>
			<td style="width:251px;">Any vessel of approximately the same size and shape may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S47807</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand capable of mounting a clamped sheath flow apparatus above the level of the syringe pumps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Ring stand clamp holder (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S02625</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp holder capable of holding the clamps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand clamps (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">02-216-352</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp capable of holding the clamped sheath flow apparatus and light guides may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">1, 5, and 60 ml Syringes</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-823-16H; 14-823-16D; 14-820-11</td>
			<td style="width:251px;">Any syringe with known inner diameter and sufficient volume may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Poly(methylmethacrylate) (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8560K239</td>
			<td style="width:251px;">Polycarbonate and cyclic olefin copolymer may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Polyether ether ketone (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8504K25</td>
			<td style="width:251px;">Solvent resistant machinable materials may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Aluminum (3.2, 9.5 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">1651T41; 9246K23</td>
			<td style="width:251px;">Substitute other materials as needed</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microfluidic fabrication of polymeric and biohybrid fibers with predesigned size and shape

Un fluide « gaine » passant par un canal microfluidique à faible nombre de Reynolds peut être dirigé autour d’un autre flux « noyau » et utilisé pour dicter la forme ainsi que le diamètre d’un flux de noyau. Les rainures dans le haut et le bas d’un canal microfluidique ont été conçues pour diriger le fluide de gaine et façonner le fluide de noyau. En faisant correspondre la viscosité et l’hydrophilie des fluides de gaine et de noyau, les effets interfacial sont minimisés et des formes complexes de fluide peuvent être formées. Le contrôle des débits relatifs des fluides de gaine et de noyau détermine la section transversale du fluide central. Les fibres ont été produites avec des tailles allant de 300 nm à ~ 1 mm, et les sections transversales des fibres peuvent être rondes, plates, carrées ou complexes comme dans le cas des fibres à double ancrage. La polymérisation du fluide central en aval de la région de mise en forme solidifie les fibres. Les chimies de clic photoinitiées sont bien adaptées à la polymérisation rapide du fluide central par irradiation avec la lumière ultraviolette. Des fibres avec une grande variété de formes ont été produites à partir d’une liste de polymères, y compris des cristaux liquides, des résines poly (méthylméthacrylate), thiol-ène et thiol-yne, du polyéthylène glycol et des dérivés d’hydrogel. Un cisaillement minimal pendant le processus de mise en forme et des conditions de polymérisation douces rendent également le processus de fabrication bien adapté à l’encapsulation de cellules et d’autres composants biologiques.

Une conception simple en 2 étapes, utilisant des rainures de mise en forme et trois entrées de solution, a été utilisée pour créer des fibres creuses(Figure 1). Des simulations COMSOL ont été utilisées pour déterminer les rapports débit-débit appropriés afin d’obtenir la taille de section transversale souhaitée(Figure 1,ESI Video). Une combinaison de fraisage et de moulage a produit les composants pour l’ensemble d’écoulement de gaine pour fabriquer les fibres(Figure 2). L’ensemble complet comprenait le dispositif d’écoulement de gaine, un laser UV couplé à fibre optique, trois pompes à seringues, un bain de collecte (bécher) et une bobine de collecte de fibres(Figure 3).
La polymérisation du matériau de revêtement a été initiée par la source de lumière UV, et des fibres creuses ont été extrudées du microcanal dans le bain de collecte. La fibre s’est formée et a été recueillie en continu jusqu’à ce que la lumière UV soit éteinte. La production de fibres s’est poursuivie pendant des minutes et a généré une seule fibre de plus d’un mètre de longueur. Les fibres fabriquées dans ces conditions avaient un diamètre d’environ 200 μm. La structure des fibres a été visualisée utilisant la microscopie optique et électronique. Les fibres avaient une forme ovale avec un noyau creux. L’action capillaire a été utilisée pour introduire du liquide et des bulles à l’intérieur de la fibre et a confirmé que la structure creuse était continue sur toute la longueur de la fibre(figure 4A).
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1.jpg"> Figure 1. Conception du dispositif de flux de gaine et données COMSOL. Le dispositif de fabrication à deux sections avec des rainures droites a été choisi pour produire une fibre creuse (tournée autour de l’axe x de 45°). Les simulations COMSOL à gauche montrent comment les rapports noyau:revêtement:débit de gaine (nombres inférieurs à chaque simulation) ont un impact sur la taille finale des fibres creuses. La section transversale du microcanal est de 1 mm x 0,75 mm, et les rayures ont une largeur de 0,38 mm et une profondeur de 250 μm. Les rayures sont à un ∠45° par rapport au canal.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig2highres.jpg" width="500"> Figure 2. Vue éclatée de l’ensemble d’écoulement de gaine. De haut en bas, (A) mandrin d’entrée, (B) plaque de fixation, (C) couvercle de microcanal, (D) base de microcanal, (E) plaque de fixation. Les composants sont fabriqués à partir d’aluminium, d’aluminium, de COC (ou PDMS), de COC (ou PEEK) et d’aluminium, respectivement. Les trous régulièrement espacés accueillent des vis d’assemblage.
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3.jpg"> Figure 3. Photo de mise en page et vue d’ensemble schématique. La configuration comprend un ensemble d’écoulement de gaine fixé verticalement sur un bécher contenant un bain d’eau, un laser à fibre optique pour la photopolymérisation, trois pompes à seringue et une broche pour collecter des fibres polymères. L’encart montre l’assemblage de fabrication avec éclairage UV. (A) Gaine et entrées de noyau, (B) canal microfluidique, (C) lumière UV, (D) réservoir de collecte, (E) fibre polymérisée étant recueillie.
<img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4.jpg"> Figure 4. Images de micrographie électronique optiques et à balayage de fibres réalisées à l’aide de la mise au point hydrodynamique. Les fibres ont été fabriquées dans les formes suivantes en utilisant la mise au point hydrodynamique: (A) Tubes creux, (B) Rubans rectangulaires, (C) Rubans élastiques minces, (D) Triangles, (E) Haricots rouges, (F) Chaîne de perles, (G) Fibre ronde avec nanofibre de carbone incorporée, et (H) Double ancre en forme. Les fibres sont faites de divers matériaux dont des acrylates, des méthacrylates et des thiol-enes.
 <a href="/files/ftp_upload/50958/ESI_Video.mp4" target="_blank">Vidéo ESI.</a> Diagramme de tranches produit dans COMSOL Multiphysics représentant la moitié du microcanal avec des fluides de noyau, de revêtement et de gaine entrant dans le dispositif et traversant les rainures diagonales à deux étages modifiant l’écoulement. Les débits de carotte, de revêtement et de gaine simulés sont de 1, 28 et 256 μl/min, respectivement. La vidéo représente ~ 6 secondes en temps réel, ralenti 6 fois à des fins d’illustration.

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Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

Deux fluides adjacents passant par un canal microfluidique rainuré peuvent être dirigés pour former une gaine autour d’un noyau de prépolymère; déterminant ainsi à la fois la forme et la section transversale. La polymérisation photoinitiée, telle que la chimie du clic thiol, est bien adaptée à la solidification rapide du fluide central en une microfibre avec une taille et une forme prédéterminées.

Fabrication microfluidique de fibres polymères et biohybrides avec une taille et une forme redessinées

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

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JoVE Journal

Bioengineering

8.4K vues.  US Naval Research Laboratory. Deux fluides adjacents passant par un canal microfluidique rainuré peuvent être dirigés pour former une gaine autour d’un noyau de prépolymère; déterminant ainsi à la fois la forme et la section transversale. La polymérisation photoinitiée, telle que la chimie du clic thiol, est bien adaptée à la solidification rapide du fluide central en une microfibre avec une taille et une forme prédéterminées.

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Fabrication of a Bioactive, PCL-based "Self-fitting" Shape Memory Polymer Scaffold

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to the success of this approach is a scaffold that is able to conformally fit within an irregular defect while also having the requisite biodegradability, pore interconnectivity and bioactivity. By nature of their shape recovery and fixity properties, shape memory polymer (SMP) scaffolds could achieve defect &#8220;self-fitting.&#8221; In this way, following exposure to warm saline (~60 &#186;C), the SMP scaffold would become malleable, permitting it to be hand-pressed into an irregular defect. Subsequent cooling (~37 &#186;C) would return the scaffold to its relatively rigid state within the defect. To meet these requirements, this protocol describes the preparation of SMP scaffolds prepared via the photochemical cure of biodegradable polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method. A fused salt template is utilized to achieve pore interconnectivity. To realize bioactivity, a polydopamine coating is applied to the surface of the scaffold pore walls. Characterization of self-fitting and shape memory behaviors, pore interconnectivity and in vitro bioactivity are also described.

Fabrication of a Bioactive, PCL-based &quot;Self-fitting&quot; Shape Memory Polymer Scaffold

Scaffolds capable of fitting within cranio-maxillofacial (CMF) bone defects while exhibiting osteoconductivity and bioactivity are of interest. This protocol describes the preparation of a shape memory scaffold based on polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method employing a fused salt template and application of a bioactive polydopamine coating.

Fabrication d&#39;une mémoire de forme &quot;auto-ajustement&quot; à base de PCL bioactifs, Polymer Échafaudages

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Une plate-forme microfluidique pour le traitement de précision de petit volume échantillon et son utilisation pour Taille séparer les particules biologiques avec un Microdevice acoustique

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

, Fabrication de réseaux microfluidiques vasculaire dérivés à base de laser guidée par l&#39;image

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

Fabrication de dispositifs microfluidiques à base de papier en trois dimensions pour les immunoessais

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Feuil sec axée sur la résine photosensible de biocapteurs microfluidiques électrochimiques plate-forme : Fabrication de dispositifs, préparation de dosage sur puce et fonctionnement du système

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Fabrication évolutive d’étirable, Dual Channel, puces microfluidiques orgue

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

Une plate-forme microfluidique pour stimuler les chondrocytes avec compression dynamique

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...