Mark J. Kearns reçoit l&#39;appui du Programme UBC cliniciens-chercheurs (décerné par le Collège royal des médecins et chirurgiens du Canada), et de l&#39;UBC 4YF bourse de doctorat. John H. Boyd est une association nationale Sanitorium et Fondation Michael Smith pour la recherche en santé Scholar. Le financement par les IRSC. Les auteurs tiennent à remercier le Dr M. Allard et Richard Wamboldt pour leur aide à l&#39;installation et l&#39;entretien du matériel de perfusion.

Tous les animaux ont été logés et soignés conformément aux directives institutionnelles pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire national et. L&#39;approbation éthique pour ce protocole a été accordée par l&#39;Université du Comité de protection des animaux de la Colombie-Britannique. Mâles, les rats Sprague-Dawley pesant entre 300 à 450 g ont été utilisés pour ce protocole. Opération 1. des donateurs <ol><li> Avoir environ 100 ml de cardioplégie (RT) dans un ballon cylindrique reliée à longue intraveineuse (IV) tube de cathéter par un robinet à 3 voies. Utilisez un support pour élever le ballon à environ 80 cm au-dessus de la surface active, permettant la livraison de cardioplégie par gravité. </li><li> Pour visualiser correctement les structures, utiliser une paire de loupes chirurgicales ou d&#39;un microscope à dissection. NOTE: Nous utilisons actuellement un microscope opératoire binoculaire avec 3.4 - 21.3X grossissement. </li><li> Placez le donateur dans une chambre d&#39;anesthésie et induire une anesthésie avec 4 - 5% d&#39;isoflurane. </li&gt; <li> Transférez le rat à une plate-forme d&#39;exploitation et maintenir une anesthésie par le nez cône avec 1 - 2% d&#39;isoflurane. Appliquer une pommade vétérinaire aux yeux de l&#39;animal pour prévenir la sécheresse. Administrer midazolam (2 mg / kg) par voie intrapéritonéale avec une aiguille 25 G. </li><li> L&#39;aide de tondeuses chirurgicales, de se raser le donneur de xiphisternum à la mandibule. Raser une petite région de l&#39;aine gauche (pour un accès ultérieur de IV). Appliquez un agent d&#39;épilation les surfaces actives, attendez environ 5 min, et enlever les poils avec un morceau de gaze. </li><li> Prep les sites chirurgicaux avec une solution à base de chlorhexidine povidone-iode ou (nous utilisons seulement la chlorhexidine). Infiltrez sites incisionnelles avec 0,1 à 0,5% de lidocaïne sous-cutanée. </li><li> Fixez les membres antérieurs et postérieurs gauche à la plate-forme d&#39;exploitation avec du ruban adhésif, laissant le droit postérieur gratuit pour le suivi de profondeur de l&#39;anesthésie et les signes vitaux. </li><li> Après avoir vérifié la profondeur de l&#39;anesthésie appropriée par la pédale pincée, faire une incision dans l&#39;aine pli gauche en utilisantun scalpel 22-lame. Par dissection, exposer la veine fémorale commune gauche et d&#39;obtenir un accès IV comme suit: <ol><li> Rétracter délicatement le tissu recouvrant la veine fémorale, et cathétériser la veine avec un 24 G IV. Connectez le IV à une courte longueur de tubulure IV rempli de solution saline, et fixer le tube en place avec du ruban adhésif. NOTE: La procédure de cathétérisme veineux fémoral chez le rat est décrit ailleurs par Jespersen et ses collègues 14. </li><li> Raccorder une seringue de 10 ml rempli de solution saline pour le tuyau IV, et aspirer le sang doucement pour assurer un positionnement correct de l&#39;IV. </li><li> Injecter 300 à 500 UI d&#39;héparine non fractionnée à travers le tuyau IV, et ensuite rincer le tube avec 3-5 ml d&#39;une solution saline. </li></ol></li><li> Ensuite, tracheotomize le donneur comme suit: <ol><li> Faire une incision médiane dans les tissus mous entre la veine jugulaire et la mandibule à l&#39;aide d&#39;un scalpel 22-lame. Pénétrer dans la capsule de la glande thyroïde dans la ligne médiane en utilisant Metzenciseaux Baum, et ses lobes distincts utilisant dissection. </li><li> Utilisation de dissection émoussé, séparer les muscles de la sangle du cou sur la ligne médiane pour exposer la surface antérieure de la trachée. </li><li> Utilisez une pince à disséquer courbes carrément un plan circonférentiel autour de la trachée. Entourez la trachée avec une cravate de soie 4-0. </li><li> Utilisation de ciseaux à iris, faire une incision transversale dans la trachée-artère antérieure, inférieure à environ 5 mm du cartilage thyroïde. Introduire doucement la canule trachéale (un 14 G IV) et le fixer en place à l&#39;aide de la cravate de soie 4-0. </li><li> Raccorder la canule trachéale à un ventilateur mécanique. Rediriger le flux d&#39;oxygène et de l&#39;isoflurane à travers le circuit de ventilation, et ventiler le donateur à un rythme et le volume de marée prédit par son poids 13. </li></ol></li><li> Faire une incision sur la ligne médiane de la poitrine (en utilisant un scalpel à lame 22), prolongeant l&#39;incision à l&#39;encoche jugulaire au-dessous de la xipisternum. </li><li> Rester dans la ligne médiane, Effectuez une sternotomie médiane à l&#39;aide d&#39;un coupe-os. Rétracter les bords du sternum avec un écarteur autostatique. Entrez le péricarde et cavités pleurales. </li><li> Effectuez une thymectomie. Il est plus facile de diviser premier carrément le thymus dans la ligne médiane, puis séparer de structures environnantes utilisant une combinaison de dissection et nette. NOTE: L&#39;origine des artères thoraciques internes peut être blessé en disséquant le thymus à partir des bords supérieurs du sternum. Pour prévenir les saignements, pinces hémostatiques peuvent être appliquées avant de retirer le thymus à ces points. </li><li> Avec des ciseaux de Metzenbaum et / ou une forte Lauer, disséquer péri-caval graisse loin de la veine cave inférieure (VCI). Assurez-vous que l&#39;IVC est relativement exempt de graisse et du tissu conjonctif de la jonction de cavo-auriculaire supérieurement, au diaphragme en bas. </li><li> Utiliser une forte Lauer, la circonférence gratuitement la veine cave supérieure (SVC) et l&#39;encercler avec une cravate de soie 4-0. </li><li> Ensuite, disséquer leveine cave laissé libre de structures environnantes, et ligaturer proximale et distale avec 4-0 cravates en soie. Réséquer la partie intermédiaire de cava pour exposer l&#39;artère sous-clavière gauche. </li><li> Circonférence gratuitement les vaisseaux de l&#39;arc aortique utilisant une forte Lauer. Appliquer agrafes chirurgicales proximale et distale de l&#39;artère iliaque, et de le diviser entre les clips. Laissez l&#39;artère carotide commune gauche et l&#39;artère sous-clavière gauche non coupée. </li><li> Ensuite, canuler SVC avec un cathéter 24 G IV. Fixez le cathéter avec le 4-0 cravate de soie placé précédemment. </li><li> Préparez-vous à une récolte de greffe expédient, mais en douceur. </li><li> Avec des ciseaux pointus, diviser la VCI juste supérieure à la surface diaphragmatique. Divisez la SVC supérieure à son site de canulation, veiller à ce que les structures des voies respiratoires à proximité ne sont pas blessés. </li><li> Éteignez le ventilateur et débranchez la canule trachéale. Transect la trachée proximale. </li><li> Saisir la trachée sectionnée avec une pince, et retirer le coeuret les poumons en bloc. Cela nécessitera une légère traction avec dissection fine que la greffe cœur-poumon est enlevée. Séparer la trachée de l&#39;oesophage sous-jacent. Éviter de blesser l&#39;aorte descendante, de sorte qu&#39;une longue portion de celui-ci reste intact après la récolte. </li></ol> 2. Préparation du Coeur-poumon Graft REMARQUE: tout en complétant cette partie de la procédure, un assistant devrait être anesthésier le rongeur bénéficiaire et préparer implantation du greffon. <ol><li> Passer la greffe cœur-poumon sur gaze chirurgicale avec la face antérieure du cœur vers le bas. Utilisation de dissection, enlever toute oesophage résiduelle, éviter les blessures aux voies aériennes postérieures. </li><li> Situer l&#39;aorte thoracique descendante et insérer un 16 G bout arrondi canule. Fixez la canule en place avec une cravate de soie 4-0. </li><li> Repérez les navires de l&#39;arc aortique, et appliquer une pince chirurgicale à l&#39;artère sous-clavière gauche. Laissez l&#39;artère carotide gauche non taillés pour la sousséquent de-diffusion. </li><li> Administrer la première dose de cardioplégie en raccordant la tubulure de cardioplégie à la canule aortique 16 G. L&#39;artère carotide doit être obturée temporairement avec une pince pour assurer la livraison adéquate de cardioplégie. NOTE: Un avantage d&#39;avoir la canule aortique attaché est que cardioplégie peut être administré en continu et / ou par intermittence comme souhaité. Pour le dosage intermittent, nous livrons généralement cardioplégie tous les 10 - 15 min dans 5 ml bolus sur 30 - 45 sec. </li><li> Avec des ciseaux de Metzenbaum et / ou une forte Lauer, disséquer la graisse péri-aortique loin de l&#39;aorte. Assurez-vous que l&#39;aorte est relativement exempt de graisse et de tissu conjonctif à partir de l&#39;artère sous-clavière gauche (arche distale) de son site de canulation. </li><li> Ensuite, exposer la bronche souche gauche en utilisant une forte Lauer et ligaturer proximale avec une cravate de soie 4-0. Transect la bronche distale gauche à la ligature en utilisant l&#39;iris ciseaux. Effectuez une pneumonectomie gauche en ligaturant pulmonaire gaucheartère et la veine avec 4-0 cravates en soie. Transect distale de la ligature et retirer le poumon gauche. </li><li> Comme ci-dessus, retirez tous les autres lobes pulmonaires à l&#39;exception des lobes supérieur et moyen droite. Éviter de blesser l&#39;IVC dans le processus d&#39;exécution lobectomies. </li><li> Connectez le tube de cardioplégie à la canule aortique et administrer cardioplégie continue alors que le destinataire est en cours de préparation. Placez la greffe cœur-poumon dans un récipient stérile (par exemple, un bécher). </li></ol> 3. bénéficiaire d&#39;exploitation <ol><li> Anesthésier le destinataire que par l&#39;opération de donateurs, ci-dessus. Utilisez vétérinaire pommade pour protéger les yeux de l&#39;animal de la sécheresse. Confirmez anesthésie fréquemment par la pédale pincée. </li><li> Placez l&#39;animal comme par l&#39;opération des donateurs, laissant cette fois le droit des membres antérieurs libre de surveiller les signes vitaux et profondeur de l&#39;anesthésie. </li><li> Raser l&#39;abdomen de xiphisternum à pénis. Raser une petite région de l&#39;aine gauche (pour un accès ultérieur de IV). Appliquer uneAgent d&#39;épilation les surfaces actives, attendez environ 5 min, et enlever les poils avec un morceau de gaze. </li><li> Prep les sites chirurgicaux avec une povidone-iode ou une solution à base de chlorhexidine. Infiltrez sites incisionnelles avec 0,1 à 0,5% de lidocaïne sous-cutanée. </li><li> Tracheotomize et ventiler le destinataire comme indiqué ci-dessus. Alternativement, de maintenir le destinataire sous le nez cône anesthésie. </li><li> L&#39;introduction d&#39;un cathéter dans la veine fémorale comme décrit ci-dessus. Injecter 300 à 500 UI d&#39;héparine non fractionnée à travers le tuyau IV, et ensuite rincer le tube avec 3-5 ml d&#39;une solution saline. </li><li> Effectuez une laparotomie en faisant une incision abdominale médiane avec un scalpel 22-lame xiphisternum à pénis. Rétracter la paroi abdominale à l&#39;aide d&#39;un écarteur autostatique. Ensuite, retirer les entrailles en haut et à gauche du rat. Enveloppez-les dans un endroit chaud, de la gaze imbibée de solution saline. </li><li> Exposer l&#39;aorte abdominale IVC et en disséquant fortement à travers la re sus-jacentetro-péritonéale graisse. </li><li> Avoir une pince de vaisseau courbe disponible et prêt. </li><li> Circonférence libérer la VCI et l&#39;aorte proximale et distale et les encercler avec 4-0 cravates en soie. Il devrait y avoir environ 2 - 3 cm d&#39;espace entre ces sites. </li><li> Appliquer soigneusement la pince de vaisseau courbe, veiller à ce qu&#39;une part suffisante des deux IVC et l&#39;aorte sont exposés ci-dessus les mâchoires de la pince. </li><li> Faire une incision dans la paroi antérieure de la veine cave inférieure avec une aiguille 25 G raccordée à une seringue de 1 ml rempli de solution saline. Elargir l&#39;incision avec des ciseaux de Potts pour correspondre à la longueur du donneur IVC orifice. </li><li> Retirer la greffe cœur-poumon de son récipient et débrancher de cardioplégie. Placer le greffon dans l&#39;abdomen du destinataire dans une position optimale pour effectuer l&#39;anastomose veineuse. NOTE: La greffe cœur-poumon sera finalement orienté légèrement en oblique, avec le sommet pointant vers l&#39;abdomen de quadrant inférieur gauche. </li><li> Fixez le talonet bouts de chaussures de l&#39;anastomose avec 9-0 suture en nylon. Faire un nœud sécurisé à chaque extrémité, laissant l&#39;aiguille fixée à un long bras de suture, et une courte fin de suture d&#39;être lié à plus tard. Administrer une dose de cardioplégie. </li><li> En exécutant la mode, complète la moitié de la ligne de suture et une cravate au bras opposées de suture courte. Administrer une dose de cardioplégie. </li><li> Remplissez l&#39;autre moitié de la ligne de suture et l&#39;attacher vers le bas. L&#39;anastomose veineuse est terminée. Administrer une dose de cardioplégie </li><li> Orientez la greffe cœur-poumon avec sommet pointant du cœur vers l&#39;abdomen de quadrant inférieur gauche. Assurez-vous que l&#39;anastomose veineuse ne soit pas plié ou tordu. </li><li> Évaluer la longueur de l&#39;aorte des donateurs qui sera nécessaire pour atteindre l&#39;aorte bénéficiaire, le maintien à la fois IVC et anastomoses aortiques dans des configurations sans tension et non vrillées. </li><li> Diviser l&#39;aorte descendante (distal par rapport au artère sous-clavière gauche) avec une paire de ciseaux à iris. </li><li> Faire une incision, dans la paroi antérieure de l&#39;aorte de destinataire avec une aiguille 25 G raccordée à une seringue de 1 ml rempli de solution saline. Elargir l&#39;incision avec des ciseaux de Potts pour correspondre à la longueur de l&#39;orifice aortique de donneur. </li><li> Ancrer la pointe (de face supérieure) de l&#39;aorte donneur au receveur aorte en utilisant une suture 9-0 en nylon. Ensuite, passer l&#39;aiguille à la face médiale de l&#39;aorte et remplir la moitié de l&#39;anastomose dans la gestion de la mode. </li><li> Au talon de l&#39;anastomose aortique, inverser l&#39;orientation de la ligne de suture (une transition dans le sens de la couture), et compléter la moitié latérale de l&#39;anastomose dans la gestion de la mode. </li><li> Lentement retirer le cathéter IV dans le SVC, et ligaturer le SVC avec une pince chirurgicale. </li><li> De l&#39;air de l&#39;aorte en localisant l&#39;artère carotide commune non écrêté gauche. Maintenez l&#39;artère ouverte, dans une position verticale qui permet à l&#39;air d&#39;être évacué librement. </li><li> Brièvement ouvrir les mâchoires de la pince du vaisseau courbé et permettre à l&#39;artère carotide à saigner (de-air) pour les 2 - 3 sec. Re-appliquer la pince de navire. </li><li> Appliquer une pince chirurgicale à l&#39;artère carotide. Retirer la pince de vaisseau courbe. </li><li> Vérifiez saignements au niveau des lignes de suture. Le cas échéant, appliquer une compression douce avec de la gaze chirurgicale ou la réparation d&#39;une longueur de 9-0 suture en nylon (selon la gravité de l&#39;hémorragie). </li><li> Le cœur d&#39;un donneur devrait reprendre en battant en quelques minutes. </li><li> Portez une attention particulière aux signes vitaux du destinataire, la profondeur de l&#39;anesthésie, de réanimation et administrer le volume au besoin. </li><li> Selon les paramètres expérimentaux, soit fermer l&#39;abdomen de l&#39;animal et laissez-le se remettre de l&#39;anesthésie, ou de préparer l&#39;animal pour l&#39;évaluation cardiovasculaire. NOTE: Exemples d&#39;évaluation de greffe comprennent des mesures in vivo de l&#39;hémodynamique fonction de la charge et indépendant de la charge, des mesures in vitro de la fonction dans Langendorff et les modes de travail, et cardiaques (en chirurgie de survie) ou échocardiographiques enquêtes IRM. </li><li> Aufin des expériences terminaux aiguës, les animaux sont euthanasiés par exsanguination. </li></ol>

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Les auteurs ont rien à révéler.

Le succès de la technique décrite ici est fondée sur plusieurs facteurs. Clé d&#39;entre eux sera d&#39;assurer la stabilité des deux animaux donateurs et bénéficiaires, en adoptant la technique opératoire méticuleuse qui est sûr et associé avec un minimum de perte de sang, assurant un arrêt cardioplégique complète avec refroidissement de greffe uniforme, minimisant le temps ischémique totale, et suffisamment dé-aérer la greffe. Comme l&#39;a reconnu ci-dessus, la complexité technique de la technique e...

The first rodent model of heterotopic abdominal heart transplantation (HAHT) was described by Abbott and colleagues in 19641. This technique, and subsequent modifications have been widely applied to characterize transplant graft function and immunologic status. The majority of HAHT techniques described involve a non-volume loaded heart2,3. Models of HAHT involving volume-loaded ventricles have been described, but they are frequently limited in one or more respects.
Heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) with a volume-loaded left ventricle (LV) has been described previously. Chen and colleagues4, and subsequently Ibrahim and colleagues5 described HAHLT with a single aorto-aortic (donor ascending to recipient abdominal aorta) anastomosis. The only volume load presented to the ventricle in this circulation is the coronary venous return. Asfour and colleagues described a HAHT technique in which the lung circuit was eliminated by anastomosing donor pulmonary artery (PA) to donor left atrium (LA)6. In this circulation, venous inflow to right ventricle (RV) occurs via a donor SVC to recipient IVC anastomosis, and the subsequent LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function was partially assessed in vivo, and also in vitro using a Langendorff rig. Figueiredo and colleagues described a HAHLT model similar to our own7, but in mice. Venous inflow to the RV occurs via donor SVC to recipient IVC anastomosis. Blood subsequently passes through the single lung circulation and LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function in their study was assessed by magnetic resonance imaging (MRI). Wen and colleagues described a unique HAHT technique in which the LV is loaded by means of a recipient aorta to donor LA anastomosis8. The LV, therefore, fills at systemic pressures. Cardiac function, and whether LV stroke volume is ejected antegradely in their model was not assessed.
Many of the techniques referenced above involve non-physiologic LV loading conditions, including the techniques whose partial LV load is represented only by coronary venous return. On the other hand, many techniques do approach physiologic LV loading. The majority of these techniques, as with the technique of Asfour and colleagues, omit the pulmonary circulation and utilize a donor PA to donor LA anastomosis6,9. The circulation described by Galinanes and colleagues10 employs a direct recipient cava to donor LA anastomosis, omitting the pulmonary circulation and the right heart. Yokoyama and colleagues achieve the same effect by ligating the donor PA and creating an interatrial communication in the donor heart (omitting donor lung and right heart circulations)11. The circulation of Maruyama and colleagues12 involves an anastomosis between donor left PA and recipient Ao, which permits LV filling via the pulmonary circulation as a conduit, but effectively excludes the right heart.
In cases where near physiologic loading conditions were met, we advance the technique of HAHLT in 2 major respects. First, to our knowledge, the exact configuration we report has not been described in rats. It is possibly the most versatile circulation for investigators wishing to study the physiology, structure, and immunology of the transplanted heart-lung graft. Second, we describe how the function of the transplant graft can be directly characterized in vivo. For this application, pressure-volume conductance catheters can be introduced directly into the LV apex of the transplant graft, which allows for complete cardiac functional characterization. 
The technique described here can be applied to both acute and chronic studies of transplant graft function, while the functional assessment may be performed either in vivo or in vitro. We present a model in which the loading conditions can be near physiologic, however the degree of ventricular loading may be manipulated both acutely and chronically by diverting venous return towards or away from the graft. Afterload conditions can also be manipulated. Because the lung and its airway are retained in this transplant configuration, investigators can re-ventilate the donor lung acutely. Uniquely, lung re-ventilation changes the composition of blood perfusing the transplant coronary arteries. Under non-ventilated conditions, blood ejected from the donor aorta is deoxygenated, and mixes with oxygenated blood in the recipient aorta. Under acutely ventilated conditions, ejected blood becomes oxygenated. Thus, transplant graft function can be compared under ventilated and non-ventilated conditions, and also under variably loaded conditions.
The protocol below describes important modifications to previously described HAHLT donor and recipient operations. It also describes an optimal technique for protecting the transplant graft throughout the period of ischemia (time between donor explant and recipient implant). Advantages of this technique include physiologic conditions potentially approaching that of an orthotopically transplanted graft, and a wide range of investigative applications. An important limitation is its technical complexity. With adequate mentoring and practice, the advantages of this technique will likely outweigh the challenges in adopting it.

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		<tr>
			<td>Material/Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celsior Cardioplegic Soution</td>
			<td>Genzyme</td>
			<td></td>
			<td>The solution is kept on ice throughout the procedure. We prepare our own solution, with slight modifications.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>Model 683</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vital Sign Monitor</td>
			<td>Nonin</td>
			<td>Model 9847V</td>
			<td>Displays SpO2 and heart rate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Cannulae</td>
			<td>Jelco</td>
			<td>3063</td>
			<td>24-26G x 3/4&#34; cannulae.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Tubing</td>
			<td>CareFusion</td>
			<td>MP9259-C</td>
			<td>Short-length connector tubing (18cm).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Clips</td>
			<td>Teleflex Medical</td>
			<td>001204</td>
			<td>Horizon titanium ligating clips.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures</td>
			<td>Ethicon, Sharpoint</td>
			<td>LA54G, AK-0107</td>
			<td>3-0 silk reel, and 9-0 prolene suture (single-armed, DR5 needle).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Instruments</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>The instruments used are generic, and can be purchased from any surgical supply company.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat heterotopic abdominal heart/single-lung transplantation in a volume-loaded configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

La technique de HAHLT décrit ci-dessus est très technique et nécessite une attention particulière aux détails. Tableau 1 met en évidence certains des principaux facteurs associés à la réussite par rapport procédures infructueuses, et peuvent être utilisées comme un guide pour le dépannage de difficultés techniques. Après l&#39;aorte du destinataire est desserré, les artères coronaires greffés doivent être considérées à se remplir de sang oxygéné. En c...

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Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotopic abdominale Coeur / Transplantation pulmonaire simple dans une configuration de volume chargé

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

rat-heterotopic-abdominal-heartsingle-lung-transplantation-volume

Research

JoVE Journal

Medicine

8.3K vues.  UBC James Hogg Research Center, St. Paul's Hospital. We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

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Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Une transplantation hépatique orthotopique chez le rat

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Recherche

Médecine

Heterotopic Auxiliary Rat Liver Transplantation With Flow-regulated Portal Vein Arterialization in Acute Hepatic Failure

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the failing native liver has regenerated.1-3 The APOLT-method, the orthotopic implantation of auxiliary segments- averts most of the technical problems. However this method necessitates extensive resections of both the native liver and the graft.4 In 1998, Erhard developed the heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) utilizing portal vein arterialization (PVA) (Figure 1). This technique showed promising initial clinical results.5-6 We developed a HALT-technique with flow-regulated PVA in the rat to examine the influence of flow-regulated PVA on graft morphology and function (Figure 2).
A liver graft reduced to 30 % of its original size, was heterotopically implanted in the right renal region of the recipient after explantation of the right kidney.&#160; The infra-hepatic caval vein of the graft was anastomosed with the infrahepatic caval vein of the recipient. The arterialization of the donor&#8217;s portal vein was carried out via the recipient&#8217;s right renal artery with the stent technique. The blood-flow regulation of the arterialized portal vein was achieved with the use of a stent with an internal diameter of 0.3 mm. The celiac trunk of the graft was end-to-side anastomosed with the recipient&#8217;s aorta and the bile duct was implanted into the duodenum. A subtotal resection of the native liver was performed to induce acute hepatic failure. 7
In this manner 112 transplantations were performed. The perioperative survival rate was 90% and the 6-week survival rate was 80%. Six weeks after operation, the native liver regenerated, showing an increase in weight from 2.3&#177;0.8 g to 9.8&#177;1 g. At this time, the graft&#8217;s weight decreased from 3.3&#177;0.8 g to 2.3&#177;0.8 g.
We were able to obtain promising long-term results in terms of graft morphology and function. HALT with flow-regulated PVA reliably bridges acute hepatic failure until the native liver regenerates.

Auxiliary liver transplantation provides a temporary support in acute hepatic failure, until regeneration of the failing liver. The heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) with portal vein arterialization (PVA) renders sufficient liver function. We developed an analogous technique in the rat, to examine the influence of the portal vein arterialization on the morphology and function of the graft.

Hétérotopique auxiliaire Rat Liver Transplantation avec un débit régulé veine porte artérialisation dans l&#39;insuffisance hépatique aiguë

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Un modèle simplifié pour la transplantation valvulaire cardiaque hétérotopique chez les rongeurs

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Protocole de transplantation cardiaque hétérotopique porcine pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Une technique de brassard modifiée pour un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...

A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other animal models. Although first described by Shipchandler et al. in 2009, this technique is not widely used, possibly due to the difficulties in learning the microsurgical technique and time required to master it. This paper describes the surgical steps in detail, as well as potential pitfalls to avoid, in order to encourage effective use of this technique.
In this model, the bilateral carotid arteries of the donor larynx are anastomosed to the recipient carotid artery and external jugular vein, allowing for blood flow through the graft. Blood flow can be confirmed intraoperatively by the visualization of blood filling in the graft bilateral carotid arteries, reddening of the thyroid glands of the graft, and bleeding from micro vessels in the graft. The crucial elements for success include delicate preservation of the graft vessels, making the correct size arteriotomy and venotomy, and using the appropriate number of sutures on the arterial-arterial and arterial-venous anastomoses to secure vessels without leakage and prevent occlusion. 
Anyone can become proficient in this model with sufficient training and perform the procedure in approximately 3 h. If performed successfully, this model allows for immunologic studies to be performed with ease and at low cost.

The aim of this manuscript is to describe the microsurgical steps required to perform a heterotopic laryngeal transplant in mice. The advantages of this mouse model compared to other animal models of laryngeal transplantation are its cost-effectiveness and the availability of immunologic assays and data.

Un modèle murin hétérotopique pour étudier la transplantation laryngée

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...