Les auteurs tiennent à remercier le Dr Biagio Pietra pour ses travaux antérieurs dans notre laboratoire.

Tous les animaux ont été logés dans des conditions exemptes d&#39;agents pathogènes à l&#39;Université du Colorado Barbara Davis Centre animalerie sous l&#39;approbation du IACUC et soignés selon les directives du NIH. Profondeur de l&#39;anesthésie est jugée par pincement de l&#39;orteil d&#39;abord et par le respect des taux de respiration une fois la procédure a commencé. 1. Donateurs coeur de récolte <ol><li> Anesthésier la souris donneuse par injection de pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Immobiliser la souris par 4 voies restrictions et couper la fourrure. Essuyez la peau avec de l&#39;alcool. </li><li> Après dissection loin la peau, ouvrir la cavité abdominale par une incision transversale juste inférieure à la membrane. </li><li> Couper la membrane postérieure à l&#39;insertion costale et soulever la paroi thoracique antérieure en avant et en haut exposer le coeur. </li><li> Étendre une épaisseur pleine couper le postérieur latéral cavité thoracique sur les côtés gauche et droit de la poitrine. </li><li> Isoler l&#39;veine cave inférieure (VCI) et placer un lâche 5-0 soie suture autour de l&#39;IVC à côté de son insertion dans l&#39;oreillette droite. </li><li> Injecter 1,0 cc de 4 ° C saline héparine (200 u / cc) dans la veine cave inférieure, puis ligaturer le vaisseau avec la suture et fracture 5-0 soie. </li><li> Isoler le droit veine cave supérieure (rSVC) de la même façon et ligaturer avec 5-0 suture de soie et de diviser. </li><li> Roulez doucement le cœur vers le côté droit des animaux et isoler la veine cave supérieure gauche (LSVC), ligaturer avec un fil de soie 5-0 et diviser exposer l&#39;artère pulmonaire gauche. </li><li> Fixez le cœur sous une gaze humide tandis que le thymus est blunt dissection de la principale artère pulmonaire (AP) et la PA branches gauche et droite et croissant crosse aortique. </li><li> Blunt disséquer l&#39;arc aortique sans les tissus environnants. Micro-ciseaux sont utilisés pour diviser l&#39;aorte proximale de l&#39;artère brachiale-céphalique droit, c&#39;est à dire qu&#39;il devrait y avoir aucun branches entre le cœur et la divisionpoint de l&#39;aorte. </li><li> Cette section de la crosse de l&#39;aorte forme le brassard artériel pour le processus d&#39;implantation. </li><li> Tenir compte de la manchette aortique en bas pour exposer le tronc et les branches PA gauche et droit de la PA. </li><li> Blunt disséquer les branches PA gauche et droite à partir des tissus environnants dans la mesure du cœur que possible. Cela permet de dissection facile du tronc PA de tissus environnants. </li><li> Diviser le coffre PA comme distale que possible, juste en amont de sa bifurcation. Cette section de l&#39;artère pulmonaire veineuse constitue le brassard pour le processus d&#39;implantation. </li><li> Placez une suture en soie 5-0 autour de la base du cœur et une cravate. Le cœur est ensuite découpé libre à la base, et placée dans 4 ° C une solution saline. Moment de la récolte totale est d&#39;env. 10-15 min. </li></ol> 2. Coeur Implant Technique <ol><li> Anesthésier les souris receveuses avec du pentobarbital (/ kg de dose initiale IP 60 mg, 25 mg / kg dose supplémentaire IP si nécessaire). </li><li> Clip de la fourrure etimmobiliser la souris par 4 voies restrictions et préparer la peau avec de la povidone-iode et drapé dans un mode stérile. </li><li> Faire un 2 cm ligne médiane verticale incision abdominale et entrer dans la cavité abdominale. </li><li> Retrait de l&#39;intestin haut et externalisé sur la poitrine. Gardez enveloppé dans de la gaze humide stérile (solution saline stérile) tout au long de l&#39;affaire. </li><li> Isoler l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (VCI) sous les artères rénales et placez 4-0 liens de coton autour de l&#39;aorte et IVC supérieur puis inférieur au site d&#39;anastomose. </li><li> Identifier tous les navires lombaires dans le domaine et ligaturer avec 10-0 suture en nylon. </li><li> Nouer des liens de coton, d&#39;abord l&#39;inférieur suivi par le supérieur. De cette manière, un peu de sang est retenu dans la prise de l&#39;aorte aortotomie plus facile. </li><li> Former le aortotomie avec une aiguille 30 G pour entrer dans la lumière de l&#39;aorte. Elargir l&#39;incision avec de fines micro ciseaux pour une longueur d&#39;environ 2 mm. Cette incision est faite dans une ligne droite le long de la longuetudinal axe de la cuve. </li><li> Faire une fin anastomose de l&#39;aorte du donneur à l&#39;aorte bénéficiaire de la façon suivante. Placez un nylon 10-0 séjour de suture point dans l&#39;aorte des bailleurs de fonds et à l&#39;angle inférieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte du destinataire et une cravate. Placez un deuxième nylon 10-0 opposée à la première dans l&#39;aorte du donneur et le coin supérieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte abdominale et une cravate. </li><li> Faire une ligne de suture allant de supérieur à inférieur à la paroi latérale de l&#39;aorte et cravate contre un séjour point précédemment placé. N&#39;oubliez pas d&#39;apporter les intimas (surface intérieure du vaisseau) ainsi que vous assemblez. Puis suturer la partie médiane de façon courante et une cravate. Le premier et le dernier point de chaque côté doit être placé au plus près des points de séjour que possible. Puis objectif est d&#39;avoir trois points espacés entre ces deux pour un total de 5 points. </li><li> Faire une fin anastomose de l&#39;artère pulmonaire de donneur au receveur IVC de la façon suivante. Puncture la VCI avec une aiguille 30 G et étendre l&#39;incision pendant env. 2 mm avec de beaux ciseaux micro. Cette incision est faite dans une ligne droite le long de l&#39;axe longitudinal du navire. </li><li> Attachez l&#39;artère pulmonaire des bailleurs de fonds dans le coin inférieur de l&#39;incision dans la veine cave inférieure avec nylon 10-0. Placez un deuxième nylon 10-0 opposée à la première dans l&#39;artère du donneur et le coin supérieur de l&#39;incision dans la veine cave inférieure et une cravate. </li><li> Faire une ligne de suture s&#39;étendant entre l&#39;artère pulmonaire et la veine cave inférieure et une cravate. Le premier et le dernier point de chaque côté doit être placé au plus près des points de séjour que possible. Puis objectif est d&#39;avoir 5 points régulièrement espacés entre ces deux soit un total de 7 points. </li><li> Relâchez le coton rétablir le flux veineux distal 4-0 cravate. </li><li> Une fois l&#39;hémostase de l&#39;anastomose veineuse a été observée proximale 4-0 coton cravate est progressivement desserré et l&#39;anastomose artérielle observée pour l&#39;hémostase. Lorsque les deux anastomoses sont considérés comme sûrs, retirez le cotton cravates de la souris. </li><li> Retour de l&#39;intestin à l&#39;abdomen. La paroi abdominale est fermée en deux couches en utilisant 5-0 suture de soie dans un mode course. </li><li> Administrer un bolus de 1,0 ml de solution saline stérile normale chaud dans le ventre comme la réanimation liquidienne à la clôture, et 0,8 ml de solution saline normale est injecté par voie sous cutanée post-opératoire. Pas d&#39;autres mesures de soutien sont nécessaires pendant la chirurgie. Récupérer l&#39;animal sur une couverture chauffante. Temps implant totale est d&#39;env. 90-120 min pour les débutants, 45-60 min avec l&#39;expérience. Administrer la buprénorphine analgésie, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml au début de la procédure et tous les 6-12 h pendant 72 heures post-op. </li></ol> 3. Évaluation de la greffe <ol><li> Évaluer la fonction du greffon quotidiennement par palpation trans-abdominale. </li><li> Garder la souris comme si elle devait être reçu une injection intra-péritonéale. </li><li> Appuyez doucement sur la pointe d&#39;un index contre la paroi abdominale et de déterminer la str battantongueur et la régularité de la greffe. </li><li> Offrir la qualité de la palpation un score de 4 (amplitude et la fréquence normale) à 0 (non-battant rejeté la greffe). </li></ol> NOTES IMPORTANTES: Tous les instruments sont stérilisés, des gants stériles sont portés tout au long de la procédure et un champ stérile est maintenu. Les chirurgies donateurs et bénéficiaires sont effectués avec l&#39;utilisation d&#39;un microscope opératoire. Veiller à ce que les anastomoses sont «propres». C&#39;est que les parois arrière ne sont pas pris en plaçant des points. Cela entraînera un rétrécissement important de s&#39;écouler qui sera plus que probablement suite à une greffe échoué et dans les cas extrêmes à des membres postérieurs paralysie. Il est également essentiel que toute l&#39;épaisseur passe y compris l&#39;adventice vasculaire et l&#39;intima de l&#39;aiguille de suture sont atteints. Evertion des bords garantit également qu&#39;il n&#39;y a intima-à-intima de contact, ce qui contribue à l&#39;étanchéité et à la cicatrisation des anastomoses. Un autre fait d&#39;importance vitaleou est de s&#39;assurer que la tension des lignes de suture des anastomoses est également optimale. Trop lâche et il y aura une fuite irréversible, trop serré et une sténose de s&#39;écouler entraînera. Si du côté artériel cela se traduira par une mauvaise perfusion du greffon, si sur le côté veineux cœur congestionné entraînera.

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3,000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li><li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model.">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li><li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice.">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li><li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+alloreactive+CD4++and+CD8++T+cells:+there's+more+to+it+than+MHC+restriction.">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li><li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury.">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li><li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells:+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin.">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li><li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Cette technique chirurgicale n&#39;est pas facile à maîtriser, mais une fois maîtrisé est un puissant outil de recherche. Le chercheur / chirurgien est récompensé par la cohérence de la technique et par l&#39;attention au détail. Patience pendant la phase d&#39;apprentissage est la clé. Comme publié par Niimi 3, à l&#39;aide d&#39;un outil d&#39;apprentissage de vidéo sur ce qu&#39;il faut en moyenne 11 tentatives pour atteindre la première procédure succès et 78 tentatives pour parvenir à un taux de réussite de 90%. Vidéos sont devenus un outil pédagogique important dans la chirurgie 11,12. Dépannage Saignement des anastomoses peut se produire et cela est probablement attribuable à un manque de tension soit correcte dans les sutures, ou trop peu de points de suture. Même si un agent induisant la coagulation tels que Gelfoam peut être utile pour réduire les fuites, nous recommandons que le chirurgien doit s&#39;appuyer sur une bonne technique. Encombré coeur non battant est le plus souvent due à des anastomoses qui sont trop serrés, en particulier sur le côté veineux. Un non-bienheureuxng, greffé non perfusé est souvent causée par une bulle d&#39;air qui a voyagé dans l&#39;une des artères coronaires. Il est important de maintenir un champ humide-à-humide pour éviter l&#39;entrée des bulles dans les vaisseaux. Limites de la technique Cette technique n&#39;est pas adaptée si un chercheur veut étudier les effets sur un coeur entièrement fonctionnel. Il faudrait pour cela une technique de transplantation orthotopique, qui s&#39;est jusqu&#39;ici révélée impossible à effectuer. Significatives par rapport aux méthodes existantes Si l&#39;on veut étudier les effets sur, une transplantation d&#39;organe solide entièrement vascularisé chez la souris, puis le modèle de cœur est probablement le plus simple à maîtriser. Des modèles murins de cancer du poumon, du rein et de foie existent, mais sont beaucoup plus difficiles à apprendre et parfait. Étapes critiques dans le protocole Il est extrêmement important que toute l&#39;épaisseur pânes dont l&#39;adventice et la tunique vasculaire de l&#39;aiguille de suture sont réalisés. Evertion des bords garantit également qu&#39;il n&#39;y a intima-à-intima de contact, ce qui contribue à l&#39;étanchéité et à la cicatrisation des anastomoses. Un autre facteur extrêmement important est de s&#39;assurer que la tension des lignes de suture anastomotique est également optimale. Trop lâche et il y aura une fuite irréversible, trop serré et une sténose de s&#39;écouler entraînera. Si du côté artériel cela se traduira par une mauvaise perfusion du greffon, si sur le côté veineux cœur congestionné entraînera. Surtout, la répétition, la cohérence de la procédure et de l&#39;attention constante aux détails se produire d&#39;excellents résultats et des données susceptibles d&#39;être financés et publiables.

À une époque où il est possible d&#39;effectuer des reins, des poumons, du foie et de pancréas chez la souris, la pierre angulaire de la transplantation d&#39;organes de base et la recherche en immunologie depuis 1973 1-4 reste le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris. Dans les années qui ont suivi plusieurs articles ont été publiés en détail les améliorations / améliorations de 5,6 à cette procédure. Comme un modèle de transplantation organe solide principalement vascularisé cette procédure est à nulle autre pareille. Une fois maîtrisé cette procédure se prête à la recherche sur allogéniques rejet réponses 7, le développement de vasculopathies chroniques 8 et les mécanismes de l&#39;ischémie reperfusion 9. Les clés de l&#39;apprentissage avec succès cette procédure sont comme toute autre chirurgie, de la patience de la part de l&#39;instructeur et le stagiaire et l&#39;attention au détail. Au début du procédé, le nouveau chirurgien va trouver que they va passer de nombreuses heures sur chaque greffe. Avec l&#39;expérience, les temps chirurgicaux, et donc l&#39;ischémie, va considérablement réduire. Prêter attention aux détails de chaque étape sera tôt ou tard mener à la réussite. Alors que l&#39;instructeur peut faire de leur mieux pour transmettre, et à anticiper, toutes les chutes possibles de la fosse que l&#39;on peut rencontrer au cours de ces chirurgies, le stagiaire «créative» sera probablement trouver certaines de leurs propres! Les bases de la procédure sont les suivantes. Le donneur ascendant arc aortique est fin à côte anastomosé au destinataire aorte abdominale et l&#39;artère pulmonaire du donneur est de bout en côté anastomosé au destinataire abdominale veine cave inférieure (VCI). Le sang coule de l&#39;aorte bénéficiaire en mode rétrograde dans l&#39;aorte des donateurs pour les artères coronaires. Une fois le sang a coulé dans le système coronaire, il se jette dans l&#39;oreillette droite via le sinus coronaire, est pompé dans le ventricule droit etpuis par l&#39;artère pulmonaire dans le récipient IVC. De cette manière, le système est alimenté coronaire artérielle et le rythme sinusal retourne à la greffe à l&#39;intérieur de 1-2 min de reperfusion. Depuis les chambres gauche du cœur sont essentiellement la pression sous-chargé de la paroi libre du ventricule gauche va s&#39;atrophier au fil du temps.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:608px;" width="607">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Instrument</td>
			<td style="width:109px;">Roboz #</td>
			<td style="width:147px;">Fine Science Tools #</td>
			<td style="width:105px;">Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine heterotopic heart transplant technique

Il est maintenant plus de quarante ans que cette technique a d&#39;abord été rapporté par Corry, Wynn et Russell. Même s&#39;il a fallu quelques années pour d&#39;autres laboratoires pour devenir compétent dans et utilisent cette technique, il est maintenant largement utilisé par de nombreux laboratoires dans le monde. Un raffinement significative à la technique originale a été développée et a rapporté en 2001 par Niimi. Décrits ici sont les techniques qui ont évolué pendant plus d&#39;une décennie dans les mains de trois chirurgiens (Plenter, Grazia, Pietra) dans notre centre. Ces techniques sont maintenant transmis à la jeune génération de chirurgiens et de chercheurs. Basé en grande partie sur l&#39;expérience Niimi, les procédures ont évolué dans les détails les plus fins détails - que nous nous efforcerons de rapporter ici d&#39;une manière telle que d&#39;autres peuvent être en mesure d&#39;utiliser ce modèle très utile. Comme Niimi, nous avons constaté qu&#39;une aide vidéo à l&#39;apprentissage est une ressource inestimable pour les débutants.

<html> L&#39;utilisation de cette technique chirurgicale ouvre la voie à des études, soit la survie du greffon / rejet simples, ou des protocoles expérimentaux très complexes. Dans l&#39;étude décrit brièvement dans la figure ci-dessous, nous avons cherché à définir la participation, le cas échéant, de Fas et / ou la perforine que les mécanismes de T CD4 rejet cardiaque à médiation cellulaire. Ceci a été rendu possible par le choix extraordinaire de souches de souris qui sont disponibles aujourd&#39;hui. Les résultats démontrent que le rejet d&#39;allogreffes cardiaques directement par les cellules T effectrices CD4 nécessite la contribution de remplacement de greffage Fas expression et expression de la perforine T de la cellule. À notre connaissance, c&#39;est la première démonstration que l&#39;activité cytolytique par les cellules T CD4 peut jouer un rôle obligatoire pour le primaire rejet aigu d&#39;allogreffe in vivo. 1.jpg &quot;/&gt; . Figure 1 perforine et Fas représentez Obligez et voies parallèles de CD4 T rejet cardiaque B6 à médiation cellulaire, B6 PFPKO (perforine knock-out), et B6 gld cellules (Fas-ligand déficientes) T CD4 ont été utilisées pour reconstituer B6 chiffon - / - les bénéficiaires de C3H type sauvage ou C3H Fas déficient lpr allogreffes cardiaques. Retrait de Fas seul (♦, p = NS vs contrôle Poids C3H + B6 cellules T CD4) des cœurs de donneurs ou l&#39;enlèvement ou la perforine seul à partir des cellules T CD4 (■, p = NS vs contrôle Poids C3H + B6 T CD4 cellules) n&#39;a pas abrogé rejet. Fait intéressant, la suppression de FasL à partir de cellules effectrices T CD4 n&#39;a retard rejet significativement (●, p &lt;0,02 vs cellules C3H Wt + B6 T CD4, p &lt;0,01 vs cellules C3H Wt + B6 PFPKO T CD4, et p &lt;0,01 vs . C3H lpr + B6 de cellules T CD4). Cependant, la plupart des allogreffes étaient encore rejetées (4 sur 5). De manière significative, l&#39;élimination simultanée du donneur Fas et T CD4 cellulaire perforinerejet complètement abrogée (○, p &lt;0,002 vs contrôle Poids C3H + B6 cellules T CD4, Poids C3H + B6 cellules T CD4 PFPKO, et C3H lpr cellules T CD4 + B6). Cette abrogation était significativement plus robuste que la suppression individuelle de FasL des cellules T CD4 (○, p &lt;0,003 vs contrôle Poids C3H + cellules B6 gld T CD4). De Grazia et al 10. Reproduit avec la permission.

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Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

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16.7K vues.  University of Colorado Denver.  Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris. 

Vidéo: Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Un Heterotopic porcine Hind Membre Transplant modèle modifié translationnelle vascularisé composite Allotransplantation (VCA) de recherche

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

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Médecine

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotopic abdominale Coeur / Transplantation pulmonaire simple dans une configuration de volume chargé

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rein murin Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Blessure axée sur le ballon pour provoquer l’hyperplasie Myointimal dans l’aorte abdominale de souris

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone splenectomy regardless of precipitating causes are prone to develop an overwhelming post-splenectomy infection and experience increased risks of deep venous thrombosis and malignancies. Recently, epidemiological studies indicated that splenectomy might be associated with the occurrence of cardiovascular diseases, suggesting that physiological functions of the spleen have not yet been fully recognized. Here, we introduce a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, which not only can be utilized to study the function and behavioral activity of splenic immune cell subsets in different biologic processes, but also can be a powerful tool to test the therapeutic potential of spleen transplantation in certain diseases. The main surgical steps of this model include donor spleen harvest, the removal of recipient native spleen, and spleen graft revascularization. Using congenic mouse strains (e.g., mice with CD45.1/CD45.2 backgrounds), we observed that after syngeneic transplantation, both donor-derived splenic lymphocytes and myeloid cells migrated out of the graft as early as post-operative day 1, concomitant with the influx of multiple types of recipient cells, thus generating a unique chimera. &#160;Despite relatively challenging techniques, this procedure can be performed with &#62;90% success rate. This model allows tracking the fate, longevity, and function of splenocytes during steady state and in a disease setting following a spleen transplantation, thereby offering a great opportunity to discover the distinct role for spleen-derived immune cells in different disease processes.

This protocol details the surgical steps of a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, a technically challenging model that can serve as a powerful tool in studying the fate and longevity of spleen cells, the mechanisms of distinct spleen cell populations in disease progression, and transplant immunity.

Un modèle de souris de transplantation de rate Hétérootopique vascularisée pour étudier la biologie cellulaire de la rate et l’immunité aux greffes

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Modèle de transplantation aortique cervicale de Murine utilisant une technique modifiée de manchette de non-suture

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Methods Article

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique