Supported by APA to RJH, NHMRC program grant 400121 to SP, and NMHRC fellowship 1005050 to SP. CAR acknowledges the support of the ARC (FT0990628) and the DOWD fellowship scheme. The Florey Institute of Neuroscience and Mental Health is supported by Victorian State Government infrastructure funds.

Toutes les expériences sur des souris ont été approuvés par le comité d&#39;éthique animale Florey Institute. 1. Configuration pour coupe tranches de cerveau <ol><li> Préparer une solution de découpe composé de (mM) 125 Choline-Cl, 2,5 KCl, 0,4 CaCl2, 6 MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 20 D-glucose saturé avec du gaz carbogène (95% O 2 -5 % de CO 2) et un liquide céphalo-rachidien artificiel (solution aCSF) d&#39;enregistrement constituée de (mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 2 CaCl 2, 2 de MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 10 le D-glucose, saturé avec carbogène. Placer la solution de coupe sur la glace pour le garder froid. </li><li> Congeler environ 400 ml de la solution de découpe et mélanger avec 100 ml de solution de découpe non gelée pour créer une bouillie de glace. Bubble avec du carbogène (95% O 2 -5% CO 2) à un débit d&#39;environ 0,5 l / min, par la petite cAliber tube ou en verre fritté pour produire un flux constant mais doux de bulles. </li><li> Préparer un bécher de 250 ml avec un insert en nylon à mailles en relief sur lequel les tranches de cerveau seront placés. Remplir avec aCSF pour couvrir la maille d&#39;environ 2 cm et bulle avec carbogène, veiller à ce que les bulles ne perturbent pas directement la zone de la tranche de maintien. Il est également important qu&#39;il n&#39;y ait pas de bulles d&#39;air dans le filet de nylon, donc si tout sont présents les supprimer. Ce sera la chambre de retenue et est conservé à température ambiante (20-25 ° C). </li><li> Disposition des instruments de dissection, y compris une grande paire de ciseaux, une petite paire de ciseaux, petits et grands micro spatules, et les grandes et les petites paires de pinces et chill sur la glace. Placez le bloc de tissu coupe-vibratome sur la glace sur un carré de papier d&#39;aluminium. Obtenir deux morceaux de 6 cm de papier filtre, une seule lame de rasoir bord, et un bécher de 25 ml remplie de la solution de bouillie de coupe aussi bien. </li><li> Remplissez un deuxième récipient avec de la glace, et de jeter un morceau de bouillie de tissuser sur la glace et placer une boîte de culture de 12 cm sur le dessus. Remplissez la boîte de culture avec le découpage solution coulis de glace et bulle avec carbogène. Ceci est le conteneur dans lequel la dissection du cerveau avec être effectuée. </li><li> Préparer le vibratome. Retirer une double lame de rasoir tranchant frais (utiliser une nouvelle lame à chaque fois) de son emballage et l&#39;asperger d&#39;éthanol à 80% d&#39;eau déminéralisée puis. Coupez un 3 ml en plastique pipette de transfert au moment où il commence à diminuer. Ceci sera utilisé pour transférer des tranches de cerveau. Bend une aiguille 27 G à la base d&#39;environ 45 ° et l&#39;attacher à une seringue de 1 ml. Il sera utilisé pour manipuler les tranches pendant la coupe. </li></ol> 2. Couper les tranches du cerveau <ol><li> Anesthésier une souris (P16 - P18) avec 2% d&#39;isoflurane ou une méthode approuvée localement. Après induction, décapiter l&#39;animal avec une grande paire de ciseaux et déposer la tête dans la boîte de culture de 12 cm qui contient à bulles solution de découpe suspension. La suspension doit immerger totalement la tête pourrefroidissement rapide. </li><li> Tenez le devant de la tête avec une main éplucher la peau et du tissu conjonctif de l&#39;avant vers le nez. En utilisant les petits ciseaux couper le tissu conjonctif de révéler le crâne sous-jacent. Ensuite, retirer les muscles du dessus face dorsale du crâne et du cou. </li><li> Retirer le cerveau du crâne en protégeant d&#39;abord l&#39;avant du crâne avec les grandes pinces, puis faire deux coupes latérales à travers l&#39;os de chaque côté du trou occipital en utilisant les petits ciseaux (Figure 1, coupes marquées A1 et A2). <ol><li> Faire une autre coupe entre les yeux (juste antérieure du bregma) (Figure 1, coupe marqué B), puis découpez soigneusement le long de la suture sagittale avant et refléter les sections du crâne de coupe pour révéler le cerveau (Figure 1, coupe C marqué). </li><li> Utilisez la petite spatule pour évider le cerveau et le lieu sur une boîte de culture. Soyez conscient du cranial nerfs sur la face inférieure du cerveau qui devront être coupés, ce qui peut être fait en utilisant le micro spatule de plus petite taille. Utilisation de la spatule grandes transférer le cerveau pour le 25 ml bécher rempli avec la suspension de solution de découpe. </li></ol></li><li> Préparation de l&#39;hémisphère du cerveau pour le tranchage. <ol><li> Placer un morceau de papier filtre de 6 cm dans le fond d&#39;un plat de culture frais puis de remplir avec des produits frais bouillie de solution de découpe et de la bulle. Utilisez la plus grande spatule pour positionner le cerveau, face ventrale vers le bas, sur le papier filtre. Prenez une nouvelle lame de rasoir et nettoyé de bord unique et couper le cerveau pour éliminer le cervelet, puis faire une coupe le long de la ligne médiane pour séparer le cerveau en deux hémisphères. </li></ol></li><li> Préparation du bloc de tissu vibratome. <ol><li> Prenez le bloc de tissu vibratome réfrigérés, sécher la surface, et déposer une goutte de colle cyanoacrylate dans le milieu et répartir uniformément à la taille approximative du cerveau. Utilisez la petite spatule pour manipuler l&#39;un deshémisphères cérébraux sur la grande spatule micro de sorte que le côté médial du cerveau est en panne. </li><li> Appuyez sur le bord de la spatule à l&#39;interface entre le cerveau sur le deuxième morceau de papier filtre pour retirer autant de solution que possible. Faites glisser le cerveau hors de la spatule plus importantes en utilisant la plus petite spatule pour le guider sur la colle. </li><li> Fixez le bloc de coupe dans la chambre de vibratome et remplir la chambre avec une solution de coupe boue et de la bulle, en assurant le cerveau est complètement immergé. Tourner le bloc de coupe de sorte que la face ventrale du cerveau est confronté à la lame. </li></ol></li><li> Trancher le cerveau. Remarque: Chaque vibratome est unique afin de suivre les instructions du fabricant. <ol><li> Réglez l&#39;épaisseur de coupe à 450 um, et de veiller à la lame vibre comme il se déplace à travers le cerveau à une vitesse d&#39;environ 0,3 mm / s. Couper entièrement par le cerveau de la face ventrale de la surface corticale, ce qui produira cérébrales sagittales entiers qui peuvent be utilisé pour les enregistrements électrophysiologiques. Tranches seront produites dehors en dedans et typiquement 3 - 4 tranches peuvent être coupés de chaque hémisphère. </li><li> Si la base de la tranche ascenseurs utiliser la pente 27 G aiguille légère pression vers le bas de la tranche. Comme chaque tranche est coupée, utiliser la pipette de transfert pour le déplacer sur la plate-forme dans la chambre de retenue où ils sont viables pour jusqu&#39;à 8 heures. </li></ol></li></ol> 3. extracellulaires électrophysiologie Recordings <ol><li> Montage de la tranche dans la chambre d&#39;enregistrement. <ol><li> Utilisation de la pipette de transfert, placer une tranche de cerveau dans une chambre d&#39;enregistrement submergée perfusé avec aCSF circulant à 1 - 2 ml / min et chauffé à 32 ° C. Le aCSF utilisé pour des enregistrements diffère de celle dans la chambre de retenue lorsque la concentration de Mg2 + est augmentée de 2 mM à 4 mM. </li><li> Fixez la tranche avec un &quot;harpe&quot; (en acier inoxydable semi-circulaire avec des brins de nylon tendus à travers à 2 - espacement de 3 mm). Endroitla harpe de sorte que les brins sont parallèles à CA1. Augmenter la vitesse de la perfusion de 8 à 10 ml / min à 32 ° C. </li></ol></li><li> Sous un microscope de dissection lieu d&#39;une électrode de stimulation et une électrode d&#39;enregistrement (électrode de verre rempli avec la solution d&#39;enregistrement ACSF) sur la surface du stratum radiatum de CA1 (figure 2A). Placez la première électrode de stimulation puis placer l&#39;électrode d&#39;enregistrement. </li><li> Stimuler l&#39;Schaffer collatéraux avec un 120 - 150 uA amplitude et 0,1 impulsion de test de msec et d&#39;observer le champ de post synaptique excitateur forme d&#39;onde de potentiel (fEPSP) résultant de déterminer la santé de tranche (figure 2B). Peuvent avoir besoin d&#39;être déplacé dans la tranche d&#39;environ 50 Les électrodes de stimulation et d&#39;enregistrement - 100 um de la surface de la tranche d&#39;obtenir l&#39;enregistrement d&#39;un fEPSP avec une petite volée de fibres et de grande amplitude. La garantie Schaffer évoqué fEPSPs sont stéréotypées et fournissent un bon indicateur de la santé de la tranche. Healthy tranches montrent typiquement une volée de fibres de fEPSP rapport d&#39;amplitude inférieure à 0,3. </li><li> Repositionnement des électrodes. <ol><li> En utilisant un microscope de dissection, de déplacer l&#39;électrode de stimulation au coeur des stratum oriens et déplacer l&#39;électrode d&#39;enregistrement à la couche de cellules pyramidales étant proche de l&#39;électrode d&#39;enregistrement possible comme le montre la figure 3A. Peuvent avoir besoin d&#39;être poussé dans la tranche d&#39;environ 50 Les électrodes de stimulation et d&#39;enregistrement - 100 pm de sorte que la réponse en amplitude à la fEPSP 120 - impulsion de test de 150 uA est d&#39;environ 1 mV. </li></ol></li><li> Génération d&#39;oscillations γ. <ol><li> Pour générer des oscillations γ stimulent le tissu avec un train de 20 x 0,1 ms impulsions livrées à 200 Hz. Cette stimulation tétanique peut donner des réponses reproductibles lors de la livraison toutes les 5 min. </li></ol></li><li> Utilisez les paramètres d&#39;enregistrement suivants. <ol><li> Echelle le gain du signal de sortie pour correspondre à la plage de tension d&#39;entrée dele convertisseur analogique-numérique. Assurez-vous que l&#39;excursion maximale attendue de signal utilise un minimum de 30% de la plage de tension d&#39;entrée. Soyez prudent lors de la mise à gains élevés que les signaux pourraient couper. La bande passante typique nécessaire pour les enregistrements sur le terrain est de 500 Hz avec couplage AC à 0,1 Hz pour éliminer la dérive de base. </li><li> Numérisez au moins 4 - 5 fois plus rapide que la fréquence de coupure du filtre passe-bas pour éviter le signal aliasing. </li></ol></li><li> L&#39;analyse des données. <ol><li> Données de filtre passe-haut à 5 Hz pour éliminer toutes les équipes de base. Identifier des pointes à l&#39;aide d&#39;un seuil dérivé, avec une distance minimale de l&#39;événement de 10 ms, un temps d&#39;événement caractéristique à pic et l&#39;intervalle de régression de 7 ms, un seuil de ~ 100 mV / msec, et une vallée de séparation de 100%. Calculer latence comme le temps nécessaire pour que le premier pic identifié de se produire après la fin de l&#39;artefact de stimulation. Cette analyse permet la caractérisation du nombre de pointes, latence, intervalle inter-événement et de la durée calculée commesuit: </li><li> Calculer le nombre de pointes que le nombre total de pointes par oscillation pour chaque balayage est déterminé. </li><li> Calculer le temps de latence d&#39;oscillation. Pour chaque oscillation, soustraire le temps du premier pic identifié à partir de la fin de l&#39;artefact de stimulation. </li><li> Calculer l&#39;intervalle inter-événement moyenne (ISI). Déterminer la période de temps entre de multiples pics détectés et moyenne. </li><li> Calculer la durée d&#39;oscillation. Mesurer le temps entre le premier et le dernier pic détecté au sein de chaque oscillation. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs ont rien à révéler.

Une méthode robuste pour générer CA1 oscillations γ dans des tranches de cerveau aiguë est décrite. Les oscillations générées proviennent d&#39;un circuit local permettant une meilleure occasion pour le contrôle et la compréhension de la base neurophysiologique des oscillations du réseau 12. Récepteurs AMPA, récepteurs GABA A, I h et T de type Ca 2+ canaux sont tous tenus pour oscillations γ dans ce modèle. Alors que les oscillations CA1 locales décrites ici p...

oscillations du réseau de réflexion se produisent à l&#39;intérieur de bandes de fréquences distinctes qui sont en corrélation à états comportementaux. Chez les rongeurs, les oscillations θ hippocampe (5 - 10 Hz) sont observées durant les comportements exploratoires 1,2, tandis que les oscillations γ (20 - 80 Hz) associé avec divers processus cognitifs, y compris la perception et de l&#39;attention 3,4. L&#39;activité du réseau synchrone de γ est également impliqué dans la pathologie de maladies telles que l&#39;épilepsie et la schizophrénie 5,6. Par exemple, les oscillations γ sont pensés pour correspondre à des zones de foyers épileptiques 5,7,8 cortical et pourraient être utilisés comme marqueurs de résistance ou pharmacosensitivity, deux aspects importants de recherche dans la recherche sur l&#39;épilepsie 9. La tranche de cerveau hippocampique est un modèle qui a été largement utilisé pour étudier l&#39;activité du réseau 10-12. Divers protocoles ont été développés pour produire des oscillations γ dans des tranches de cerveau qui typiquement involve modulation pharmacologique tels que la faible Mg 2+, 4-aminopyridine (4AP), bicuculline, et de l&#39;acide kaïnique 12-17. Les lacunes des oscillations pharmacologiquement déclenchées sont qu&#39;ils se produisent au hasard après l&#39;application de la drogue et ne sont pas générés de manière fiable ou stable dans le temps. Γ oscillations déclenchées électriquement surmonter un grand nombre de ces problèmes et ont également l&#39;avantage d&#39;être temporairement verrouillée à l&#39;événement stimulant permettant l&#39;enregistrement et l&#39;analyse épisodique. Voici un protocole est décrit pour produire des oscillations CA1 de γ en offrant une stimulation tétanique aux oriens strate dans la tranche de l&#39;hippocampe.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4-(N-Ethyl-N-phenylamino)-1,2- dimethyl-6-(methylamino) pyrimidinium chloride (ZD7288)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z3777</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biuculline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>14340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-cyano-7-nitroquinoxa- line-2,3-dione (CNQX)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nickel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>266965</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbamazepine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C4024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV)</td>
			<td>Tocris Bioscience</td>
			<td>0105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retigabine</td>
			<td>ChemPacific</td>
			<td>150812-12-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choline-Cl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C1879-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9333-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S9638-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S6297-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S7653-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G8270-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2.2H2O</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>223506-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2.6H2O</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M2670-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode glass</td>
			<td>Harvard Apparatus&#160;</td>
			<td>GC150F-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Concentric bipolar stimulating metal electrode&#160;</td>
			<td>FHC</td>
			<td>CBBPF75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Isolator</td>
			<td>Getting Instruments</td>
			<td>Model BJN8-9V1&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Model 1800 amplifier</td>
			<td>A-M systems</td>
			<td>Model 1800 amplifier</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitizer</td>
			<td>National Intruments</td>
			<td>NI USB-6211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1200s</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of local ca1 &#947; oscillations by tetanic stimulation

Oscillations de réseau neuronal sont des caractéristiques importantes de l&#39;activité cérébrale dans la santé et la maladie et peuvent être modulées par une gamme de médicaments utilisés en clinique. Un protocole est prévu pour générer un modèle pour l&#39;étude des oscillations CA1 de γ (20 - 80 Hz). Ces oscillations γ sont stables pendant au moins 30 min et dépendent de l&#39;activité synaptique excitatrice et inhibitrice en plus de l&#39;activation du courant de stimulateur cardiaque. Oscillations Tetanically stimulées ont un certain nombre de caractéristiques reproductibles et facilement quantifiables, y compris nombre de pic, la durée d&#39;oscillation, la latence et la fréquence ce rapport sur l&#39;état du réseau. Les avantages des oscillations stimulées électriquement comprennent la stabilité, la reproductibilité et l&#39;acquisition épisodique robuste permettant caractérisation de la fonction du réseau. Ce modèle de CA1 oscillations γ peut être utilisée pour étudier les mécanismes cellulaires et d&#39;enquêter systématiquement la façon dont l&#39;activité neuronale réseau est altérée dans la maladie et par la drogue.Pharmacologie état pathologique peut être facilement incorporé par l&#39;utilisation de tranches de cerveau de modèles animaux génétiquement modifiés ou interventionnelles pour permettre la sélection de médicaments qui ciblent spécifiquement les mécanismes de la maladie.

Stimulation tétanique des stratum oriens généré robustes et reproductibles oscillations γ (35,4 ± 2,2 Hz), voir la figure 3B. Pour démontrer que les oscillations ont été générés au sein du réseau de CA1 locale les entrées de CA3 ont été sectionnés en coupant la tranche dans la région de CA2 utilisant une aiguille 32 G plié. Les propriétés d&#39;oscillation dans les tranches coupées ne diffèrent pas des tranches bruts (p = 0,85; tranches coupées 6,16 ± 1,1 de pointes, n = 6; tran...

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Generation of Local CA1 &amp;#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

Oscillations sont propriétés de réseau fondamentaux et sont modulés par la maladie et les médicaments. Etudier oscillations cerveau tranche permet la caractérisation des réseaux isolés dans des conditions contrôlées. Les protocoles sont prévus pour la préparation des tranches de cerveau aigus pour évoquer CA1 oscillations γ.

Génération de locaux Oscillations CA1 de γ par Tetanic Stimulation

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

9.0K vues.  University of Melbourne.  Oscillations sont propriétés de réseau fondamentaux et sont modulés par la maladie et les médicaments. Etudier oscillations cerveau tranche permet la caractérisation des réseaux isolés dans des conditions contrôlées. Les protocoles sont prévus pour la préparation des tranches de cerveau aigus pour évoquer CA1 oscillations γ. 

Vidéo: Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

A Novel Approach for Documenting Phosphenes Induced by Transcranial Magnetic Stimulation

Stimulation of the human visual cortex produces a transient perception of light, known as a phosphene. Phosphenes are induced by invasive electrical stimulation of the occipital cortex, but also by non-invasive Transcranial Magnetic Stimulation (TMS)1 of the same cortical regions. The intensity at which a phosphene is induced (phosphene threshold) is a well established measure of visual cortical excitability and is used to study cortico-cortical interactions, functional organization 2, susceptibility to pathology 3,4 and visual processing 5-7. Phosphenes are typically defined by three characteristics: they are observed in the visual hemifield contralateral to stimulation; they are induced when the subject s eyes are open or closed, and their spatial location changes with the direction of gaze 2. Various methods have been used to document phosphenes, but a standardized methodology is lacking. We demonstrate a reliable procedure to obtain phosphene threshold values and introduce a novel system for the documentation and analysis of phosphenes. We developed the Laser Tracking and Painting system (LTaP), a low cost, easily built and operated system that records the location and size of perceived phosphenes in real-time. The LTaP system provides a stable and customizable environment for quantification and analysis of phosphenes.

Phosphenes are transient percepts of light that can be induced by applying Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) to visually sensitive regions of cortex. We demonstrate a standard protocol for determining the phosphene threshold value and introduce a novel method for quantifying and analyzing perceived phosphenes.

Une nouvelle approche pour la documentation phosphènes induite par la stimulation magnétique transcrânienne

Stimulation of the human visual cortex produces a transient perception of light, known as a phosphene. Phosphenes are induced by invasive electrical ...

Recherche

Neurosciences

Combining Transcranial Magnetic Stimulation and fMRI to Examine the Default Mode Network

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful rest."1,2,3 It is thought the default mode network corresponds to self-referential or "internal mentation".2,3
It has been hypothesized that, in humans, activity within the default mode network is correlated with certain pathologies (for instance, hyper-activation has been linked to schizophrenia 4,5,6 and autism spectrum disorders 7 whilst hypo-activation of the network has been linked to Alzheimer's and other neurodegenerative diseases 8). As such, noninvasive modulation of this network may represent a potential therapeutic intervention for a number of neurological and psychiatric pathologies linked to abnormal network activation. One possible tool to effect this modulation is Transcranial Magnetic Stimulation: a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.9
In order to explore the default mode network's propensity towards and tolerance of modulation, we will be combining TMS (to the left inferior parietal lobe) with functional magnetic resonance imaging (fMRI). Through this article, we will examine the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools.

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the combination of TMS and fMRI to examine the effects of brain stimulation on the default network.

Alliant la stimulation magnétique transcrânienne et l&#39;IRMf pour examiner le réseau en mode par défaut

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful ...

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Utilisation du protocole Theta-Burst à explorer Mechasnism de la plasticité chez les individus atteints du syndrome du X fragile et autisme

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Le dispositif NeuroStar TMS: Mener la FDA a approuvé protocole pour le traitement de la dépression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Effects of Transcranial Alternating Current Stimulation on the Primary Motor Cortex by Online Combined Approach with Transcranial Magnetic Stimulation

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) is a neuromodulatory technique able to act through sinusoidal electrical waveforms in a specific frequency and in turn modulate ongoing cortical oscillatory activity. This neurotool allows the establishment of a causal link between endogenous oscillatory activity and behavior. Most of the tACS studies have shown online effects of tACS. However, little is known about the underlying action mechanisms of this technique because of the AC-induced artifacts on Electroencephalography (EEG) signals. Here we show a unique approach to investigate online physiological frequency-specific effects of tACS of the primary motor cortex (M1) by using single pulse Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) to probe cortical excitability changes. In our setup, the TMS coil is placed over the tACS electrode while Motor Evoked Potentials (MEPs) are collected to test the effects of the ongoing M1-tACS. So far, this approach has mainly been used to study the visual and motor systems. However, the current tACS-TMS setup can pave the way for future investigations of cognitive functions. Therefore, we provide a step-by-step manual and video guidelines for the procedure.

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) allows the modulation of cortical excitability in a frequency-specific fashion. Here we show a unique approach which combines online tACS with single pulse Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) in order to "probe" cortical excitability by means of Motor Evoked Potentials.

Effets de la Stimulation transcrânienne courant alternatif sur le Cortex moteur primaire par en ligne approche combinée avec la Stimulation magnétique transcrânienne

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) is a neuromodulatory technique able to act through sinusoidal electrical waveforms in a specific ...

Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

After animals are euthanized, their tissues begin to die. Turtles offer an advantage because of a longer survival time of their tissues, especially when compared to warm-blooded vertebrates. Because of this, in vitro experiments in turtles can be performed for extended periods of time to investigate the neural signals and control of their target actions. Using an isolated head preparation, we measured the kinematics of eye movements in turtles, and their modulation by electrical signals carried by cranial nerves. After the brain was removed from the skull, leaving the cranial nerves intact, the dissected head was placed in a gimbal to calibrate eye movements. Glass electrodes were attached to cranial nerves (oculomotor, trochlear, and abducens) and stimulated with currents to evoke eye movements. We monitored eye movements with an infrared video tracking system and quantified rotations of the eyes. Current pulses with a range of amplitudes, frequencies, and train durations were used to observe effects on responses. Because the preparation is separated from the brain, the efferent pathway going to muscle targets can be examined in isolation to investigate neural signaling in the absence of centrally processed sensory information.

Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

This protocol describes how to use an in vitro isolated turtle head preparation to measure the kinematics of their eye movements. After removal of the brain from the cranium, cranial nerves can be stimulated with currents to quantify rotations of the eye and changes in pupil sizes.

Cinématique oculaire mesurée In Vitro la stimulation des nerfs crâniens de la tortue

After animals are euthanized, their tissues begin to die. Turtles offer an advantage because of a longer survival time of their tissues, especially when ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic entraînement des Oscillations thêta hippocampique en comportement des souris

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Dissection of Local Ca2+ Signals in Cultured Cells by Membrane-targeted Ca2+ Indicators

Calcium ion (Ca2+) is a universal intracellular messenger molecule that drives multiple signaling pathways, leading to diverse biological outputs. The coordination of two Ca2+ signal sources&#8212;&#8220;Ca2+ influx&#8221; from outside the cell and &#8220;Ca2+ release&#8221; from the intracellular Ca2+ store endoplasmic reticulum (ER)&#8212;is considered to underlie the diverse spatio-temporal patterns of Ca2+ signals that cause multiple biological functions in cells. The purpose of this protocol is to describe a new Ca2+ imaging method that enables monitoring of the very moment of &#8220;Ca2+ influx&#8221; and &#8220;Ca2+ release&#8221;. OER-GCaMP6f is a genetically encoded Ca2+ indicator (GECI) comprising GCaMP6f, which is targeted to the ER outer membrane. OER-GCaMP6f can monitor Ca2+ release at a higher temporal resolution than conventional GCaMP6f. Combined with plasma membrane-targeted GECIs, the spatio-temporal Ca2+ signal pattern can be described at a subcellular resolution. The subcellular-targeted Ca2+ indicators described here are, in principle, available for all cell types, even for the in vivo imaging of Caenorhabditis elegans neurons. In this protocol, we introduce Ca2+ imaging in cells from cell lines, neurons, and glial cells in dissociated primary cultures, and describe the preparation of frozen stock of rat cortical neurons.

Dissection of Local Ca2+ Signals in Cultured Cells by Membrane-targeted Ca2+ Indicators

Here we present a protocol for Ca2+ imaging in neurons and glial cells, which enables the dissection of Ca2+ signals at subcellular resolution. This process is applicable to all cell types that allow the expression of genetically encoded Ca2+ indicators.

Dissection des signaux locaux Ca2 + dans les cellules cultivées par axés sur la Membrane Ca2 + indicateurs

Calcium ion (Ca2+) is a universal intracellular messenger molecule that drives multiple signaling pathways, leading to diverse biological outputs. The ...

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 by Electrophysiological Field Recording

The study of synaptic plasticity in the hippocampus has focused on the use of the CA3-CA1 lamellar network. Less attention has been given to the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network. Recently however, an associational connection between CA1-CA1 pyramidal neurons has been shown. Therefore, there is the need to investigate whether the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network of the hippocampus supports synaptic plasticity.
We designed a protocol to investigate the presence or absence of long-term synaptic plasticity in the interlamellar hippocampal CA1 network using electrophysiological field recordings both in vivo and in vitro. For in vivo extracellular field recordings, the recording and stimulation electrodes were placed in a septal-temporal axis of the dorsal hippocampus at a longitudinal angle, to evoke field excitatory postsynaptic potentials. For in vitro extracellular field recordings, hippocampal longitudinal slices were cut parallel to the septal-temporal plane. Recording and stimulation electrodes were placed in the stratum oriens (S.O) and the stratum radiatum (S.R) of the hippocampus along the longitudinal axis. This enabled us to investigate the directional and layer specificity of evoked excitatory postsynaptic potentials. Already established protocols were used to induce long-term potentiation (LTP) and long-term depression (LTD) both in vivo and in vitro. Our results demonstrated that the longitudinal interlamellar CA1 network supports N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor-dependent long-term potentiation (LTP) with no directional or layer specificity. The interlamellar network, however, in contrast to the transverse lamellar network, did not present with any significant long-term depression (LTD).

We used recording and stimulation electrodes in longitudinal hippocampal brain slices and longitudinally positioned recording and stimulation electrodes in the dorsal hippocampus in vivo to evoke extracellular postsynaptic potentials and demonstrate long-term synaptic plasticity along the longitudinal interlamellar CA1.