Les auteurs souhaitent remercier Vertex Pharmaceuticals et le Cystic Fibrosis Research Innovation Award pour le financement de R. Quinn et du NIH / NIAID pour le financement de la subvention 1 U01 AI124316-01, une approche de la biologie des systèmes pour le traitement des agents pathogènes résistant aux multiples médicaments. Nous tenons également à remercier le Département de l&#39;ingénierie mécanique et aérospatiale du cours de conception senior de génie mécanique de premier cycle de l&#39;UCSD pour faciliter la collaboration avec les aspects techniques de ce travail.

1. Préparation des stocks pour l&#39;expectoration artificielle médias <ol><li> Créer une solution de 5% de mucine. Ajouter 1,0 g d&#39;estomac de porc déshydraté mucine à 20 ml d&#39;eau déminéralisée. Autoclaver la solution résultante. REMARQUE: La stérilisation mucine détruira sa structure inhérente; d&#39;autres méthodes pour stériliser les mucine sous sa forme sèche comprennent la stérilisation UV et irradiation. Ces méthodes ne sont pas largement utilisées pour le système WinCF cependant. </li><li> Ajouter 2,2 g de KCI à 50 ml d&#39;eau déminéralisée et permettre la dissolution. Ajouter 5,0 g de NaCl à 50 ml d&#39;eau déminéralisée et permettre la dissolution. Ces deux solutions autoclaver. </li><li> Ajouter 100 mg d&#39;ADN de sperme de saumon à 10 ml d&#39;eau déminéralisée stérile. Chauffer cette solution à environ 85 ° C dans un bain d&#39;eau pendant quelques heures pour assurer la dissolution. </li><li> Ajouter 5,0 mg de ferritine à 5,0 ml d&#39;eau déminéralisée stérile. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;expectoration artificielle moyen <ol><li> Combinerles composants suivants: 16 ml de mucine solution mère, 2,0 mL de solution mère de KCl, 2,0 ml de solution mère de NaCl, 200 pl de l&#39;émulsion de jaune d&#39;oeuf, 5,6 ml d&#39;ADN de la solution mère, 120 uL de solution mère ferritine, 5,78 ml d&#39;essentiel solution d&#39;acides aminés, 5,78 ml d&#39;une solution d&#39;acides aminés non essentiels, et 2,44 mL d&#39;eau stérile. <ol><li> Si de petites quantités de sédiments apparaissent, mélanger délicatement. </li><li> Pipeter 5,0 ml de milieu dans huit tubes de centrifugation stériles de 15 mL. REMARQUE: peut être manipulé comme on le souhaite, les conditions chimiques de chaque tube. Par exemple, des solutions tampons et des indicateurs de pH peuvent être ajoutés à chaque tube dans le but de comparer le comportement microbien à des niveaux de pH distincts. Une démonstration de ceci est montré dans la section des résultats représentatifs avec 8 niveaux de pH différents, de 5,0 à 8,5 en incréments de 0,5 de pH. </li></ol></li><li> Une fois que les conditions chimiques des médias sont manipulés avec succès, gel pour une utilisation ultérieure. Les médias demeurera stable FROZen à -20 ° C pendant plusieurs mois. Vortex lors de la décongélation. </li></ol> 3. Préparation d&#39;une course de contrôle des tubes capillaires <ol><li> Dans une bio-vie stérile, remplissez huit tubes microcentrifuges stériles avec 250 μL de milieu chacun. </li><li> Acquérir huit tubes stériles de centrifugation 15 mL, chaque tube correspondant à un tube de microcentrifugeuse mentionné à l&#39;étape 3.1. <ol><li> Stériliser une serviette en papier avec une solution d&#39;éthanol à 70% et laisser sécher. Une fois sec, déchirez la serviette en morceaux d&#39;environ quatre pouces carrés chacun, et froisser chaque pièce dans le fond d&#39;un tube de centrifugation de 15 mL. Pour des tubes supplémentaires, vaporiser et sécher des serviettes en papier supplémentaires au besoin. </li><li> Avec un morceau de papier au bas de chaque tube de centrifugation, humectez légèrement chaque groupe de papier avec environ 1,0 ml d&#39;eau stérile pour créer un environnement humide. </li></ol></li><li> Obtenez trois tubes capillaires en verre pour chaque tube de microcentrifugeuse préparé à l&#39;étape 3.1 et un bloc de mastic de tube capillaire sealaNT. </li><li> Pour chaque tube de microcentrifugeuse, remplissez trois tubes capillaires avec un support à environ 5 mm du marqueur bleu près du haut du tube. <ol><li> Remplissez en tenant une extrémité du tube dans le tube de microcentrifugeuse et basculant vers l&#39;orientation horizontale, ce qui permet une action capillaire pour guider le milieu dans le tube (voir la figure 1 ). </li><li> Arrêtez le remplissage en plaçant doucement un doigt ganté sur l&#39;extrémité ouverte du tube, puis scellez l&#39;autre extrémité du tube en le pressant vers le bas dans le bloc d&#39;étanchéité. </li></ol></li><li></li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig1.jpg" /> Figure 1: Exemple de dégradé du pH, remplissage du tube capillaire avec un mélange de sputum artificiel. Le milieu est ajouté en insérant une extrémité du tube dans le liquide et en basculant pour faciliter l&#39;action capillaire. La coloration moyenne dans cet exemple est due à l&#39;ajout d&#39;un indicateur de pH pour aider le démonStrate des changements potentiels d&#39;acidité après incubation. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <ol start="5"><li> Placez chaque ensemble de trois tubes capillaires dans des tubes de centrifugation de 15 mL remplis de papier absorbant complètement avec de l&#39;eau stérile, avec un joint étanche au mastic vers le bas. Capter le tube et l&#39;étiquette. Ces trois tubes capillaires sont destinés à la replication de chaque condition de contrôle. </li><li> Lorsque tous les tubes de centrifugation de 15 ml sont remplis avec leurs tubes capillaires désignés, placez les tubes dans un support. Placez la crémaillère pour que les tubes soient incubés horizontalement (pour attraper les bulles de gaz) (voir la figure 2 ). Incuber les tubes capillaires à l&#39;intérieur des tubes de centrifugation (contenant les agglomérats humidifiés) à 37 ° C pendant 48 h. </li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig2.jpg" /> Figure 2: Exemple de gradient de pH, tubes capillaires prêts à être incubés. Une fois que trois tubes capillaires ont été remplis et scellés, ils sont placés dans un tube centrifuge avec une serviette en papier humide en bas. Ce tube est ensuite plafonné et mis dans un rack. La crémaillère doit être orientée latéralement pendant l&#39;incubation, telle que représentée ici, de sorte que la production de gaz puisse être observée une fois l&#39;incubation terminée. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig2large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> 4. Imagerie des tubes capillaires de contrôle après incubation <ol><li> Retirez la crémaillère des tubes centrifuges de l&#39;incubateur, en vous assurant de garder les tubes à l&#39;horizontale. Faites glisser avec précaution les tubes capillaires hors des tubes centrifuges, en gardant chaque ensemble séparé des autres ensembles. </li><li> Disposez les tubes capillaires l&#39;un à côté de l&#39;autre sur une boîte à lumière, tous alignés afin que le contenu des tubes soit visIble et éclairé. Laissez un espace tous les trois tubes pour séparer différentes conditions chimiques. </li><li> Avec les tubes alignés et la boîte lumineuse allumée, photographiez directement depuis. (Voir la figure 3 ) </li></ol><img alt="figure 3" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig3.jpg" /> Figure 3: Exemple de gradient de pH, contrôle, pré-incubation, absence de Sputum. Méthode de crachat artificiel après avoir été ajoutée à des tubes capillaires dans des ensembles de trois, augmentant de pH de gauche à droite. La combinaison d&#39;indicateurs ajoutés au milieu entraîne l&#39;apparition de plus de tubes acides, tandis que les tubes moins acides deviennent plus violet. Les tubes sont disposés horizontalement et sont éclairés par le bas, photographiés par le haut. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <ol start="4"><li> Éliminer leles matériaux de contrôle de déchets biologiques. </li></ol> 5. inoculer le Tubes Capillaire WinCF avec un échantillon d&#39;expectoration <ol><li> Dans un biohood stérile, remplir huit tubes de microcentrifugation stériles avec 225 pl de chaque support. </li><li> Homogénéiser l&#39;échantillon de crachat par le retrait et l&#39;éjection de l&#39;expectoration à plusieurs reprises avec une seringue de 3 ml (une seringue en plastique sans l&#39;aiguille). Pour ce faire, jusqu&#39;à ce que le crachat est de consistance lisse. </li><li> Ajouter 25 pl de crachat homogénéisé à chaque tube de microcentrifugation (1/10 de dilution dans ASM médias) préparé à l&#39;étape 5.1. Ensuite, les tubes vortex pendant 30 s pour mélanger suffisamment. </li><li> Ajouter le support à tubes capillaires selon la même procédure que les étapes 3.2 à 3.5. </li></ol> 6. L&#39;imagerie de l&#39;échantillon Capillary Tubes après incubation <ol><li> Après le temps d&#39;incubation de 48 h, retirer l&#39;image et les tubes capillaires suivant la même procédure que les étapes 4.1 à 4.3. </li><li> Si des bulles sont présentes dans les tubes, faireBien sûr, les photographies prises représentent clairement la délimitation entre les bulles et les milieux dans les tubes. Si le biofilm est présent, assurez-vous que les photographies peuvent clairement représenter sa présence ainsi. </li></ol> 7. Suppression des supports pour les applications en aval <ol><li> Pour faciliter l&#39;analyse en aval, retirez le support des tubes capillaires après l&#39;imagerie. Les applications potentielles comprennent la culture et le séquençage ADN / ARN et le profil métabolomique. Attention: Les tubes capillaires en verre remplis de pathogènes sont un danger biologique important, ces étapes doivent donc être faites avec beaucoup d&#39;attention avec des équipements spécifiques. Si les tubes capillaires se cassent, jetez le contenant approprié. </li><li> Utilisez des aiguilles à extrémités émoussées de calibre 25 et 0,5 pouce de longueur pour enlever le support. Insérez l&#39;aiguille à extrémités émoussées dans l&#39;extrémité bouchée du tube pour briser le joint. </li><li> Après avoir cassé le joint d&#39;étanchéité, tournez le tube capillaire à l&#39;envers et le support tombera de la partie supérieure. jeSi les médias ne s&#39;égouttent pas facilement, utilisez une pipette avec une pointe de 200 μL et expulsez le support du tube en appuyant sur le piston de la pipette lorsqu&#39;il est inséré dans l&#39;extrémité du tube capillaire. Recueillir le milieu du tube expulsé dans un récipient approprié (tube de centrifugation de 1,5 ml). REMARQUE: pour les analyses transcriptomiques ou d&#39;autres ARN, les médias peuvent être expulsés directement dans des tampons de stabilisation d&#39;ARN. </li></ol> 8. Le système WinFF FLUD REMARQUE: Le système WinFF Fluid Load Utility Device (FLUD) est une suite optionnelle de périphériques complémentaires conçus pour optimiser le débit du système WinCF. Le système WinCF FLUD comprend principalement des matériaux imprimables en 3D. La fabrication imprimée 3D permet un remplacement rapide et facile des matériaux pour assurer un temps d&#39;arrêt minimal pour les chercheurs ainsi que des exigences de fabrication minimales. Les dessins, les fichiers stl, les instructions d&#39;impression 3D et le manuel WinCF FLUD sont disponibles dans le souplé en ligneNT. <ol><li> Préparation des supports pour le chargement du tube capillaire <ol><li> Dans une bioité stérile, remplissez huit tubes stériles de microcentrifugeuse de 2 mL avec 900 μL de milieu chacun. </li><li> Homogénéiser tous les échantillons de crachats en retirant et en éjectant plusieurs fois l&#39;éprouvette avec une seringue de 3 mL (une seringue plastique sans aiguille). Faites ceci jusqu&#39;à ce que l&#39;expectoration soit de consistance lisse. </li><li> Ajouter 100 μl d&#39;expectoration homogénéisée à chaque tube de microcentrifugeuse (dilution 1/10 dans le milieu) préparé à l&#39;étape 8.1.1. Ensuite, tourbillonner les tubes pendant 30 s pour mélanger suffisamment. </li><li> Branchez les tubes de microcentrifugeuse remplis et ouverts dans le support du tube rotatif orientés de sorte que les tubes soient verticaux. </li></ol></li><li> Placement de tubes capillaires <ol><li> Récupérer trois tubes capillaires pour chaque tube de microcentrifugeuse à l&#39;étape 8.1. </li><li> Branchez trois tubes dans le berceau en caoutchouc afin qu&#39;ils soient alignés avec les tubes à microcentrifuges à l&#39;autre extrémité de l&#39;appareil.Assurez-vous que les extrémités marquées des tubes sont éloignées des tubes de microcentrifugeuse. Monter les trois trous sur le fond du berceau correctement sur les trois goujons sur le support du berceau. </li><li> Avec les tubes capillaires placés reposant dans leurs canaux de guidage sur l&#39;appareil, placez le tampon en caoutchouc sur leurs sections de sécurité de manière sécurisée pour éviter tout déplacement. (Voir la figure 4 ) </li></ol></li></ol><img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig4.jpg" /> Figure 4: Le système FLUD entièrement chargé avec des tubes capillaires sécurisés par le caoutchouc en caoutchouc au dessus de leurs socles. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <ol start="3"><li> Chargement des médias dans les tubes capillaires <ol><li> Utilisez avec soin une main pour saisir la fin de l&#39;appareil où les tubes capillaires sontADED, et utiliser l&#39;autre main pour tenir la crémaillère des rotateurs dans lequel les tubes de microcentrifugeuse sont chargés. </li><li> Délicatement tourner la crémaillère de microcentrifugation de sorte que les tubes de microcentrifugeuse sont à peu près horizontal et procéder à pousser lentement la crémaillère vers les tubes capillaires. (Voir la figure 5) </li><li> Lorsque les extrémités des tubes capillaires en contact avec les médias dans les microtubes, assurez-vous que l&#39;action capillaire commence immédiatement le remplissage des tubes capillaires. Pour régler le taux de remplissage et le niveau de remplissage, tourner doucement l&#39;appareil dans son ensemble. Tout en faisant cela, faites attention à ne pas renverser les médias sur des microtubes. (Voir la figure 6) </li><li> Lorsque les tubes capillaires sont remplis à des niveaux souhaités, placer le niveau de l&#39;appareil sur une surface et soigneusement encore rapidement tirer la grille des tubes de microcentrifugation les extrémités des tubes capillaires pour faire cesser le remplissage. Les microtubes peuvent maintenant être rétractés tout le chemin du retour à la position verticale et fermée. </li><li> Sceller les extrémités en saillie des tubes capillaires en appuyant sur un bloc d&#39;étanchéité sur chaque ensemble triplé, en scellant un ensemble à la fois jusqu&#39;à ce que tous les ensembles soient scellés. Pour réduire le risque de contamination, appuyez sur une partie différente du bloc d&#39;étanchéité sur chaque ensemble triplé (voir Figure 7 ). </li></ol></li></ol><img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig5.jpg" /> Figure 5: Le système FLUD avec des tubes moyens déployés dans une orientation horizontale, prêt à prendre contact avec des tubes capillaires. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig6.jpg" /> Figure 6: Le système FLUD avec les tubes capillaires Chargement avec les médias via l&#39; action capillaire. </strOng&gt; <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig6large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig7.jpg" /> Figure 7: étanchéité des tubes capillaires remplis sur le système FLUD Un ensemble triplé à la fois à l&#39;aide d&#39;un bloc scellant. Ce bloc d&#39;étanchéité avait du plastique le long des bords qui a été coupé afin d&#39;éviter tout contact avec les ensembles de tri triés voisins pendant l&#39;étanchéité. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig7large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <ol start="4"><li> Incubation <ol><li> Retirez le tampon en caoutchouc sur les socles du tube et soulevez le berceau en caoutchouc de l&#39;appareil principal. Cela devrait prendre tous les tubes capillaires avec elle. Réglez maintenant le berceau et les tubes sur le support d&#39;image. Ce raCk a trois talons qui s&#39;insèrent dans le berceau, ainsi que de petits canaux de guidage pour mettre les tubes en place. </li><li> Réglez la grille d&#39;imagerie dans son ensemble dans la boîte d&#39;incubation en plastique transparent. Faire tremper de petites quantités de serviettes en papier stérile dans de l&#39;eau stérile et placer le long des deux côtés plus courts de la boîte pour assurer l&#39;humidité pendant l&#39;incubation. (Voir la figure 8 ) </li><li> Fermez complètement la boîte et placez-la dans un incubateur de 37 ° C, en vous assurant de garder les tubes horizontaux. Incuber pendant 48 h. </li></ol></li></ol><img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/55532/55532fig8.jpg" /> Figure 8: Tubes capillaires en berceau en caoutchouc transférés du système FLUD à un rack d&#39;imagerie, qui a été placé dans une boîte d&#39;incubation claire à côté des serviettes en papier humide pour fournir de l&#39;humidité. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55532/55532fig8large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une plus grande version de</a>Est une figure. <ol start="5"><li> Imagerie et extraction <ol><li> Retirez la grille d&#39;imagerie qui retient les tubes de la boîte d&#39;incubation et mettez-la sur une boîte à lumière, éclairée par le bas. Avec les tubes déjà dans la grille d&#39;imagerie, les ensembles triplicés seront correctement espacés et prêts à l&#39;image immédiatement. </li><li> Concentrez la caméra sur les tubes de sorte que tous soient visibles dans le champ de vision et que la lumière provenant de la boîte lumineuse offre un contraste et une visualisation suffisants de la couleur dans les colorants du tube. Photo de directement ci-dessus. </li><li> Pour extraire le contenu des tubes, retirer les tubes capillaires du berceau en caoutchouc d&#39;un ensemble de triplicats à la fois. Soulevez doucement les tubes et sortez du berceau ou glissez-les. </li><li> Pour chaque ensemble de triplés, suivre la procédure d&#39;extraction détaillée aux étapes 7.1 à 7.3. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Le maquillage microbiologique d&#39;un poumon avec CF contient une grande variété d&#39;organismes, mais les conditions dans le poumon ont vraisemblablement une influence importante sur les types de microbes qui peuvent survivre et prospérer 13 , 15 . Les mécanismes spécifiques par lesquels ces conditions changent et les effets exacts qu&#39;elles ont sur le microbiome pulmonaire sont généralement peu clairs actuellement. Dans cette méthode expérimental...

La méthode décrite dans ce manuscrit s&#39;appelle le système WinCF 1 . L&#39;objectif global de WinCF est de fournir une configuration expérimentale capable de simuler l&#39;environnement d&#39;une bronchole pulmonaire remplie de mucus. Cela permettra à un système traçable d&#39;étudier les agents pathogènes microbiens des maladies pulmonaires avec un phénotype de l&#39;hypersécrétion du mucus incluant la fibrose kystique (FC), la maladie pulmonaire obstructive chronique (MPOC), l&#39;asthme et d&#39;autres. La procédure a été conçue spécifiquement pour l&#39;étude de la FC, qui se caractérise par des mutations qui font que les sécrétions pulmonaires deviennent épaisses et difficiles à nettoyer, finissant par remplir les bronchioles et d&#39;autres petits passages avec le mucus 2 . De tels blocages dans les poumons inhibent l&#39;échange de gaz parce que l&#39;air inhalé n&#39;est plus capable d&#39;atteindre de nombreux alvéoles et fournit également un habitat pour la colonisation bactérienne 3 , 4 . L&#39;incapacité à prévenir la croissance microbiennemucus pulmonaire excessive conduit finalement au développement d&#39;infections chroniques complexes des voies respiratoires. Ces communautés contiennent une variété d&#39;organismes, y compris les virus, les champignons et les bactéries comme Pseudomonas aeruginosa, toutes les composantes interagissent entre eux 5, 6, 7, 8. On croit que l&#39;activité du microbiome pulmonaire des FC à participer à des poussées de symptômes appelés exacerbations pulmonaires 1, 9, 10, 11. WinCF permet d&#39;étudier le comportement de la communauté microbienne autour de ces exacerbations et est maintenant étendu à agir en tant que système expérimental de base pour étudier l&#39;écologie microbienne du poumon. Traditionnellement, les exacerbations ont été étudiés par l&#39;analyse directe des échantillons prélevés dans les poumons. De nombreux facteurs de confusion rendent l&#39;analyse directe de b microbienneehavior dans les poumons difficiles, avec le système WinCF, bon nombre de ces facteurs sont retirés et le comportement du microbiome pulmonaire peuvent être étudiés plus directement, ce qui permet une analyse plus fine de l&#39;activité bactérienne dans un bronchioles branché mucus. Le système WinCF fournit une méthode pour développer et analyser les bactéries d&#39;une manière qui imite efficacement l&#39;environnement pulmonaire. Les méthodes traditionnelles pour la culture des bactéries pulmonaires échantillons de culture souvent impliqués sur des plaques d&#39;agar traditionnelles. Ces méthodes laissent les échantillons ouverts à l&#39; oxygène atmosphérique, en négligeant de tenir compte du hypoxique et des conditions souvent anoxiques trouvées dans les bronchioles pulmonaires bouchés avec du mucus 12, 13. Agar sur la culture dans des conditions aérobies est rien comme l&#39;environnement du poumon CF et peut induire en erreur les cliniciens et les chercheurs concernant le comportement des agents pathogènes qu&#39;ils essaient de traiter. De plus, les éléments nutritifs aux bactéries sur des plaques de géloseSont différents de ceux disponibles dans l&#39;expectoration réelle, qui est comptabilisé dans WinCF en utilisant des mousses artificielles (ASM). Comme le montrent les cultures de Pseudomonas dans Sriramulu et al. 14 , ASM comprend un ensemble spécifique de composants qui imite les ressources disponibles pour les microbes de crachats et réplique également la consistance physique des expectorations. Étant donné qu&#39;un poumon malade possède un microbiome spécifique, l&#39;étude de ces microorganismes devrait également se faire dans les conditions spécifiques du poumon. Le système WinCF permet une analyse rapide et une manipulation facile des conditions expérimentales pour observer des changements microbiens semblables à la façon dont ils se produiraient dans une bronchole pulmonaire réelle. Cette technique permet l&#39;inoculation d&#39;une myriade de types d&#39;échantillons apparentés, y compris les expectorations, la salive, les autres sécrétions corporelles et les cultures bactériennes pures ou mélangées. La nature de l&#39;installation expérimentale permet une interprétation visuelle immédiate dele comportement de la communauté microbienne et est conçu pour permettre l&#39;application en aval facile d&#39;une multitude de procédés microbiologiques et omiques. De telles études sont importantes parce que les changements de composition de la communauté bactérienne sur la base des conditions physico-chimiques de leur environnement. Avec WinCF les conditions chimiques des médias peuvent être manipulés pour analyser les effets sur l&#39;activité bactérienne. Par exemple, peut être modifié l&#39;acidité des médias avant l&#39;inoculation d&#39;un échantillon. Après incubation, l&#39;activité bactérienne dans chacune de ces conditions peut être comparé directement et conclusions peuvent être tirées sur la façon dont les bactéries dans les échantillons de crachats se comportent en réponse à un pH variable. Ici, nous présentons les modalités d&#39;application du système WinCF et des exemples de la façon dont la chimie des médias peut être manipulé pour étudier les effets sur le microbiome pulmonaire.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="595">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Color-Coded Capillary Tubes</td>
			<td style="width:93px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">22-260943</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Cha-seal Tube Sealing Compound</td>
			<td style="width:93px;">Kimble-Chase</td>
			<td align="right" style="width:119px;">43510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mucin from porcine stomach</td>
			<td style="width:93px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">M1778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ferritin, cationized from horse spleen</td>
			<td style="width:93px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">F7879</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Salmon sperm DNA Sodium salt (sonified)</td>
			<td style="width:93px;">AppliChem Panreac</td>
			<td>A2159</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">MEM Nonessential Amino Acids</td>
			<td style="width:93px;">Corning cellgro</td>
			<td style="width:119px;">25-025-CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MEM Amino Acids</td>
			<td style="width:93px;">Cellgro</td>
			<td style="width:119px;">25-030-CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Egg Yolk Emulsion, 50%</td>
			<td style="width:93px;">Dalynn Biologicals</td>
			<td style="width:119px;">VE30-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Potassium Chloride</td>
			<td style="width:93px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">P2157500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:93px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">S271500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">15mL centriguge tubes with Printed Graduations and Flat Caps</td>
			<td style="width:93px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89039-666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">50mL centrifuge tubes with Printed Graduations and Flat Caps</td>
			<td style="width:93px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89039-656</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1.5mL microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:93px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">MCT-150-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2.0mL microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:93px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">MCT-200-C</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the wincf model - an inexpensive and tractable microcosm of a mucus plugged bronchiole to study the microbiology of lung infections

Beaucoup de maladies chroniques des voies respiratoires entraînent une bouchage de mucus des voies respiratoires. Les poumons d&#39;un individu atteints de fibrose kystique sont un cas exemplaire où leurs bronchioles bouchées de mucus créent un habitat favorable pour la colonisation microbienne. Divers agents pathogènes se développent dans cet environnement en interaction entre eux et entraînent une grande partie des symptômes associés à la maladie des FC. Comme toute communauté microbienne, les conditions chimiques de leur habitat ont un impact significatif sur la structure et la dynamique de la communauté. Par exemple, différents microorganismes se développent dans différents niveaux d&#39;oxygène ou d&#39;autres concentrations de soluté. Ceci est également vrai dans le poumon des FC, où les concentrations d&#39;oxygène sont censées conduire la physiologie et la structure de la communauté. Les méthodes décrites ici sont conçues pour imiter l&#39;environnement pulmonaire et cultiver des agents pathogènes d&#39;une manière plus similaire à celle d&#39;où ils causent une maladie. La manipulation de l&#39;environnement chimique de ces microbes est ensuite utilisée pour étudier comment le chemiDes infections pulmonaires régit son écologie microbienne. La méthode, appelée système WinCF, est basée sur des tubes artificiels à l&#39;épi et des tubes capillaires étroits destinés à fournir un gradient d&#39;oxygène similaire à celui qui existe dans les bronchioles bouchées de mucus. La manipulation des conditions chimiques, telles que le pH du média de la pression des crachats ou des antibiotiques, permet de visualiser les différences microbiologiques dans ces échantillons en utilisant des indicateurs colorés, en surveillant la production de gaz ou de biofilms, ou en extrayant et séquençant le contenu en acide nucléique de chaque échantillon.

la croissance microbiologique dans les différentes conditions chimiques induites dans les échantillons variait considérablement dans certains cas, et plus subtilement dans d&#39;autres. De nombreux changements dans l&#39;activité étaient de nature visuelle, étant évident que dès que la période d&#39;incubation est terminée. Dans l&#39;exemple de la manipulation du pH, les échantillons à travers le spectre de pH varient considérablement, comme indiqué par des facteurs multip...

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The WinCF Model - An Inexpensive and Tractable Microcosm of a Mucus Plugged Bronchiole to Study the Microbiology of Lung Infections

Les voies respiratoires du mucus des patients atteints de fibrose kystique (CF) sont un environnement idéal pour que les agents pathogènes microbiens puissent prospérer. Le manuscrit décrit une nouvelle méthode pour étudier le microbiome des poumons des FC dans un environnement qui imite où ils causent des maladies et comment les altérations des conditions chimiques peuvent entraîner une dynamique microbienne.

Le modèle WinCF - Un microcosme peu coûteux et abordable d&#39;une menthe bronchée à mousqueton pour étudier la microbiologie des infections pulmonaires

Many chronic airway diseases result in mucus plugging of the airways. Lungs of an individual with cystic fibrosis are an exemplary case where their ...

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9.0K vues.  University of California, San Diego.  Les voies respiratoires du mucus des patients atteints de fibrose kystique (CF) sont un environnement idéal pour que les agents pathogènes microbiens puissent prospérer. Le manuscrit décrit une nouvelle méthode pour étudier le microbiome des poumons des FC dans un environnement qui imite où ils causent des maladies et comment les altérations des conditions chimiques peuvent entraîner une dynamique microbienne. 

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Tractable Mammalian Cell Infections with Protozoan-primed Bacteria

Many intracellular bacterial pathogens use freshwater protozoans as a natural reservoir for proliferation in the environment. Legionella pneumophila, the causative agent of Legionnaires' pneumonia, gains a pathogenic advantage over in vitro cultured bacteria when first harvested from protozoan cells prior to infection of mammalian macrophages. This suggests that important virulence factors may not be properly expressed in vitro. We have developed a tractable system for priming L. pneumophila through its natural protozoan host Acanthamoeba castellanii prior to mammalian cell infection. The contribution of any virulence factor can be examined by comparing intracellular growth of a mutant strain to wild-type bacteria after protozoan priming. GFP-expressing wild-type and mutant L. pneumophila strains are used to infect protozoan monolayers in a priming step and allowed to reach late stages of intracellular growth. Fluorescent bacteria are then harvested from these infected cells and normalized by spectrophotometry to generate comparable numbers of bacteria for a subsequent infection into mammalian macrophages. For quantification, live bacteria are monitored after infection using fluorescence microscopy, flow cytometry, and by colony plating. This technique highlights and relies on the contribution of host cell-dependent gene expression by mimicking the environment that would be encountered in a natural acquisition route. This approach can be modified to accommodate any bacterium that uses an intermediary host as a means for gaining a pathogenic advantage.

This technique provides a method to harvest, normalize and quantify intracellular growth of bacterial pathogens that are pre-cultivated in natural protozoan host cells prior to infections of mammalian cells. This method can be modified to accommodate a wide variety of host cells for the priming stage as well as target cell types.

Infections traitables avec des cellules de mammifères Protozoaire amorcées bactéries

Many intracellular bacterial pathogens use freshwater protozoans as a natural reservoir for proliferation in the environment. Legionella pneumophila, the ...

Recherche

Immunologie et infection

An In vitro Model to Study Heterogeneity of Human Macrophage Differentiation and Polarization

Monocyte-derived macrophages represent an important cell type of the innate immune system. Mouse models studying macrophage biology suffer from the phenotypic and functional differences between murine and human monocyte-derived macrophages. Therefore, we here describe an in vitro model to generate and study primary human macrophages. Briefly, after density gradient centrifugation of peripheral blood drawn from a forearm vein, monocytes are isolated from peripheral blood mononuclear cells using negative magnetic bead isolation. These monocytes are then cultured for six days under specific conditions to induce different types of macrophage differentiation or polarization. The model is easy to use and circumvents the problems caused by species-specific differences between mouse and man. Furthermore, it is closer to the in vivo conditions than the use of immortalized cell lines. In conclusion, the model described here is suitable to study macrophage biology, identify disease mechanisms and novel therapeutic targets. Even though not fully replacing experiments with animals or human tissues obtained post mortem, the model described here allows identification and validation of disease mechanisms and therapeutic targets that may be highly relevant to various human diseases.

An In vitro Model to Study Heterogeneity of Human Macrophage Differentiation and Polarization

Monocyte-derived macrophages are important cells of the innate immune system. Here, we describe an easy to use in vitro model to generate these cells. Using gradient centrifugation, negative bead isolation and specific cell culture conditions, monocyte-derived macrophages can be generated for phenotypic and functional studies.

Une<em&gt; In vitro</em&gt; Modèle pour étudier l&#39;hétérogénéité de la différenciation des macrophages humains et de la polarisation

Monocyte-derived macrophages represent an important cell type of the innate immune system. Mouse models studying macrophage biology suffer from the ...

An Experimental Model to Study Tuberculosis-Malaria Coinfection upon Natural Transmission of Mycobacterium tuberculosis and Plasmodium berghei

Coinfections naturally occur due to the geographic overlap of distinct types of pathogenic organisms. Concurrent infections most likely modulate the respective immune response to each single pathogen and may thereby affect pathogenesis and disease outcome. Coinfected patients may also respond differentially to anti-infective interventions. Coinfection between tuberculosis as caused by mycobacteria and the malaria parasite Plasmodium, both of which are coendemic in many parts of sub-Saharan Africa, has not been studied in detail. In order to approach the challenging but scientifically and clinically highly relevant question how malaria-tuberculosis coinfection modulate host immunity and the course of each disease, we established an experimental mouse model that allows us to dissect the elicited immune responses to both pathogens in the coinfected host. Of note, in order to most precisely mimic naturally acquired human infections, we perform experimental infections of mice with both pathogens by their natural routes of infection, i.e. aerosol and mosquito bite, respectively.

An Experimental Model to Study Tuberculosis-Malaria Coinfection upon Natural Transmission of Mycobacterium tuberculosis and Plasmodium berghei

Tuberculosis and malaria are two of the most prevalent infections in humans and major causes of morbidity and mortality in impoverished populations in the tropics. We established an experimental model system to study outcome of malaria-tuberculosis coinfection in mice after challenge with both pathogens via their natural route of infection.

Un modèle expérimental pour étudier la tuberculose-paludisme co-infection à transmission naturelle de Mycobacterium tuberculosis Et Plasmodium berghei</i

Coinfections naturally occur due to the geographic overlap of distinct types of pathogenic organisms. Concurrent infections most likely modulate the ...

Humanized Mouse Model to Study Bacterial Infections Targeting the Microvasculature

Neisseria meningitidis causes a severe, frequently fatal sepsis when it enters the human blood stream. Infection leads to extensive damage of the blood vessels resulting in vascular leak, the development of purpuric rashes and eventual tissue necrosis. Studying the pathogenesis of this infection was previously limited by the human specificity of the bacteria, which makes in vivo models difficult. In this protocol, we describe a humanized model for this infection in which human skin, containing dermal microvessels, is grafted onto immunocompromised mice. These vessels anastomose with the mouse circulation while maintaining their human characteristics. Once introduced into this model, N. meningitidis adhere exclusively to the human vessels, resulting in extensive vascular damage, inflammation and in some cases the development of purpuric rash. This protocol describes the grafting, infection and evaluation steps of this model in the context of N. meningitidis infection. The technique may be applied to numerous human specific pathogens that infect the blood stream.

Neisseria meningitidis is a human specific pathogen that infects blood vessels. In this protocol human microvessels are introduced into a mouse by grafting human skin onto immunocompromised mice. Bacteria adhere extensively to the human vessels, leading to vascular damage and development of the purpuric rash typically observed in human cases.

Souris humanisée modèle pour étudier les infections bactériennes Cibler la microvascularisation

Neisseria meningitidis causes a severe, frequently fatal sepsis when it enters the human blood stream. Infection leads to extensive damage of the blood ...

Human Placental and Decidual Organ Cultures to Study Infections at the Maternal-fetal Interface

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is imperative to design experiments using human cells and tissues. An advantage of organ culture is maintenance of three-dimensional (3D) structural organization and extracellular matrix. The goal of the method described here is successful establishment of ex vivo human gestational tissue organ cultures and their healthy culture maintenance for 72-96 hr. The protocol details the immediate processing of research-consented, placental and decidual specimens fresh from the operating suite. These are abundant specimens that would otherwise be discarded. Detailed instructions on the sterile collection of these samples, including morphologic details on how to select appropriate tissues to establish 3D organ cultures, is provided. Placental villous and decidual tissues are microdissected into 2-3 mm3 pieces and placed separately on matrix-lined transwell filters and cultured for several days. Villous and decidual organ cultures are well suited for the study of human host-pathogen interaction. As compared to other model organisms, these human cultures are particularly advantageous to examine mechanism of infection for pathogens that demonstrate variable patterns of host specificity. As an example, we demonstrate infection of placental and decidual organ cultures with the clinically relevant, facultative intracellular bacterial pathogen Listeria monocytogenes.

A simple method to establish primary human placental (villous) and decidual organ cultures is described. Villous and decidual organ cultures are invaluable tools for studying pathogenesis at the human maternal-fetal interface. Infection with the facultative intracellular bacterium Listeria monocytogenes is demonstrated.

Cultures placentaire et déciduale organe humain pour l&#39;étude des infections à l&#39;interface materno-fœtale

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is ...

Development of an Antigen-driven Colitis Model to Study Presentation of Antigens by Antigen Presenting Cells to T Cells

Inflammatory bowel disease (IBD) is a chronic inflammation which affects the gastrointestinal tract (GIT). One of the best ways to study the immunological mechanisms involved during the disease is the T cell transfer model of colitis. In this model, immunodeficient mice (RAG-/- recipients) are reconstituted with naive CD4+ T cells from healthy wild type hosts.
This model allows examination of the earliest immunological events leading to disease and chronic inflammation, when the gut inflammation perpetuates but does not depend on a defined antigen. To study the potential role of antigen presenting cells (APCs) in the disease process, it is helpful to have an antigen-driven disease model, in which a defined commensal-derived antigen leads to colitis. An antigen driven-colitis model has hence been developed. In this model OT-II CD4+ T cells, that can recognize only specific epitopes in the OVA protein, are transferred into RAG-/- hosts challenged with CFP-OVA-expressing E. coli. This model allows the examination of interactions between APCs and T cells in the lamina propria.

In this antigen-driven colitis model, OT-II CD4+ T cells expressing a red fluorescent protein were adoptively transferred into RAG-/- mice that express a green fluorescent protein in mononuclear phagocytes (MPs). The hosts were challenged with Escherichia coli (E.coli) expressing the ovalbumin protein (OVA) fused to a cyan fluorescent protein (CFP).

Développement d&#39;un modèle Colite antigène conduit à étudier la présentation des antigènes par les cellules présentatrices d&#39;antigènes aux cellules T

Inflammatory bowel disease (IBD) is a chronic inflammation which affects the gastrointestinal tract (GIT). One of the best ways to study the immunological ...

Methodology for the Study of Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus

One important feature of the major opportunistic human pathogen Staphylococcus aureus is its extraordinary ability to rapidly acquire resistance to antibiotics. Genomic studies reveal that S. aureus carries many virulence and resistance genes located in mobile genetic elements, suggesting that horizontal gene transfer (HGT) plays a critical role in S. aureus evolution. However, a full and detailed description of the methodology used to study HGT in S. aureus is still lacking, especially regarding natural transformation, which has been recently reported in this bacterium. This work describes three protocols that are useful for the in vitro investigation of HGT in S. aureus: conjugation, phage transduction, and natural transformation. To this aim, the cfr gene (chloramphenicol/florfenicol resistance), which confers the Phenicols, Lincosamides, Oxazolidinones, Pleuromutilins, and Streptogramin A (PhLOPSA)-resistance phenotype, was used. Understanding the mechanisms through which S. aureus transfers genetic materials to other strains is essential to comprehending the rapid acquisition of resistance and helps to clarify the modes of dissemination reported in surveillance programs or to further predict the spreading mode in the future.

Methodology for the Study of Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus

We describe here three different protocols for the in vitro investigation of conjugation, transduction, and natural transformation in Staphylococcus aureus.

Méthodologie de l&#39;étude du transfert horizontal de gènes dans<em&gt; Staphylococcus aureus</em

One important feature of the major opportunistic human pathogen Staphylococcus aureus is its extraordinary ability to rapidly acquire resistance to ...

Come to the Light Side: In Vivo Monitoring of Pseudomonas aeruginosa Biofilm Infections in Chronic Wounds in a Diabetic Hairless Murine Model

The presence of bacteria as structured biofilms in chronic wounds, especially in diabetic patients, is thought to prevent wound healing and resolution. Chronic mouse wounds models have been used to understand the underlying interactions between the microorganisms and the host. The models developed to date rely on the use of haired animals and terminal collection of wound tissue for determination of viable bacteria. While significant insight has been gained with these models, this experimental procedure requires a large number of animals and sampling is time consuming. We have developed a novel murine model that incorporates several optimal innovations to evaluate biofilm progression in chronic wounds: a) it utilizes hairless mice, eliminating the need for hair removal; b) applies pre-formed biofilms to the wounds allowing for the immediate evaluation of persistence and effect of these communities on host; c) monitors biofilm progression by quantifying light production by a genetically engineered bioluminescent strain of Pseudomonas aeruginosa, allowing real-time monitoring of the infection thus reducing the number of animals required per study. In this model, a single full-depth wound is produced on the back of STZ-induced diabetic hairless mice and inoculated with biofilms of the P. aeruginosa bioluminescent strain Xen 41. Light output from the wounds is recorded daily in an in vivo imaging system, allowing for in vivo and in situ rapid biofilm visualization and localization of biofilm bacteria within the wounds. This novel method is flexible as it can be used to study other microorganisms, including genetically engineered species and multi-species biofilms, and may be of special value in testing anti-biofilm strategies including antimicrobial occlusive dressings.

Come to the Light Side: In Vivo Monitoring of Pseudomonas aeruginosa Biofilm Infections in Chronic Wounds in a Diabetic Hairless Murine Model

Here we describe a novel diabetic murine model utilizing hairless mice for real-time, non-invasive, monitoring of biofilm wound infections of bioluminescent Pseudomonas aeruginosa. This method can be adapted to evaluate infection of other bacterial species and genetically modified microorganisms, including multi-species biofilms, and test the efficacy of antibiofilm strategies.

Venez sur le côté de la lumière: In Vivo surveillance des Infections à Pseudomonas aeruginosa Biofilm dans les plaies chroniques dans un modèle murin glabres diabétique

The presence of bacteria as structured biofilms in chronic wounds, especially in diabetic patients, is thought to prevent wound healing and resolution. ...

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

Arbovirus Infections As Screening Tools for the Identification of Viral Immunomodulators and Host Antiviral Factors

RNA interference- and genome editing-based screening platforms have been widely used to identify host cell factors that restrict virus replication. However, these screens are typically conducted in cells that are naturally permissive to the viral pathogen under study. Therefore, the robust replication of viruses in control conditions may limit the dynamic range of these screens. Furthermore, these screens may be unable to easily identify cellular defense pathways that restrict virus replication if the virus is well-adapted to the host and capable of countering antiviral defenses. In this article, we describe a new paradigm for exploring virus-host interactions through the use of screens that center on naturally abortive infections by arboviruses such as vesicular stomatitis virus (VSV). Despite the ability of VSV to replicate in a wide range of dipteran insect and mammalian hosts, VSV undergoes a post-entry, abortive infection in a variety of cell lines derived from lepidopteran insects, such as the gypsy moth (Lymantria dispar). However, these abortive VSV infections can be &#34;rescued&#34; when host cell antiviral defenses are compromised. We describe how VSV strains encoding convenient reporter genes and restrictive L. dispar cell lines can be paired to set-up screens to identify host factors involved in arbovirus restriction. Furthermore, we also show the utility of these screening tools in the identification of virally encoded factors that rescue VSV replication during coinfection or through ectopic expression, including those encoded by mammalian viruses. The natural restriction of VSV replication in L. dispar cells provides a high signal-to-noise ratio when screening for the conditions that promote VSV rescue, thus enabling the use of simplistic luminescence- and fluorescence-based assays to monitor the changes in VSV replication. These methodologies are valuable for understanding the interplay between host antiviral responses and viral immune evasion factors.

Here, we present the protocols to identify 1) virus-encoded immunomodulators that promote arbovirus replication and 2) eukaryotic host factors that restrict arbovirus replication. These fluorescence- and luminescence-based methods allow researchers to rapidly obtain quantitative readouts of arbovirus replication in simplistic assays with low signal-to-noise ratios.

Arbovirus Infections comme outils de dépistage pour l’Identification des virales facteurs antiviraux immunomodulateurs et hôte

RNA interference- and genome editing-based screening platforms have been widely used to identify host cell factors that restrict virus replication. ...