Ces travaux ont été financés par des subventions du Conseil national de la santé et de la recherche médicale APP1194139/APP1126276 (JC), de la National Stem Cell Foundation of Australia et du Bureau de la santé et de la recherche médicale du gouvernement de la Nouvelle-Galles du Sud (JC). DS a été soutenu par le Royal Australasian College of Physicians, l’Institute of Clinical Pathology and Medical Research et le programme de formation à la recherche du gouvernement australien. La TD a reçu le soutien de l’Institute of Clinical Pathology and Medical Research, de la bourse d’études de la famille Penfolds, du National Health and Medical Research Council (APP2002783) et de la National Heart Foundation of Australia (104615).

<ol>
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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Declining+in-hospital+mortality+and+increasing+heart+failure+incidence+in+elderly+patients+with+first+myocardial+infarction.">Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction.</a> Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).</li><li>Hastings, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+and+cell+delivery+for+cardiac+regeneration.">Drug and cell delivery for cardiac regeneration.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).</li><li>Silva, K. A. S., Emter, C. 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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Injection intramyocardique transépicardique Cette procédure présente l’avantage d’une visualisation cardiaque directe et il a été démontré qu’elle permet une plus grande rétention locale des agents thérapeutiques que les méthodes d’administration systémique 9,10,14. Cependant, les thoracotomies sont invasives, nécessitent des compétences techniques considérables et présentent un risque plus élevé de morbidité et de mortalité que les autres méthodes discutées10,15. La connaissance des étapes critiques et précaires de la procédure peut aider à la médiation de ce risque accru.
Il faut faire preuve d’une grande prudence lors de la manipulation du cœur pour exposer l’apex cardiaque en raison du risque élevé d’arythmie et de compromis hémodynamique associé. La surveillance invasive continue de la pression artérielle et l’électrocardiographie permettent d’identifier rapidement l’hypotension ou les arythmies instables, ce qui facilite une intervention et une correction rapides. L’hypotension transitoire peut généralement être traitée par des bolus de métaraminol. L’hypotension prolongée peut être retardée en réduisant l’anesthésique par inhalation (surveillance attentive de la profondeur de l’anesthésie) et en commençant une perfusion de vasopresseur, tout en déterminant simultanément la cause de l’hémodynamique altérée. Les arythmies instables, telles que la tachycardie ventriculaire ou la fibrillation ventriculaire, peuvent être traitées par cardioversion électrique avec ou sans antiarythmiques intraveineux.
Il est tout aussi important pour la survie de l’animal de réussir à éliminer les gaz libres de la cavité pleurale avant de fermer le thorax. Le non-respect de cette consigne peut entraîner le développement d’un pneumothorax, exposant l’animal à un risque élevé de compromission respiratoire et de décès une fois débranché du ventilateur mécanique au moment de la récupération. La pression positive des voies respiratoires doit être maintenue pendant au moins 30 s jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de bulles. Le tube en silicone est rapidement retiré à l’arrêt du bouillonnement, et le thorax est alors rapidement fermé. Il est également possible de placer chirurgicalement une sonde de thoracostomie à la fermeture, ce qui permet l’élimination manuelle de l’air et du liquide inflammatoire au cours des prochaines 24 à 72 heures. Ceci, cependant, est difficile à garder propre et intact, surtout si les animaux sont logés ensemble. L’endommagement ou la contamination du tube peut entraîner un pyothorax, un pneumothorax ou une septicémie. D’après notre expérience, l’insertion d’un drain thoracique temporaire n’est pas nécessaire si le gaz libre est correctement éliminé avant la fermeture du coffre.
Injection intramyocardique transendocardique percutanée Cette méthode d’administration thérapeutique a l’avantage de permettre l’administration locale de tissus avec un risque moindre en raison de sa nature moins invasive par rapport à une approche chirurgicale10,14. Cette technique est déjà utilisée dans les études sur les grands animaux, avec à la fois la fluoroscopie et la cartographie électromécanique comme guide en l’absence de visualisation directe10,16,17.
Étant donné que le cœur n’est pas sous vision directe, il est prudent pour le procédurier d’utiliser des vues fluoroscopiques orthogonales lors du choix d’un site d’injection. De plus, l’injection d’un produit de contraste iodé dilué avant et l’administration du traitement est extrêmement précieuse pour confirmer le contact myocardique. Un contact approprié peut être confirmé par l’observation d’un « rougissement myocardique » caractéristique, qui peut être l’un des seuls marqueurs du succès de l’injection avant le prélèvement de tissus. En raison du risque de perforation de la chambre, il est également recommandé que l’épaisseur de la paroi myocardique au site d’injection sélectionné soit supérieure à 9 mm14,16.
Minipompe osmotique veineuse jugulaire La minipompe osmotique est un dispositif populaire couramment utilisé dans les études sur les petits animaux. Il y a eu un intérêt croissant pour l’utilisation de ce dispositif dans de grands modèles animaux 7,18,19, compte tenu de son avantage unique d’administrer un agent thérapeutique à un rythme constant sur une période de temps donnée. Une limite possible de cette méthode est l’incapacité de modifier ou d’arrêter les débits de perfusion du médicament sans remplacer ou retirer la pompe. Cela devrait être pris en compte avant d’essayer un traitement de cette manière.
Cette étude a démontré que cette méthode pouvait être réalisée avec un taux de réussite élevé chez les porcs, avec une faible morbidité et mortalité. Il convient de noter que de nombreuses structures vitales sont adjacentes au site chirurgical, notamment les ganglions lymphatiques, le thymus et l’artère carotide. L’adhésion à la méthode et la consultation des textes anatomiques20 sont fortement recommandées pour éviter d’endommager par inadvertance l’une de ces structures. La complication la plus préoccupante de cette méthode est le choc hémorragique dû à une lésion accidentelle de la veine jugulaire ou d’une structure environnante. Il est donc essentiel que les tissus mous entourant la veine jugulaire soient soigneusement retirés. Si vous n’effectuez pas correctement cette étape, il peut être difficile de placer la tubulure de la minipompe ou de contrôler les saignements involontaires.
Cet article a décrit trois méthodes d’administration de thérapies cardioactives. Malgré le succès rapporté de chaque technique, il y a des limites inhérentes à prendre en compte. Les procédures invasives (injection transépicardique) permettent d’augmenter la précision de l’administration thérapeutique ; Cependant, ils présentent un risque accru de complications potentiellement mortelles. De plus, l’accouchement invasif nécessite davantage de compétences techniques afin de minimiser le risque de complications. De même, l’injection transendocardique guidée par fluoroscopie nécessite un certain degré de compétence technique pour le cathétérisme et la manipulation du matériel. Si cette méthode n’est pas effectuée correctement, l’échec de l’injection et des complications fatales sont possibles.
Les méthodes d’injection directe décrites permettent l’administration unique d’un médicament dans le tissu cible. La minipompe osmotique veineuse jugulaire permet l’administration systémique d’un traitement sur une période de 7 jours. Comparativement, cette méthode est plus simple et associée à moins de risques, cependant, elle repose sur une découverte thérapeutique systémique du myocarde. De plus, une fois la pompe en place, il est impossible d’arrêter l’administration ou de modifier le débit de dose sans réanesthésier l’animal et retirer la pompe.
Toutes les méthodes décrites dans cet article ont été réalisées sur des animaux le jour ou 2 semaines après l’infarctus du myocarde. Par conséquent, ce travail ne peut pas rapporter le succès des méthodes mentionnées chez les animaux sains ou les animaux soumis à une pathologie cardiaque alternative. Enfin, la pharmacologie et la biotechnologie de tout agent envisagé doivent être soigneusement examinées, car elles seront intrinsèquement liées à l’efficacité de la voie d’administration choisie. Une discussion détaillée à ce sujet dépasse le cadre de ce manuscrit.
Des descriptions complètes des méthodes précliniques profitent au bien-être animal et à la communauté scientifique au sens large. L’amélioration de la reproductibilité des procédures et des résultats qui en résulte entraîne moins de complications pour la santé animale, une réduction du nombre d’animaux nécessaires pour produire des résultats significatifs et une plus grande confiance dans les résultats expérimentaux21,22. Trois méthodes d’administration de nouveaux traitements sont décrites dans cet article pour le traitement de l’infarctus du myocarde dans un modèle porcin. En détaillant les techniques utilisées et en articulant les avantages et les risques de chacune d’elles, on s’attend à ce que les chercheurs soient en mesure de créer confortablement des modèles précliniques cohérents et fiables qui répondent à leurs objectifs de recherche.

La maladie coronarienne (coronaropathie) et l’infarctus du myocarde avec élévation du segment ST (STEMI) associé sont les principales causes de décès dans le monde. Au cours des deux dernières décennies, de grands progrès ont été réalisés dans la réduction de la mortalité hospitalière des patients présentant un STEMI, grâce à l’avènement de l’intervention coronarienne percutanée, des thérapies fibrinolytiques et de la standardisation des algorithmes de traitement pour garantir que la reperfusion est réalisée en temps opportun 1,2,3. Malgré cela, la morbidité associée au STEMI reste un fardeau important, créant ainsi un grand besoin de développer de nouvelles thérapies cardioprotectrices et régénératives 2,3. Une composante essentielle du développement thérapeutique est la détermination de la manière dont une nouvelle thérapie doit être administrée4. L’innocuité, l’efficacité et la faisabilité de chaque méthode doivent correspondre aux caractéristiques de la thérapie elle-même.
Des modèles de grands animaux physiologiquement pertinents sont essentiels pour évaluer ces attributs de diverses stratégies d’administration thérapeutique5. En raison de leurs similitudes avec les humains en matière de physiologie cardiovasculaire, d’anatomie vasculaire coronaire et de rapport poids/poids cardiaque, les porcs sont l’une des espèces préférées dans l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies pour l’infarctus du myocarde6. Nous avons déjà utilisé un modèle STEMI porcin pour démontrer la capacité réparatrice d’une thérapie protéique recombinante7, et nous continuons à étudier de nouvelles thérapies pharmacologiques, cellulaires et génétiques à l’aide de ce modèle. Ici, trois techniques d’administration thérapeutique utilisées dans des modèles porcins après la création d’un infarctus sont décrites : la thoracotomie et l’injection transépicardique, l’injection transendocardique percutanée et l’implantation d’une minipompe osmotique veineuse jugulaire. Les deux premières méthodes permettent l’administration locale de tissus, ce qui réduit les doses requises, les effets hors cible et le métabolisme hépatique de premier passage 8,9,10. La minipompe osmotique permet l’administration continue d’un médicament à demi-vie courte, ce qui élimine la dépendance à l’égard d’une pompe à perfusion et d’une canule intraveineuse brevetée, qui sont toutes deux difficiles à instituer dans de grands modèles animaux.
En décrivant ces techniques, nous espérons que cet article pourra aider les scientifiques translationnels à étudier de nouveaux agents cardioprotecteurs ou régénératifs à la suite d’un infarctus du myocarde dans de grands modèles animaux.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Central line placement</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ9220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arrow&#39; Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035&#34; J-tip wire)</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>CS-14502</td>
			<td>Central Line</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Green Fluorsence Protein (GFP)</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab13970</td>
			<td>1:100 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ku80</td>
			<td>Cell Signalling Technology</td>
			<td>C48E7</td>
			<td>1:500 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile ultrasound probe cover</td>
			<td>Atris</td>
			<td>28041947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swine Jacket with Pocket, size &#39;Medium&#39;</td>
			<td>Lomir Biomedical</td>
			<td>SS J2YJJET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jugular vein osmotic minipump implantation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bellucci Self-Retaining Retractor</td>
			<td>surgicalinstruments.net.au</td>
			<td>group-24.26.02</td>
			<td>Self retaining tissue retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, 663G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmotic Infusion Minipump</td>
			<td>Alzet</td>
			<td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular Silicone Ties</td>
			<td>Vecmedical</td>
			<td>95001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl suture (5-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percutaneous transedocardial injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artis Zee&#39; C-Arm Fluoroscopy&#160;</td>
			<td>Siemens&#160;</td>
			<td>IR-19-1994</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myostar&#39; Injection Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>121117S, 121119S, 1211120S</td>
			<td>Intramyocardial injection catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnipaque&#39; Iohexol Contrast</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>AUST R 39861&#160;</td>
			<td>Iodinated contrast agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sedation &#38; general anaesthesia</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound Sodium Lactate Hartmann&#39;s Solution</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>894451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl 50 mcg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 107027.</td>
			<td>Intravenous anaesthesia and analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forthane&#39; Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>AUST R 29656&#160;</td>
			<td>Inhalant anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine&#160;</td>
			<td>Datex Ohmeda</td>
			<td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td>
			<td>Anaesthetic Machine&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypnovel&#39; Midazolam 5 mg/mL</td>
			<td>Roche</td>
			<td>AUST R 13726</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous cannula</td>
			<td>BD Angiocath</td>
			<td>381137</td>
			<td>20 gauge cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamil&#39; Ketamine 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 51188c&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope</td>
			<td>Miller</td>
			<td>VDI-6205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medetomidine 1 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number 64251; ACVM number A10488&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaraminol 10 mg/mL</td>
			<td>Phebra</td>
			<td>AUST R 284784</td>
			<td>Short-acting vasopressor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 63712&#160;</td>
			<td>Sedative, Restricted drug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Onsetron&#39; Ondansetron 2 mg/mL</td>
			<td>Accord Healthcare</td>
			<td>AUST R 205593&#160;</td>
			<td>Anti-emetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol-Lipuro&#39; Propofol 10 mg/mL</td>
			<td>Braun</td>
			<td>AUST R 142906&#160;</td>
			<td>Intravenous anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Oximeter&#160;</td>
			<td>Meditech</td>
			<td>GVPMT-M3S</td>
			<td>Portable pulse oximeter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 &#38; 6.0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>86108-, 86109-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Intubating Stylet, 10 Fr</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>85864</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride 0.9%</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>FAH1322</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thoracotomy and epicardial Cell Injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 G Insulin needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>51907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin 1 g Vial</td>
			<td>AFT Pharmaceuticals</td>
			<td>9421900137367 CH2</td>
			<td>Antibiotic Prophylaxis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest drainage tube</td>
			<td>SurgiVet</td>
			<td>SKU-336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooley Sternotomy Retractor Paediatric</td>
			<td>Millennium Surgical</td>
			<td>9-61287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durogesic&#39; 100 mcg/h Fentanyl Patch</td>
			<td>Janssen</td>
			<td>AUST R 112371&#160;</td>
			<td>Postoperative analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lignocaine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295.</td>
			<td>Local anaesthesia, anti-arrhythmic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marcaine&#39; Bupivacaine 0.5%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 48328&#160;</td>
			<td>Local anaesthesia.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, JJ76264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 1 PDS suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ75414</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gauze</td>
			<td>Kerlix</td>
			<td>KE5072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile laparotomy sponges</td>
			<td>Propax</td>
			<td>2907950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermocool Smartouch&#39; Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>D133601, D133602, D133603</td>
			<td>Epicardial Mapping Catheter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

delivery of cardioactive therapeutics in a porcine myocardial infarction model

L’infarctus du myocarde est l’une des principales causes de décès et d’invalidité dans le monde, et il est urgent de mettre au point de nouvelles stratégies cardioprotectrices ou régénératives. Un élément essentiel du développement d’un médicament consiste à déterminer comment un nouveau traitement doit être administré. Les modèles animaux de grande taille physiologiquement pertinents sont d’une importance cruciale pour évaluer la faisabilité et l’efficacité de diverses stratégies d’administration thérapeutique. En raison de leurs similitudes avec les humains en matière de physiologie cardiovasculaire, d’anatomie vasculaire coronarienne et de rapport poids/poids cardiaque, les porcs sont l’une des espèces préférées dans l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies pour l’infarctus du myocarde. Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Après un infarctus du myocarde induit par voie percutanée, les porcs landrace femelles ont reçu un traitement avec de nouveaux agents par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse via minipompe osmotique de la veine jugulaire. Les procédures employées pour chaque technique sont reproductibles, ce qui permet d’administrer des médicaments cardioactifs fiables. Ces modèles peuvent être facilement adaptés pour s’adapter à des modèles d’étude individuels, et chacune de ces techniques d’administration peut être utilisée pour étudier une variété d’interventions possibles. Par conséquent, ces méthodes sont un outil utile pour les scientifiques translationnels qui poursuivent de nouvelles approches biologiques dans la réparation cardiaque après un infarctus du myocarde.

Thoracotomie et injection de cellules épicardiques Sur les 29 animaux qui ont subi une thoracotomie et une injection épicardique, 26 ont survécu. L’analyse histologique a confirmé la prise de greffe de cellules humaines par cette méthode chez tous les animaux survivants (Figure 1E). Un animal a présenté des arythmies mortelles lors de l’injection de cellules et n’a pas pu être réanimé. Un autre a connu une activité électrique sans pouls pendant la fermeture et l’application prolongée d’une pression positive sur les voies respiratoires et n’a pas pu être récupéré. Un troisième animal a vomi et a fait un arrêt respiratoire lors de l’extubation. Cet animal n’a pas pu être réanimé.
Deux animaux ont connu des complications majeures, mais ont pu être récupérés. Un animal a développé une fibrillation ventriculaire lors d’une injection intramyocardique et a pu être réanimé à l’aide de palettes de défibrillation interne et d’un massage cardiaque. Le deuxième animal a vomi lors de l’extubation et a eu un bref arrêt respiratoire, mais a pu être rapidement réintubé et s’est bien rétabli. Tous ces événements se sont produits au cours des premières expériences, avec une diminution des effets indésirables à mesure que l’expérience de l’équipe avec le protocole augmentait (tableau 1).
Implantation d’une minipompe osmotique de la veine jugulaire Aucune mortalité ou complication majeure n’a été associée à l’implantation d’une minipompe osmotique jugulaire. La plupart des sept animaux ont présenté un léger gonflement au site chirurgical au cours des 24 premières heures, qui a disparu sans intervention. L’analyse ELISA réalisée sur le sérum au jour 3 après l’implantation de la pompe a démontré l’efficacité de la pompe, atteignant une concentration sanguine significative de facteur de croissance dérivé des plaquettes AB humain (PDGF-AB) par rapport aux témoins7 (Figure 2E).
Injection transendocardique percutanée Au total, 22 animaux ont reçu des injections endocardiques. Parmi ces injections, 17 ont été considérées comme « réussies », déterminées par la fluorescence ou la coloration à l’encre observée dans le tissu cible à l’autopsie (Figure 3B). Il n’y a pas eu de mortalité associée à cette procédure. Un animal a développé un épanchement péricardique de petit volume à la suite d’une perforation ventriculaire droite. Cela s’est résolu d’elle-même et n’a pas entraîné de compromis cardiovasculaire. Ce même animal est mort ; Cependant, il s’agissait d’une procédure supplémentaire non liée après l’injection intramyocardique.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> Figure 1 : L’injection transépicardique de cardiomyocytes permet une visualisation cardiaque directe et permet d’obtenir une proportion élevée de cellules viables délivrées au myocarde. (A) L’apex cardiaque est exposé à travers une écharpe de gaze humidifiée guidée sous la base du cœur. (B) Un cathéter de cartographie épicardique délimite les zones cicatricielles et frontalières et annote les sites d’injection. (C) Une aiguille de 31 G est utilisée pour injecter des cellules par voie transépicardique dans le myocarde. (D) Carte de tension épicardique avec annotation du site d’injection. Violet : tension normale, myocarde sain ; Rouge : tension anormale, myocarde malade ; Points gris : sites d’injection. Après le sacrifice, le cœur est recueilli et fixé au formol pour une évaluation histologique en aval. En (E), les cellules humaines greffées sont détectées par immunomarquage de l’anticorps antinucléaire humain, Ku80, et d’un anticorps anti-GFP. Barre d’échelle = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> Figure 2 : L’insertion de la minipompe de la veine jugulaire constitue une méthode sûre et fiable d’administration de PDGF sur une période de 7 jours. (A) La veine jugulaire droite est exposée et les tissus mous sont dégagés du vaisseau. (B) Les attaches vasculaires obstruent le vaisseau tandis qu’une aiguille de 14 G est utilisée pour faire une ponction, à travers laquelle le tube de la minipompe est enfilé. (C) La tubulure de la minipompe est avancée dans la veine et le corps de la minipompe est fixé aux tissus mous adjacents. (D) Le corps de la minipompe et la tubulure avant l’implantation. (E) La concentration sérique de la protéine recombinante délivrée par la minipompe et le PDGF-AB a été mesurée à l’aide d’un test ELISA chez chaque animal le jour 3 après l’implantation. Il a été démontré que les animaux recevant le PDGF-AB avaient une concentration sanguine significativement plus élevée de PDGF-AB que les animaux témoins, ce qui confirme l’efficacité de la méthode d’administration de la minipompe osmotique. **indique une différence statistiquement significative entre les groupes (p = 0,005, test U de Mann-Whitney) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> Figure 3 : L’injection intramyocardique transendocardique permet une méthode d’administration thérapeutique peu invasive. (A) Une image fluoroscopique oblique antérieure droite montrant le cathéter d’injection (flèche blanche) administrant un produit de contraste (flèche jaune) dans le myocarde. L’injection de produit de contraste précède et suit l’injection thérapeutique afin que la mise en place de l’aiguille dans le myocarde puisse être confirmée. (B) Le vecteur injecté exprimait une protéine fluorescente verte (GFP) de sorte que le matériel injecté devenait fluorescent lors du prélèvement de tissus, confirmant ainsi le succès de l’injection. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Injection transépicardique (n = 29)</td>
			<td>Injection transendocardique (n = 22)</td>
			<td>Minipompe osmotique (n = 7)</td>
		</tr><tr><td>Mortalité</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Vomissements postopératoires et arrêt respiratoire</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Fibrillation ventriculaire lors de l’injection</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Activité électrique sans pouls pendant la fermeture thoracique</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Morbidité</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pneumothorax</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Épanchement pleural</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Perforation de la cavité cardiaque</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Hémorragie</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Liste des complications.

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Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Les porcs femelles ont reçu un traitement par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse par minipompe osmotique de la veine jugulaire.

Administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

delivery-cardioactive-therapeutics-porcine-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

1.1K vues.  The University of Sydney. Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Les porcs femelles ont reçu un traitement par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse par minipompe osmotique de la veine jugulaire.

Vidéo: Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarctus aigu du myocarde chez le rat

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Recherche

Médecine

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

IRM et la TEP dans les modèles de souris de l&#39;infarctus du myocarde

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarctus du myocarde et d&#39;évaluation fonctionnelle de résultats chez le porc

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

A Hydrogel Construct and Fibrin-based Glue Approach to Deliver Therapeutics in a Murine Myocardial Infarction Model.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of treatments in vivo1. The traditional, established protocol has been further fine-tuned to minimize the damage to the animal. Notably, the pectoral muscle layers are teased away rather than simply cut, and the thoracotomy is approached intercostally as opposed to breaking the ribs in a sternotomy, preserving the integrity of the ribcage. With these changes, the overall stress on the animal is decreased. 
Stem cell therapies aimed to alleviate the damage caused by MIs have shown promise over the years for their pro-angiogenic and anti-apoptotic benefits. Current approaches of delivering cells to the heart surface typically involve the injection of the cells either near the damaged site, within a coronary artery, or into the peripheral blood stream2-4. While the cells have proven to home to the damaged myocardium, functionality is limited by their poor engraftment at the site of injury, resulting in diffusion into the blood stream5. This manuscript highlights a procedure that overcomes this obstacle with the use of a cell-encapsulated hydrogel patch. The patch is fabricated prior to the surgical procedure and is placed on the injured myocardium immediately following the occlusion of the left coronary artery. To adhere the patch in place, biocompatible external fibrin glue is placed directly on top of the patch, allowing for it to dry to both the patch and the heart surface. This approach provides a novel adhesion method for the application of a delicate cell-encapsulating therapeutic construct.

This protocol aims to alleviate the limitation of poor cell engraftment for stem cell treatment of myocardial infarctions through the use of a hydrogel system and a fibrin-based glue. With this approach, cell-to-tissue contact post-infarction can be maintained, increasing the therapeutic potential of beneficial agents at the site of injury.

Un hydrogel construire et de fibrine-colle à base son approche et proposer Therapeutics dans un infarctus du myocarde murin modèle.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

Évaluation des résultats primaires dans un modèle porcin de infarctus aigu du myocarde

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

Infarctus du myocarde chez les souris néonatales, Un modèle de régénération cardiaque

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

Établissement d’un modèle porcin d’insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique pour le traitement des cellules souches

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of transplanted cells within the injured myocardium, limiting their therapeutic efficacy. Recently, the use of scaffolding biomaterials has gained attention for improving and maximizing stem cell therapy. The objective of this protocol is to introduce a simple and straightforward technique to transplant bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) using injectable hydroxyphenyl propionic acid (GH) hydrogels; the hydrogels are favorable as a cell delivery platform for cardiac tissue engineering applications due to their ability to be cross-linked in situ and high biocompatibility. We present a simple method to fabricate MSC-loading GH hydrogels (MSC/hydrogels) and evaluate their survival and proliferation in three-dimensional (3D) in vitro culture. In addition, we demonstrate a technique for intramyocardial transplantation of MSC/hydrogels in mice, describing a surgical procedure to induce myocardial infarction (MI) via left anterior descending (LAD) coronary artery ligation and subsequent MSC/hydrogels transplantation.

Stem cell-based therapy has emerged as an efficient strategy to repair injured cardiac tissues after myocardial infarction. We provide an optimal in vivo application for stem cell transplantation using gelatin hydrogels that are able to be enzymatically cross-linked.

Transplantation intramyocardique d’hydrogels injectables à chargement MSC après l’infarctus du myocarde dans un modèle murin

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of ...