Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31871170, 32170950 et 31970915), de la Fondation des sciences naturelles de la province du Guangdong (2021A1515010804 et 2023A1515010899), de la Fondation des sciences naturelles du Guangdong pour le projet de culture majeure (2018B030336001) et de la subvention Guangdong : Technologies clés pour le traitement des troubles cérébraux (2018B030332001).

Toutes les souris ont été obtenues commercialement et maintenues dans un cycle de lumière de 12 h / 12 h d’obscurité (lumière allumée à 08h00 heure locale) à une température ambiante de 22-25 °C et une humidité relative de 50%-60%. Les souris avaient accès à un approvisionnement continu en nourriture et en eau. Toutes les expériences ont été menées conformément aux directives pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Université normale de Chine du Sud et approuvées par le Comité institutionnel d’éthique animale. Des souris mâles C57BL/6J âgées de 3 à 5 mois ont été utilisées pour les expériences.
1. Assemblage du système de micro-entraînement
<ol><li>Connectez deux cartes conçues par ordinateur à l’aide de deux goujons et d’une vis qui maintient le micro-variateur mobile et fixez le connecteur à une carte (Figure 1A, Bi-iii). Entraînez le micro-entraînement en tournant une vis (0,5 mm/cercle).</li>
	<li>Assurez-vous que le micro-entraînement peut transporter deux ensembles de huit tubes de guidage (~3 cm de long, ~50 μm de diamètre interne, ~125 μm de diamètre externe) pour chaque côté de la région MC, puis coupez-le à la même longueur (au moins 15 mm ; Graphique 1Biv, v).</li>
	<li>Coupez 16 fils Ni-chrome (~5 cm de long) d’un diamètre de 35 μm, puis chargez-les successivement dans les tubes de guidage, puis appliquez la colle pour les fixer (Figure 1Bi, vi, vii).</li>
	<li>Dénudez l’isolant du fil, enroulez successivement chaque fil exposé à chaque broche du connecteur en suivant la carte des canaux, ainsi que les électrodes de référence et de terre, puis appliquez lentement de la peinture conductrice sur chaque broche (Figure 1Bviii-x).</li>
	<li>Recouvrez les broches à l’aide d’une résine époxy (Figure 1Axi, xii), puis effectuez un placage à l’or à l’aide d’un testeur d’impédance pour réduire l’impédance des pointes d’électrode à ~350 kOhm (Figure 1Bxiii, xiv). Réglez les paramètres du testeur d’impédance comme suit : −10,08 μA courant continu pendant 1 s avec une solution de placage d’or, dont 5 mM PtCl4.</li>
	<li>Enfin, déplacez le micro-lecteur vers le haut en tournant une vis. Vérifiez la taille globale du système de micro-entraînement modifié comme indiqué à la figure 1A (environ 15 mm de long, 10 mm de largeur, 20 mm de hauteur, ~1 g de poids). Vérifiez les spécifications détaillées de la carte et du composant mobile conçus par ordinateur à la figure 1Ai, ii.</li>
</ol>2. Implantation d’un réseau d’électrodes
<ol><li>Stérilisez les trousses chirurgicales, portez des gants stériles et enfilez la blouse blanche stérile d’un médecin avant le début de l’opération.</li>
	<li>Pour gérer la douleur, utiliser une injection sous-cutanée (s.c.) de méloxicam injectable (5 mg/kg) pour la souris dans une chambre d’induction. Anesthésier ensuite la souris par une injection intrapéritonéale (i.p.) de pentobarbital (80 mg/kg) dans une chambre d’induction18,19. Appliquez une dose supplémentaire de pentobarbital (20 mg/kg/h) si le réflexe de pincement des orteils est toujours présent.</li>
	<li>Fixez la souris dans un appareil stéréotaxique et maintenez sa température rectale à 37 °C à l’aide d’un régulateur de température.</li>
	<li>Appliquez une pommade ophtalmique à la tétracycline sur les deux yeux de la souris et changez à nouveau de gants stériles avant la chirurgie.</li>
	<li>Rasez la fourrure de la souris et désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de gommage à la bétadine et d’alcool à l’aide d’un applicateur stérile à embout de coton en cercles concentriques en commençant par le centre et en allant vers l’extérieur (Figure 2i, ii). Faites une petite incision médiane (~15 mm) pour exposer son crâne. Immédiatement, appliquez localement la lidocaïne à 1 % sur les muscles du cou pour soulager la douleur. Ensuite, retirez le tissu résiduel à l’aide de ciseaux et nettoyez le crâne à l’aide de cotons-tiges enduits de solution saline (Figure 2iii).</li>
	<li>À l’aide d’une microélectrode en verre remplie d’encre, marquez les emplacements souhaités de la MC bilatérale pour l’implantation (Figure 2iv, v). Sur la base d’une étude antérieure 20, les emplacements de la MC bilatérale sont les suivants : 0,74 mm en avant du bregma et1,25 mm latéralement à la ligne médiane.</li>
	<li>Implantez quatre vis en acier inoxydable (0,8 mm de diamètre) pour protéger le système de micro-entraînement, puis reliez toutes les vis entre elles avec les électrodes de référence et de masse, puis recouvrez avec un mélange de ciment dentaire pour former des parois (Figure 2vi-xi).</li>
	<li>Percez soigneusement deux petits trous (~1,5 mm2) à l’aide d’une perceuse à crâne sur les côtés gauche et droit du crâne coordonné dans les régions MC (Figure 2xii). Utilisez les coordonnées stéréotaxiques de la MC bilatérale : 0,74 mm en avant du bregma, 1,25 mm latéralement à la ligne médiane et 0,5 mm ventrale à la dure-mère.</li>
	<li>Retirez délicatement la dure-mère des trous à l’aide d’une pince fine (figure 2xiii).</li>
	<li>Insérez le système de micro-entraînement au centre des trous à l’aide d’un micromanipulateur à 10 μm/s (Figure 2xiv-xvii).</li>
	<li>Versez la vaseline dans les parois en ciment dentaire après avoir terminé l’insertion du système de micro-entraînement (Figure 2xviii).</li>
	<li>Joignez la plaque inférieure du système de micro-entraînement et les parois en ciment dentaire avec le ciment dentaire mélangé (Figure 2xix)</li>
	<li>Lavez l’incision avec une solution saline suivie d’un traitement local avec un gel contenant du chlorhydrate de lincomycine et du chlorhydrate de lidocaïne pour soulager la douleur post-chirurgicale.</li>
	<li>Enroulez le ruban adhésif en feuille de cuivre conducteur autour du système de micro-entraînement implanté (Figure 2xx).</li>
	<li>Déplacez la souris dans une cage maintenue à 31-33 °C et surveillez la souris pour qu’elle se remette de l’anesthésie.</li>
	<li>Laissez les souris récupérer pendant 1 semaine avec une alimentation séparée. Vérifiez et traitez l’incision avec 3 jours d’application continue d’un gel contenant du chlorhydrate de lincomycine et du chlorhydrate de lidocaïne.</li>
</ol>3. Enregistrement multicanal dans le MC bilatéral chez les souris en mouvement libre
<ol><li>Tenez la tête d’une souris éveillée légèrement et soigneusement. Déplacez-vous vers le bas des réseaux d’électrodes (~0,1 mm de profondeur) en tournant la vis sur la partie mobile du système de micro-entraînement (Figure 1Aii) au moins 1 jour à l’avance.</li>
	<li>Tenez la tête de la souris éveillée légèrement et soigneusement. Reliez le centre de la scène et un ballon d’hélium (rempli d’environ 0,02 L d’hélium) à l’aide d’un filetage pour compenser le poids de la tête de scène et du système de micro-entraînement (Figure 3A, B).</li>
	<li>Capturez les signaux bruts à l’aide des électrodes d’enregistrement et des systèmes multicanaux en échantillonnant à 30 kHz dans le logiciel d’enregistrement, puis numérisez-les à l’aide d’un convertisseur numérique-analogique (DA) des systèmes multicanaux.</li>
	<li>Extrayez les signaux LFP des données brutes en les rééchantillonnant à 10 kHz dans le logiciel d’enregistrement, puis utilisez un filtre coupe-bande du logiciel d’enregistrement pour supprimer le bruit de ligne de 50 Hz.</li>
	<li>Enregistrez des données brutes dans un état stable à partir d’une souris en mouvement libre pendant au moins 60 s. Une fois l’enregistrement terminé, retirez lentement la connexion entre la tête de scène et le système de micro-entraînement et remettez la souris dans sa cage d’origine.</li>
	<li>Stockez les données enregistrées dans l’ordinateur et analysez-les hors ligne (Figure 4 et Figure 5).</li>
	<li>Une fois l’expérience terminée, effectuez l’euthanasie selon les directives de l’institut, puis confirmez l’emplacement des électrodes en utilisant l’alimentation à la sortie 3 V pour effectuer une lésion électrolytique de 1 minute, suivie d’une analyse histologique. Découpez le cerveau de la souris en tranches de 30 μm à l’aide d’un microtome de congélation, collectez les sections MC, puis capturez les images au microscope (Figure 3C, D).</li>
</ol>4. Tri et analyse des pointes
<ol><li>Cliquez sur Fichier > Ouvrir les fichiers > Nev dans le logiciel de tri des pointes pour ouvrir les données de pointes échantillonnées à 30 kHz (Figure 4Ai).</li>
	<li>Cliquez sur Info pour sélectionner le canal non trié, puis sélectionnez Trier > Modifier la méthode de tri > Utiliser les K-Means. Appuyez sur le bouton Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting pour obtenir les unités triées (Figure 4Aii, iii).</li>
	<li>Cliquez sur Fichier > Enregistrer sous, enregistrez les données de pointe triées avec une extension de nom de fichier .nev, puis sélectionnez Fichier > Exporter les données par forme d’onde pour exporter les résultats de l’ACP avec une extension de nom de fichier .txt (Figure 4Aiv).</li>
	<li>Cliquez sur Fichier > Importer des données > fichier Blackrock dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir le fichier de pointe trié (Figure 4Bi).</li>
	<li>Cliquez sur Analyse > Autocorrélogrammes pour obtenir l’autocorrélogramme de l’unité sélectionnée, puis définissez les paramètres comme suit : la valeur minimale X à −0,05 s, la valeur maximale X à 0,05 s et la valeur B à 0,001 (Figure 4Bii, iii).</li>
	<li>Chargez les données de pic triées, cliquez sur Analysis > Interspike Interval Histograms (Histogrammes d’intervalle d’interspike) pour obtenir l’histogramme d’intervalle inter-spike, puis définissez les paramètres comme suit : la valeur de l’intervalle min. à 0 s, la valeur de l’intervalle max. à 0,1 s et la valeur Bin à 0,001 (Figure 4Biv, v).</li>
	<li>Cliquez sur Analyse > Corrélations croisées pour obtenir le corrélogramme croisé entre deux événements unitaires triés, puis définissez les événements et paramètres de référence comme suit : la valeur minimale X à −0,1 s, la valeur maximale X à 0,1 s et la valeur Catégorie à 0,001 (Figure 4Bvi, vii).</li>
	<li>Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer les résultats de l’autocorrélogramme, de l’histogramme d’intervalle inter-pics et du correlogram croisé avec .xls extensions de nom de fichier (Figure 4Bviii, ix). Analysez les données et dessinez le graphique.</li>
</ol>5. Analyse LFP
<ol><li>Cliquez sur File Import Data > Blackrock File dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir les données de signal continu échantillonnées à 10 kHz (Figure 5Ai).</li>
	<li>Cliquez sur Analyse > spectre pour le continu pour analyser le spectre de puissance du LFP à partir du canal sélectionné. Réglez les paramètres comme suit : le nombre de valeurs de fréquence à 8 192, la valeur des cônes multiples à 3-5, la normalisation du pourcentage de la densité spectrale de puissance totale (PSD) et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Aii, iii).</li>
	<li>Cliquez sur Analyse > cohérence pour Continu pour analyser la cohérence de deux LFP à partir des côtés gauche et droit du MC. Définissez le canal de référence et les paramètres comme suit : Calculez aux valeurs de cohérence, le nombre de valeurs de fréquence à 8 192, la valeur des cônes multiples à 3-5 et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Aiv, v).</li>
	<li>Cliquez sur Analysis > Corr. with Cont. Variables pour analyser la corrélation entre deux LFP à partir des côtés gauche et droit du MC. Définissez le canal de référence (données LFP) et les paramètres comme suit : la valeur minimale X à −0,1 s, la valeur maximale X à 0,1 s et la valeur Bin à 0,001 (Figure 5Avi, vii).</li>
	<li>Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer les résultats de la DSP, de la cohérence et de la corrélation avec une extension de nom de fichier .xls (Figure 5Aviii, ix).</li>
	<li>Sélectionnez le canal pour lequel les traces représentatives doivent être extraites pour chaque bande de fréquences, cliquez sur Modifier > Filtrage numérique des variables continues pour obtenir chaque bande de fréquences, puis définissez les paramètres comme suit : la réponse de la fréquence du filtre en tant que passe-bande, l’implémentation du filtre à réponse impulsionnelle infinie (IIR) Butterworth et la valeur de l’ordre du filtre à 2. Enfin, définissez la plage de fréquences d’intérêt (Figure 5Bi-iv). REMARQUE : Les gammes de fréquences utilisées ici étaient les suivantes : oscillations delta (δ, 1-4 Hz), thêta (θ, 5-12 Hz), bêta (β, 13-30 Hz), gamma faible (γ basse, 30-70 Hz) et gamma élevée (γ élevé, 70-100 Hz).</li>
	<li>Analysez les données et dessinez le graphique.</li>
</ol>6. Corrélations entre le pic et le LFP
<ol><li>Cliquez sur Fichier > Importer des données > fichier Blackrock dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir les données de signal continu et les données de pointe.</li>
	<li>Cliquez sur Analyse > Analyse de cohérence pour analyser la cohérence entre les pointes et le LFP du canal sélectionné. Définissez la variable de référence (synchronisation des pics) et les paramètres comme suit : Calculer les valeurs de cohérence, le nombre de valeurs de fréquence à 512, la valeur des cônes multiples à 3-5 et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Ci, ii).</li>
	<li>Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer le résultat de la cohérence du champ de pointe avec une extension de nom de fichier .xls (Figure 5Ciii, iv).</li>
	<li>Analysez les données et dessinez le graphique.</li>
</ol>

Enregistrement électrophysiologique extracellulaire dans le cortex moteur de souris

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchronization+of+cortical+activity+and+its+putative+role+in+information+processing+and+learning.">Synchronization of cortical activity and its putative role in information processing and learning.</a> Annual Review of Physiology. 55, 349-374 (1993).</li><li>Arroyo-Garc&#237;a, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+spike-gamma+coupling+of+area+CA3+fast-spiking+interneurons+as+the+earliest+functional+impairment+in+the+App(NL-G-F)+mouse+model+of+Alzheimer's+disease.">Impaired spike-gamma coupling of area CA3 fast-spiking interneurons as the earliest functional impairment in the App(NL-G-F) mouse model of Alzheimer's disease.</a> Molecular Psychiatry. 26 (10), 5557-5567 (2021).</li><li>Ozawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experience-dependent+resonance+in+amygdalo-cortical+circuits+supports+fear+memory+retrieval+following+extinction.">Experience-dependent resonance in amygdalo-cortical circuits supports fear memory retrieval following extinction.</a> Nature Communications. 11 (1), 4358 (2020).</li><li>Vinck, M., Batista-Brito, R., Knoblich, U., Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arousal+and+locomotion+make+distinct+contributions+to+cortical+activity+patterns+and+visual+encoding.">Arousal and locomotion make distinct contributions to cortical activity patterns and visual encoding.</a> Neuron. 86 (3), 740-754 (2015).</li><li>Beck, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=long-term+dopamine+depletion+causes+enhanced+beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+of+parkinsonian+rats.">long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats.</a> Experimental Neurology. 286, 124-136 (2016).</li><li>Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+activity+in+the+subthalamic+nucleus-globus+pallidus+network+to+cortical+electroencephalogram.">Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram.</a> Journal of Neuroscience. 20 (2), 820-833 (2000).</li><li>Magill, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+functional+connectivity+within+the+rat+striatopallidal+axis+during+global+brain+activation+in+vivo.">Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo.</a> Journal of Neuroscience. 26 (23), 6318-6329 (2006).</li><li>Rapeaux, A. B., Constandinou, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantable+brain+machine+interfaces:+First-in-human+studies,+technology+challenges+and+trends.">Implantable brain machine interfaces: First-in-human studies, technology challenges and trends.</a> Current Opinion in Biotechnology. 72, 102-111 (2021).</li><li>Tort, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+cross-frequency+couplings+of+local+field+potential+oscillations+in+rat+striatum+and+hippocampus+during+performance+of+a+T-maze+task.">Dynamic cross-frequency couplings of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (51), 20517-20522 (2008).</li><li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), e3568 (2012).</li><li>Lansink, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+split+microdrive+for+simultaneous+multi-electrode+recordings+from+two+brain+areas+in+awake+small+animals.">A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).</li><li>Sato, T., Suzuki, T., Mabuchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+multi-electrode+array+design+for+chronic+neural+recording,+with+independent+and+automatic+hydraulic+positioning.">A new multi-electrode array design for chronic neural recording, with independent and automatic hydraulic positioning.</a> Journal of Neuroscience Methods. 160 (1), 45-51 (2007).</li><li>van Daal, R. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+Neuropixels+probes+for+chronic+recording+of+neuronal+activity+in+freely+behaving+mice+and+rats.">Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats.</a> Nature Protocols. 16 (7), 3322-3347 (2021).</li><li>Unakafova, V. A., Gail, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+open-source+toolboxes+for+processing+and+analysis+of+spike+and+local+field+potentials+data.">Comparing open-source toolboxes for processing and analysis of spike and local field potentials data.</a> Frontiers in Neuroinformatics. 13, 57 (2019).</li><li>Mao, L., Wang, H., Qiao, L., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+Nrf2+enhances+the+upregulation+of+nuclear+factor-kappaB+activity,+tumor+necrosis+factor-alpha,+and+matrix+metalloproteinase-9+after+spinal+cord+injury+in+mice.">Disruption of Nrf2 enhances the upregulation of nuclear factor-kappaB activity, tumor necrosis factor-alpha, and matrix metalloproteinase-9 after spinal cord injury in mice.</a> Mediators of Inflammation. 2010, 238321 (2010).</li><li>Jin, Z., Zhang, Z., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise-linked+irisin+prevents+mortality+and+enhances+cognition+in+a+mice+model+of+cerebral+ischemia+by+regulating+Klotho+expression.">Exercise-linked irisin prevents mortality and enhances cognition in a mice model of cerebral ischemia by regulating Klotho expression.</a> Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 1697070 (2021).</li><li>Ding, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spreading+of+TDP-43+pathology+via+pyramidal+tract+induces+ALS-like+phenotypes+in+TDP-43+transgenic+mice.">Spreading of TDP-43 pathology via pyramidal tract induces ALS-like phenotypes in TDP-43 transgenic mice.</a> Acta Neuropathologica Communications. 9 (1), 15 (2021).</li><li>Cao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gamma+oscillation+dysfunction+in+mPFC+leads+to+social+deficits+in+neuroligin+3+R451C+knockin+mice.">Gamma oscillation dysfunction in mPFC leads to social deficits in neuroligin 3 R451C knockin mice.</a> Neuron. 97 (6), 1253-1260 (2018).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’enregistrement multicanal chez les souris en mouvement libre a été considéré comme une technologie utile dans les études en neurosciences, mais il est encore assez difficile pour les débutants d’enregistrer et d’analyser les signaux. Dans la présente étude, nous fournissons des directives simplifiées pour la fabrication de systèmes de micro-entraînement et l’implantation d’électrodes, ainsi que des procédures simplifiées pour la capture et l’analyse des signaux électriques via un log...

Le potentiel de champ local (LFP), une composante importante des signaux extracellulaires, reflète l’activité synaptique de grandes populations de neurones, qui forment le code neuronal de multiples comportements1. Les pics générés par l’activité neuronale sont considérés comme contribuant à la LFP et sont importants pour le codage neuronal2. Il a été prouvé que les altérations des pics et des LFP sont à l’origine de plusieurs maladies du cerveau, telles que la maladie d’Alzheimer, ainsi que d’émotions telles que la peur, etc.3,4. Il convient de noter que de nombreuses études ont mis en évidence que l’activité des pics diffère considérablement entre les états d’éveil et d’anesthésie chez les animaux5. Bien que les enregistrements chez les animaux anesthésiés offrent la possibilité d’évaluer les LFP avec un minimum d’artefacts dans des états de synchronisation corticale hautement définis, les résultats diffèrent dans une certaine mesure de ce que l’on peut trouver chez les sujets éveillés 6,7,8. Ainsi, il est plus significatif de détecter l’activité neuronale sur de longues échelles de temps et de grandes échelles spatiales dans diverses maladies à l’état de cerveau éveillé à l’aide d’électrodes implantées dans le cerveau. Ce manuscrit fournit des informations pour les débutants sur la façon de créer le système de micro-entraînement et de régler les paramètres à l’aide d’un logiciel commun pour calculer les signaux de pointe et LFP de manière rapide et simple afin de démarrer l’enregistrement et l’analyse.
Bien que l’enregistrement non invasif des fonctions cérébrales, par exemple à l’aide d’électroencéphalogrammes (EEG) et de potentiels liés aux événements (ERP) enregistrés à partir du cuir chevelu, ait été largement utilisé dans les études sur les humains et les rongeurs, les données EEG et ERP ont de faibles propriétés spatiales et temporelles et, par conséquent, ne peuvent pas détecter les signaux précis produits par l’activité synaptique dendritique voisine dans une zone spécifique du cerveau1. Actuellement, en tirant parti de l’enregistrement multicanal chez les animaux conscients, l’activité neuronale dans les couches profondes du cerveau peut être enregistrée de manière chronique et progressive en implantant un système de micro-entraînement dans le cerveau des primates ou des rongeurs lors de multiples tests comportementaux 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . En bref, les chercheurs peuvent construire un système de micro-entraînement qui peut être utilisé pour le positionnement indépendant des électrodes ou des tétrodes afin de cibler différentes parties du cerveau10,11. Par exemple, Chang et al. ont décrit des techniques permettant d’enregistrer les pics et les LFP chez la souris en assemblant un micro-lecteur léger et compact12. De plus, des sondes en silicium micro-usinées avec des composants accessoires sur mesure sont disponibles dans le commerce pour enregistrer plusieurs neurones et LFP chez les rongeurs lors de tâches comportementales13. Bien que différents modèles aient été utilisés pour l’assemblage de systèmes de micro-entraînement, ceux-ci ont encore un succès limité en termes de complexité et de poids de l’ensemble du système de micro-entraînement. Par exemple, Lansink et al. ont montré un système de micro-entraînement multicanal avec une structure complexe pour l’enregistrement à partir d’une seule région du cerveau14. Sato et al. ont fait état d’un système de micro-entraînement multicanal affichant une fonction de positionnement hydraulique automatique15. Les principaux inconvénients de ces systèmes de micro-entraînement sont qu’ils sont trop lourds pour que les souris puissent se déplacer librement et qu’ils sont difficiles à assembler pour les débutants. Bien que l’enregistrement extracellulaire multicanal se soit avéré être une technologie appropriée et efficace pour mesurer l’activité neuronale lors de tests comportementaux, il n’est pas facile pour les débutants d’enregistrer et d’analyser les signaux acquis par le système complexe de micro-entraînement. Étant donné qu’il est difficile de démarrer l’ensemble du processus de fonctionnement de l’enregistrement extracellulaire multicanal et de l’analyse des données chez les souris en mouvement libre16,17, le présent article présente des directives simplifiées pour introduire le processus détaillé de fabrication du système de micro-entraînement à l’aide de composants et de paramètres couramment disponibles ; les paramètres du logiciel commun pour calculer les signaux de pointe et LFP de manière rapide et simple sont également fournis. De plus, dans ce protocole, la souris peut se déplacer librement grâce à l’utilisation d’un ballon d’hélium, ce qui contribue à compenser le poids de la tête et du système de micro-entraînement. De manière générale, dans la présente étude, nous décrivons comment construire facilement un système de micro-entraînement et optimiser les processus d’enregistrement et d’analyse des données.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>2.54 mm pin header</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>1 x 5</td>
			<td>Applying for the movable micro-drive which can slide on its stulls.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Illustrator CC 2017</td>
			<td>Adobe</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To optimize images from GraphPad.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BlackRock Microsystems</td>
			<td>Blackrock Neurotech</td>
			<td>Cerebus</td>
			<td>This systems includes headsatge, DA convert, amplifier and computer.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass nut</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 brass nut</td>
			<td>The nut fixes the position of screw.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass screw</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 11 mm brass screw</td>
			<td>A screw that hold the movable micro-drive.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J</td>
			<td>Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>12 weeks of age.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>15 mL; BS-150-M</td>
			<td>To store mice brain with sucrose sulutions.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conducting paint</td>
			<td>Structure Probe, Inc.</td>
			<td>7440-22-4</td>
			<td>To improve the lead-connecting quality between connector pins and Ni-wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive copper foil tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1181</td>
			<td>To reduce interferenc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>2 x 10P</td>
			<td>To connect the headtage to micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power supply</td>
			<td>Maisheng</td>
			<td>MS-305D</td>
			<td>A power device for&#160; electrolytic lesion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement</td>
			<td>Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To fix the electrode arrays on mouse&#39;s skull after finishing the implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital analog converter</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>128-Channel</td>
			<td>A device that converts digital data into analog signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy resin</td>
			<td>Alteco</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover pins.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To summarize data after analysis.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye scissors</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or cutting the Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or assembling the mirco-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezing microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM3050 S</td>
			<td>&#160;Cut the mouse&#8217;s brain into slices</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fused silica capillary tubing</td>
			<td>Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd.</td>
			<td>TSP050125</td>
			<td>To&#160; serve as the guide tubes for Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microelectrode</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>BF100-50-10</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation using the filled ink.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism 7</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To analyze and visualize the results.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guide-tube</td>
			<td>Polymicro technologies</td>
			<td>1068150020</td>
			<td>To load Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headstage</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A tool of transmitting signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helium balloon</td>
			<td>Yili Festive products Co., Ltd.</td>
			<td>24 inch</td>
			<td>To offset the weight of headstage and micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ink</td>
			<td>Sailor Pen Co.,LTD.</td>
			<td>13-2001</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine tincture</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To disinfect mouse&#39;s scalp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lincomycin in Hydrochloride and Lidocaine&#160; hydrochloride gel</td>
			<td>Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd.</td>
			<td>10g</td>
			<td>A drug used to reduce inflammation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Vicki Biotechnology Co., Ltd.</td>
			<td>71125-38-7</td>
			<td>To reduce postoperative pain in mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulators</td>
			<td>Scientifica</td>
			<td>Scientifica IVM Triple</td>
			<td>For electrode arrays implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>ECLIPSE Ni-E</td>
			<td>&#160;Capture the images of brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nanoZ impedance tester</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>nanoZ</td>
			<td>To measure impedance or performing electrode impedance spectroscopy (EIS) for multichannel microelectrode arrays.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>A tool for analyzing the electrophysiological data.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer&#160;</td>
			<td>Plexon, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A software.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni-chrome wire</td>
			<td>California Fine Wire Co.</td>
			<td>M472490</td>
			<td>35 &#956;m Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>A tool for sorting the recorded multi-units.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB board</td>
			<td>Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Computer designed board.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3761</td>
			<td>To anesthetize mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>57-33-0</td>
			<td>To anesthetize the mouse.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Longer</td>
			<td>BT100-1F</td>
			<td>A device used for perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyformaldehyde&#160;</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A500684-0500</td>
			<td>The main component of fixative solution for fixation of mouse brains&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PtCl4</td>
			<td>Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd.</td>
			<td>13454-96-1</td>
			<td>Preparation for gold plating liquid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To clean the mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver wire</td>
			<td>Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd.</td>
			<td>2 mm diameter</td>
			<td>Applying for ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skull drill</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>78001</td>
			<td>To drill carefully two small holes on mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel screws</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 2</td>
			<td>To protect the micro-drive system and link the ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68513</td>
			<td>To perform the stereotaxic coordinates of bilateral motor cortex.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Damao</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>To dehydrate the mouse brains&#160; after perfusion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>Henkel AG &#38; Co.</td>
			<td>PSK5C</td>
			<td>To fix the guide tube and Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>TCAT-2</td>
			<td>To maintain mouse&#39;s rectal temperature at 37&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetracycline eye ointment</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To protect the mouse&#39;s eyes during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td>Rapala</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To link ballon and headstage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td>Unilever plc</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover the gap between electrode arrays and mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multichannel extracellular recording in freely moving mice

Le protocole vise à découvrir les propriétés de l’activation neuronale et des potentiels de champ local en réseau (LFP) chez des souris se comportant effectuant des tâches spécifiques en corrélant les signaux électrophysiologiques avec un comportement spontané et/ou spécifique. Cette technique représente un outil précieux dans l’étude de l’activité des réseaux neuronaux sous-jacents à ces comportements. L’article fournit une procédure détaillée et complète pour l’implantation d’électrodes et l’enregistrement extracellulaire qui en résulte chez des souris conscientes qui se déplacent librement. L’étude comprend une méthode détaillée pour implanter les réseaux de microélectrodes, capturer les signaux de LFP et de pic neuronal dans le cortex moteur (MC) à l’aide d’un système multicanal, et l’analyse ultérieure des données hors ligne. L’avantage de l’enregistrement multicanal chez les animaux conscients est qu’un plus grand nombre de neurones et de sous-types neuronaux peuvent être obtenus et comparés, ce qui permet d’évaluer la relation entre un comportement spécifique et les signaux électrophysiologiques associés. Notamment, la technique d’enregistrement extracellulaire multicanal et la procédure d’analyse des données décrites dans la présente étude peuvent être appliquées à d’autres zones du cerveau lors de la réalisation d’expériences sur des souris qui se comportent.

The local field potential (LFP), an important component of extracellular signals, reflects the synaptic activity of large populations of neurons, which form the neural code for multiple behaviors1. Spikes generated by neuronal activity are considered to contribute to the LFP and are important for neural coding2. Alterations in spikes and LFPs have been proven to mediate several brain diseases, such as Alzheimer&#39;s disease, as well as emotions such as fear, etc.3,4. It is worth noting that many studies have highlighted that spike activity significantly differs between awake and anesthetized states in animals5. Although recordings in anesthetized animals offer an opportunity to assess LFPs with minimal artifacts in highly defined cortical synchronization states, the results differ to some extent from what can be found in awake subjects6,7,8. Thus, it is more meaningful to detect neural activity over long time scales and large spatial scales in various diseases in an awake brain state using electrodes implanted in the brain. This manuscript provides information for beginners on how to make the micro-drive system and set the parameters using common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way in order to get the recording and analysis started.
Although the non-invasive recording of brain functions, such as by using electroencephalograms (EEGs) and event-related potentials (ERPs) recorded from the scalp, has been used extensively in human and rodent studies, EEG and ERP data have low spatial and temporal properties and, thus, cannot detect the precise signals produced by nearby dendritic synaptic activity within a specific brain area1. Currently, by taking advantage of multichannel recording in conscious animals, neural activity in the deeper layers of the brain can be recorded chronically and progressively by implanting a micro-drive system into the brains of primates or rodents during multiple behavioral tests1,2,3,4,5,6,7,8,9. Briefly, researchers can construct a micro-drive system that can be used for the independent positioning of the electrodes or tetrodes to target different parts of the brain10,11. For example, Chang et al. described techniques to record spikes and LFPs in mice by assembling a light and compact micro-drive12. In addition, micro-machined silicon probes with custom-made accessory components are commercially available for recording multiple single neurons and LFPs in rodents during behavioral tasks13. Although various designs have been used for assembling micro-drive systems, these still have limited success in terms of the complexity and weight of the whole micro-drive system. For example, Lansink et al. showed a multichannel micro-drive system with a complex structure for recording from a single brain region14. Sato et al. reported a multichannel micro-drive system displaying an automatic hydraulic positioning function15. The main disadvantages of these micro-drive systems are that they are too heavy for mice to move freely and are difficult to assemble for beginners. Although multichannel extracellular recording has been shown to be a suitable and efficient technology for measuring neural activity during behavioral tests, it is not easy for beginners to record and analyze the signals acquired by the complex micro-drive system. Given that it is difficult to get the entire operation process of the multichannel extracellular recording and data analysis started in freely moving mice16,17, this present article presents simplified guidelines to introduce the detailed process of making the micro-drive system using commonly available components and settings; the parameters in the common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way are also provided. Additionally, in this protocol, the mouse can move freely due to the use of a helium balloon, which contributes to offsetting the weight of headstage and micro-drive system. Generally, in the present study, we describe how to easily build a micro-drive system and optimize the processes of recording and data analysis.

Pleins feux sur l’auteur : Progrès de l’enregistrement extracellulaire multicanal pour l’étude de l’activité neuronale chez les souris se déplaçant librement 

Enregistrement extracellulaire multicanal chez des souris se déplaçant librement

We aim to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signal with behaviors. Multichannel extracellular recording by the micro-drive system has been shown to be a suitable and a efficient technology for neural activity during behavioral tests. Multichannel recording in free-moving mice has been deemed to be a useful technology in neuroscience studies, but it's still quite challenging for beginners to acquire and analyze the signals.We introduced how to perform the multichannel extracellular recording in freely-moving mice with a more steady and lightweight micro-drive system, and optimize the processes of recording and data analysis for the beginners. We are going to increase the number of channels and reduce the volume of micro-driver system in a new version.

Un filtre passe-haut (250 Hz) a été appliqué pour extraire les pics multi-unités des signaux bruts (figure 6A). De plus, les unités enregistrées dans le MC d’une souris normale triées par ACP ont été vérifiées (Figure 7A-D), et la largeur de la vallée et la durée de la forme d’onde des unités dans le MC de la souris ont été enregistrées. Les résultats ont montré que la largeur de la vallée et la durée de...

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Le protocole décrit la méthodologie de l’enregistrement extracellulaire dans le cortex moteur (MC) pour révéler les propriétés électrophysiologiques extracellulaires chez les souris conscientes se déplaçant librement, ainsi que l’analyse des données des potentiels de champ locaux (LFP) et des pointes, ce qui est utile pour évaluer l’activité neuronale du réseau sous-jacente aux comportements d’intérêt.

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by ...

Notre objectif est de découvrir les propriétés de l’activation neuronale et des potentiels de champ local en réseau chez les souris qui se comportent et effectuent des tâches spécifiques en corrélant le signal électrophysiologique avec les comportements. L’enregistrement extracellulaire multicanal par le système de micro-entraînement s’est avéré être une technologie appropriée et efficace pour l’activité neuronale lors de tests comportementaux. L’enregistrement multicanal chez les souris en mouvement libre a été considéré comme une technologie utile dans les études en neurosciences, mais il est encore assez difficile pour les débutants d’acquérir et d’analyser les signaux.Nous avons présenté comment effectuer l’enregistrement extracellulaire multicanal chez des souris se déplaçant librement avec un système de micro-entraînement plus stable et plus léger, et optimiser les processus d’enregistrement et d’analyse des données pour les débutants. Nous allons augmenter le nombre de canaux et réduire le volume du système de micro-pilotes dans une nouvelle version.

multichannel-extracellular-recording-in-freely-moving-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multichannel Extracellular Recording in Freely Moving Mice

1.9K vues.  South China Normal University. Notre objectif est de découvrir les propriétés de l’activation neuronale et des potentiels de champ local en réseau chez les souris qui se comportent et effectuent des tâches spécifiques en corrélant le signal électrophysiologique avec les comportements. L’enregistrement extracellulaire multicanal par le système de micro-entraînement s’est avéré être une technologie appropriée et efficace pour l’activité neuronale lors de tests comportementaux. L’enregistrement multic...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Progrès de l’enregistrement extracellulaire multicanal pour l’étude de l’activité neuronale chez les souris se déplaçant librement 

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signals with spontaneous and/or specific behavior. This technique represents a valuable tool in studying the neuronal network activity underlying these behaviors. The article provides a detailed and complete procedure for electrode implantation and consequent extracellular recording in free-moving conscious mice. The study includes a detailed method for implanting the microelectrode arrays, capturing the LFP and neuronal spiking signals in the motor cortex (MC) using a multichannel system, and the subsequent offline data analysis. The advantage of multichannel recording in conscious animals is that a greater number of spiking neurons and neuronal subtypes can be obtained and compared, which allows the evaluation of the relationship between a specific behavior and the associated electrophysiological signals. Notably, the multichannel extracellular recording technique and the data analysis procedure described in the present study can be applied to other brain areas when conducting experiments in behaving mice.

The protocol describes the methodology of extracellular recording in the motor cortex (MC) to reveal extracellular electrophysiological properties in freely moving conscious mice, as well as the data analysis of local field potentials (LFPs) and spikes, which is useful for evaluating the network neural activity underlying behaviors of interest.

Recherche

Neurosciences

Micro-Drive System Assembly and Electrode Array Implantation for Multichannel Recording in Mice

Begin by assembling the Microdrive system. Connect two computer-designed boards using two stulls and a screw that holds the movable Microdrive, and attach the connector to one board. Ensure the Microdrive can carry two sets of eight guide tubes for each side of the motor cortex or MC region.Cut the guide tubes to the same length. Cut 16 nichrome wires, each measuring approximately five centimeters long and 35 micrometers in diameter. Load the wires into the guide tubes and apply glue to fix them.Strip the wire insulation and twine each exposed wire to each pin from the connector following the channel map and the reference and ground electrodes, then slowly coat conducting paint onto each pin. Cover the pins using epoxy resin, then perform gold plating via an impedance tester to reduce the impedance of the electrode tips to approximately 350 kiloohms. For electrode array implantation, fix the anesthetized mouse in a stereotaxic apparatus and use a temperature controller to maintain its rectal temperature at 37 degrees Celsius.Then make a small midline incision to expose the skull. Remove the residual tissue using scissors and clean the skull with sterile saline-soaked cotton buds. Using a glass microelectrode filled with ink, mark the desired locations of the bilateral MC for implantation.Next, using a skull drill, carefully drill two small holes on both the left and right sides of the coordinated skull in the MC regions. Gently remove the dura mater from the holes with fine forceps. Then insert the Microdrive system into the center of the holes, using a micromanipulator at 10 micrometers per second.After finishing the insertion, fill the petroleum jelly into the dental cement walls and join the bottom plate of the Microdrive system and the dental cement walls with the mixed dental cement.

Assemblage d’un système de micro-entraînement et implantation d’un réseau d’électrodes pour l’enregistrement multicanal chez la souris

Multichannel Recording in the Bilateral MC in Free-Moving Mice and Neurophysiological Data Analysis

For the multi-channel recording, move down the electrode arrays by twisting the screw on the movable part of the micro-drive system one day in advance. Hold the head of an awake mouse lightly and carefully. Then, link the center of the head stage and a helium balloon with a thread to offset the weight of the head stage and the micro-drive system.Capture raw signals using the recording electrodes and multi-channel systems by sampling at 30 kilohertz in the recording software. Then digitize using a digital analog converter from the multi-channel systems. Extract the local field potential, or LFP signals, from the raw data by re-sampling at 10 kilohertz.Then, using a notch filter, remove the 50-hertz line noise. For spike sorting and analysis, in the spike sorting software, click on File, then Open, and nev files to open the spike data sampled at 30 kilohertz. Click on Info to select the unsorted channel.Then choose Sort, Change Sort Method, and Use K-Means. Press the button Valley Seeking Sort, then K-Means Sorting to obtain the sorted units. Next, in the neurophysiological data analysis software, open the sorted spike file by clicking on File, Import Data, and BlackRock File.To obtain the autocorrelogram for the selected unit, click on Analysis, then Autocorrelograms, and set the parameters. Load the sorted spike data. Then, click on Analysis, and Interspike Interval Histograms to obtain the interspike interval histogram, and then set the desired parameters.Click on Analysis, then Crosscorrelograms to obtain the crosscorrelogram between two sorted unit events. And then set the reference events and parameters. For LFP analysis, click on File, Import Data, and BlackRock File, to open the continuous signal data sampled at 10 kilohertz.Then, by clicking Analysis and Spectrum for Continuous, analyze the power spectrum for the LFP from the selected channel. Next, click on Analysis, then Coherence for Continuous to analyze the coherence for two LFPs from the left and right sides of the MC.Then, click on Analysis, followed by Correlation with Continuous Variables to analyze the correlation between two LFPs from the left and right sides of the MC.Once done, click on Results, then Numerical Results to save the Power Spectrum Density, Coherence, and Correlation with a xls file name extension. To analyze correlations between the spike and LFP, click on File, then Import Data and BlackRock File to open the continuous signal data and spike data.Then, click on Analysis and Coherence Analysis to analyze the coherence between the spikes and LFP from the selected channel. Finally, click on Results, then Numerical Results to save the results of the spike field coherence with a xls file name extension. The valley width and waveform duration of the units in the MC of the mouse showed that both the valley width and waveform duration of the MC putative pyramidal neurons in mice are higher than those of the putative interneurons.The crosscorrelogram between putative pyramidal neurons and interneurons indicated that the putative pyramidal neurons spiking occurs before the putative interneurons with a window of 18 milliseconds. In the LFP analysis, the LFPs of the left and right MC in normal mice were similar in the power spectrum, suggesting synchronized activities between the left and right MC.Further, the coherence and correlation between the left and right MC were calculated. The curve of spike field coherence in the MC of a normal mouse showed a stronger low gamma coherence for the putative interneurons compared to the pyramidal neurons.