We are grateful to the Canadian Institutes of Health Research (grant MT-5877), the National Institutes of Health (grants NS058668 and NS066664), and the US-Israeli Binational Foundation (grant 2003222) for funding these studies.

Les protocoles expérimentaux ont été réalisés sur des rats femelles Long Evans (250-350 g) conformément aux soins des animaux et de l&#39;utilisation des lignes directrices prescrites par le fédéral et ont été approuvés par le Comité de protection des animaux et l&#39;utilisation institutionnelle à l&#39;Université de Californie à San Diego. 1. Acclimatation Rat Body retenue REMARQUE: Placez le rat sur un régime restreint. Nourrir le rat une fois par jour immédiatement après chaque séance quotidienne de manutention se acclimater le rat à la retenue (décrit ci-dessous). Fournir suffisamment de nourriture pour maintenir l&#39;animal à 80% de son poids initial. Ce montant est d&#39;environ 6 grammes de nourriture par jour pour une femme de 250 g Long Evans rat. <ol><li> Acclimater le rat à être manipulés par les humains. Freiner doucement le rat à la main pour des périodes d&#39;environ 5 secondes toutes les 30 secondes. Pour ce faire, pendant 15 min par jour sur deux jours consécutifs. Surveiller les rats quotidiennement les signes de stress pendant la période de formation. Les signes comprennent mal in réponse à la retenue, la vocalisation, et la dent-bavardage. </li><li> Sur le 3 ème jour, placez le rat dans un corps-contraignante chaussette en tissu (Figure 1) pendant 15 minutes par jour pendant deux jours consécutifs. </li><li> Sur la 5 ème jour, placer le rat à l&#39;intérieur de la chaussette, et placer la chaussette à l&#39;intérieur d&#39;un tube rigide sur le gabarit expérimental (Figure 4). Laissez le rat dans le tube pendant 15 min par jour sur deux jours consécutifs. </li><li> Nourrir le rat immédiatement après chaque session de formation. A la fin de la session précédente (6 ème jour) donner libre accès à la nourriture. Sélectionnez pour l&#39;implantation que les rats qui ne présentent pas de signes de stress excessif sur la dernière journée de formation. REMARQUE: Bien que la sélection de rats pour l&#39;implantation est subjective, dans nos mains plus de 90% des rats ont été trouvés pour être sensible à l&#39;accoutumance et capable de subir l&#39;implantation. </li></ol> 2. Implanter le Mécanisme chambre d&#39;enregistrement et d&#39;appui-tête <ol><li> Faire un reConférence fil par soudure fil d&#39;acier inoxydable nu à un connecteur à broches. Coupez le fil de telle sorte que 3-5 mm vestiges découverts par la broche. Autoclave le fil de référence, avec tous les outils chirurgicaux. </li><li> Administrer la kétamine / xylazine. Administrer 95 mg / kg de kétamine mélangée avec 5 mg / kg de xylazine par voie intraperitoneale. La dose initiale dure 1½ à 2 heures. Compléter l&#39;anesthésie tous les 30 à 45 min par la suite, au besoin. Lubrifier les yeux de l&#39;animal avec une pommade ophtalmique. </li><li> Vérifier le réflexe de retrait de pointe pour déterminer le plan de l&#39;anesthésie, et de maintenir l&#39;anesthésie nécessaire. </li><li> Placez le rat dans un cadre de maintien stéréotaxique avec des barres d&#39;oreilles (Figure 3A). Raser les cheveux sur la tête et désinfecter la plaie avec de la povidone-iode (solution à 10%). Prenez soin d&#39;insérer les barres d&#39;oreilles de manière appropriée afin qu&#39;ils ne endommagent pas le tympan. barres d&#39;oreille avec bouts arrondis sont préférables. </li><li> Faire une incision avec un envi de scalpelmativement le long de la ligne médiane du crâne par rapport au niveau rostro-caudale des yeux à l&#39;arrière de l&#39;oreille. Utilisez des ciseaux pour couper et enlever une bande de 2-3 mm de la peau de chaque côté de l&#39;incision. </li><li> Grattez le périoste pour exposer la surface du crâne sur les crêtes latérales. Couvrir le crâne exposé avec fine couche de colle. </li><li> Percez un petit trou, avec un diamètre légèrement inférieur à 0-80 vis, en utilisant une perceuse bavure ½ mm de diamètre (voir la section Matériaux). Percer le trou postérieur immédiatement à l&#39;endroit où le fil de suture conforme à la bregma arête latérale, et à un angle de 30-45 ° dans le crâne, de sorte que la vis peut entrer avec le plus haut latérale de la partie inférieure. </li><li> Visser une vis 0-80 de la machine à fond plat dans le trou (environ 3 tours), à 30-45 °. Veillez à ne pas visser trop profondément pour éviter d&#39;endommager le tissu cérébral sous-jacent. </li><li> Répétez cette procédure pour 6 vis supplémentaires dans la configuration représentée <strong&gt; (Figure 3B). Appliquer colle à la base de toutes les vis. </li><li> Placer une aiguille de seringue dans le manipulateur de stereotax. Mesurez à partir de la suture de bregma, et faire une brèche dans le crâne avec l&#39;aiguille près, mais en dehors de l&#39;emplacement de craniotomie souhaité, comme une marque de référence. NOTE: Dans cette démonstration, les coordonnées stéréotaxiques de la marque sont de 3 mm et 1 mm postérieure latérales à la suture de bregma. </li><li> Marquer la dent avec un marqueur permanent. Notez les coordonnées stéréotaxiques de la marque, car il servira de point de référence stéréotaxique (Figure 3B). </li><li> Faire une craniotomie centrée sur les coordonnées désirées (3 mm et 3 mm postérieur au bregma latérales dans cet exemple). Laissez la dure-mère intacte. Couvrir avec la craniotomie liquide céphalo-rachidien artificiel modifiée (NaCl 125 mM, glucose 10 mM, HEPES 10 mM, 3,1 mM de CaCl2, 1,3 mM de MgCl2, pH 7,4) 13 (figure 3C). </li&gt; <li> Couper un tube de 0,2 ml de centrifugeuse à 4-5 mm de longueur, et couper le capuchon. Placer le tube sur le crâne et centrer sur la craniotomie. </li><li> Appliquer le ciment dentaire autour de la partie inférieure du tube pour sceller le fond du tube au crâne. Veillez à ne pas fuir ciment dans la craniotomie exposée (Figure 3D). </li><li> Percez un autre petit trou (environ ½ mm de diamètre) dans la plaque crânienne controlatéral et insérez soigneusement le fil de référence. Construire le fil de référence en soudant une broche qui se interface avec l&#39;amplificateur d&#39;enregistrement à l&#39;extrémité du fil (voir la section de l&#39;équipement). Ne déplacez pas le fil de référence une fois qu&#39;il est dans le cerveau, car cela pourrait causer des dommages. </li><li> Appliquer colle au trou dans lequel le fil a été inséré. Ce sera le sceau de la broche et le fil en place temporairement. </li><li> Mélanger les deux parties du kit de gel de silicone (voir la section Matériaux) en parties à peu près égales. Attendez deux minutes pour mélanger et fill le tube de centrifugeuse environ ⅓ complète avec gel. </li><li> Joindre un angle droit après pince (voir la section Matériaux) à la barre de retenue de la tête. Attacher la plaque de tête (figure 2A) à la barre de retenue (figure 2B) à un angle de 45 ° en tangage afin que le fond de la plaque est du côté du nez de l&#39;animal. Il est utile d&#39;utiliser un inclinomètre pour régler l&#39;angle de tangage pour correspondre à celle du gabarit expérimental (Figure 4). </li><li> Fixer la barre de maintien au bras stereotax manipulateur pour que la barre est parallèle aux barres d&#39;oreilles. Abaisser la barre et la plaque de sorte que la plaque est postérieure de la suture lambda et en avant de la vis la plus caudale. </li><li> Saisissez la tête-boulon avant (un plot 8-32 ou à vis, voir la section des matériaux) à environ 45 ° avec un mains bras aider et pince, de sorte que la tête de la vis orientée vers le bas et vers la queue de l&#39;animal. Abaisser la vis jusqu&#39;à ce qu&#39;il touche la fourmierior 0-80 vis (Figure 3F, G). </li><li> Fixez le boulon et la plaque en place avec de l&#39;acrylique dentaire. Appliquer acrylique dentaire autour des têtes de vis à os, broche de référence, et autour des côtés du tube de centrifugation. Attendez environ 10 min pour le acrylique dentaire pour sécher (Figure 3H). </li><li> Appliquer une couche de ciment dentaire autour des bords de l&#39;acrylique dentaire, la cimentation peau à l&#39;implant. Attendre que le béton sécher. </li><li> Poke plusieurs trous dans le bouchon du tube de centrifugeuse, et placer le bouchon sur le tube. </li><li> Retirez la main pince aider. Puis retirez délicatement la barre de la stereotax maintien de tête, puis retirer la plaque de la tête de la barre (figure 3I). </li><li> Retirer l&#39;animal de la stereotax et administrer les soins et le suivi post-opératoire conformément à toutes les règles applicables, les règlements et les lois (par exemple, buprénorphine 0,02 mg / kg, tous les 8-12 h pour un minimum de 24h). Si l&#39;inflammation se développe autour des bords de l&#39;implant, appliquer une fine couche de pommade antibiotique au site affecté tous les jours jusqu&#39;à résolu. </li></ol> 3. Suivi juxtacellulaire d&#39;unités neuronales <ol><li> Tirer quartz tube capillaire sur un dioxyde de carbone micropipette extracteur laser (voir la section Matériel) avec des diamètres inférieurs à 1 um (figure 5A) d&#39;extrémité. Remarque: Les paramètres de chauffage varient en fonction de l&#39;appareil particulier, et que le diamètre du col requis variera en fonction de la structure du cerveau d&#39;intérêt. Pour les enregistrements dans le thalamus de rat, micropipettes ont cou allant de 5 à 7 mm. </li><li> Fixez la pipette en place sous un microscope contraste d&#39;interférence différentiel (DIC) équipé d&#39;objectifs de longue distance de travail. Utilisez la pâte à modeler pour maintenir la pipette en place sur la scène du microscope. </li><li> Lentement, déplacez un bloc de verre (de 0,5 à 1 cm d&#39;épaisseur; un morceau de verre utilisé pour making couteaux ultra-microtome est pratique) dans le champ de vue avec la pointe de la pipette. Utilisation du micromanipulateur stade, toucher doucement la pointe de la pipette sur le verre, et la casser. Répéter au besoin jusqu&#39;à ce que le diamètre extérieur de la pointe de la pipette est entre 1-3 pm (Figure 5B, C). Assurez-vous que ces micropipettes ont des impédances entre environ 5-15 MQ. </li><li> Préparer une solution saline extracellulaire (NaCl 135 mM, KCl 5,4 mM, 1,8 mM de CaCl2, MgCl2 1 mM, HEPES 5 mM, pH 7,2 avec NaOH) et ajouter 2 8% (p / v) de bleu de ciel Chicago. En utilisant une seringue avec une aiguille de 30 G ou plus petit, remplir la partie arrière de la pipette avec la solution. Sinon, pour une seule cellule étiquetage juxtacellulaire ajouter 2% (p / v) Neurobiotin ou amine dextran biotinylé (BDA-3000 ou BDA-10000) à la solution saline en place de Chicago Blue Sky. </li><li> Placez le rat intérieur de la chaussette en tissu à l&#39;intérieur du tube rigide sur un gabarit expérimental approprié ( <strong&gt; Figure 4) .wait un minimum de 72 heures après la chirurgie avant de placer l&#39;animal sur le gabarit appuie-tête. Serrer le cordon autour du sternum supérieur, plutôt que le col, afin d&#39;éviter l&#39;obstruction des voies aériennes. Si la respiration semble être laborieuse ou obstruée, desserrer le cordon ou le déplacer en arrière. Effectuer cette procédure tandis que le rat est alerte. </li><li> Fixez la plaque de tête retenue sur le rat à la pièce correspondante sur le gabarit. Pour ce faire, la broche d&#39;abord la plaque appuie-tête en place, puis le fixer avec une vis 4-40. Assurez-vous d&#39;attendre jusqu&#39;à ce que l&#39;animal est calme afin d&#39;éviter l&#39;application d&#39;un couple excessif à la tête. Ensuite, placez un écrou 8-32 sur le boulon à tête de retenue de qui est implantée sur le rat. Visser ensuite une tige filetée en acier inoxydable à la tête boulon. Fixer la tige sur le dispositif expérimental de telle manière (Figure 4) qui peut être serré en place. REMARQUE: Sécurisation de l&#39;animal avec tête-vis ainsi que l&#39;appui-tête plaque minimizes flexion de l&#39;appareil d&#39;enregistrement et améliore la stabilité. Dans la plupart des cas d&#39;enregistrement peut commencer le premier jour de l&#39;animal est le chef-retenu. Toutefois, si l&#39;animal se agite excessivement ou vocalise, offrir une journée de formation d&#39;habituation appuie-tête avant de commencer tout enregistrement. Dans ce cas, laissez l&#39;animal sur le gabarit pendant 15 min, puis le replacer dans sa cage. Répétez cette étape le lendemain et continuer avec le protocole. </li><li> Ouvrir la chambre d&#39;enregistrement et enlever le gel de silicone. Nettoyez la craniotomie en utilisant une pince fine si le tissu a ré-augmenté dans la craniotomie. </li><li> Fixez la pipette à l&#39;micromanipulateur motorisé, et branchez le préamplificateur headstage. NOTE: Dans la présente démonstration, un petit circuit de relais sur le headstage permet de basculer entre les fils amplificateur de plomb et une source de courant externe avec niveau élevé de conformité (figure 6A-C). Notez que certains amplificateurs ont une appropriée source intégrée élevé de conformité(Voir les sections de discussion et des matériaux). </li><li> Utilisez le micromanipulateur motorisé pour se déplacer la pointe de la pipette à la marque stéréotaxique identifié dans la chambre d&#39;enregistrement. Notez les coordonnées de cet emplacement. Veillez à ne pas briser la pointe de la pipette sur le crâne. </li><li> Déplacer la pipette à l&#39;emplacement d&#39;enregistrement souhaité dans les axes antérieur-postérieur et médio-latérales. Puis avancer la pipette ventralement à travers la dure-mère jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit environ 500 um dorsale à l&#39;emplacement d&#39;enregistrement prévue. </li><li> Avancer lentement la pipette tout en écoutant pour enrichir les événements sur un moniteur audio de la tension amplifiée enregistré entre la pointe de pipette et le fil de référence. Une fois les événements de dopage sont identifiés, continuent à déplacer le 0-100 um pipette jusqu&#39;à déviations de tension allant positifs supérieurs à environ 500 mV sont observées. NOTE: La résistance de l&#39;électrode va augmenter par un facteur d&#39;environ 1,5 à 10 WHen ce cas. </li><li> Commencer l&#39;enregistrement une fois par unité a été isolé que selon l&#39;étape 3.11, avec toutes les autres mesures comportementales et physiologiques d&#39;intérêt. Dans la présente démonstration, mouvements de vibrisses auto-générés sont surveillés avec vidéographie haute vitesse (voir la section des matériaux). </li><li> Pour marquer le site d&#39;enregistrement, passer l&#39;électrode conduit à se connecter à la source de courant. Il ya plusieurs façons de le faire, en utilisant soit un circuit de relais (figure 6A - C), un haut-source de courant de l&#39;amplificateur, ou manuellement (Figure 6D, voir l&#39;étape 3.8 et discussion). Passez -4 uA avec 2 impulsions sec au cycle de service de 50% pour 4 min pour injecter iontophorèse Chicago Blue Sky à travers la pipette. </li><li> Tuer et perfuser l&#39;animal après plusieurs procédures d&#39;étiquetage selon la pratique standard. Section du cerveau et de contraste que nécessaire pour identifier la localisation anatomique de l&#39;enregistrement se asseoire. Counterstain le tissu pour la cytochrome oxydase réactivité selon 14. Sinon, identifier les dépôts de Chicago ciel bleu en utilisant la microscopie de fluorescence. NOTE: Pour différencier précisément entre les différentes unités marquées il est important que toutes les étiquettes sont fabriquées avec la même pipette sur le même jour, sans desserrer la pipette entre les étiquettes. Dans ce cas, les sites d&#39;enregistrement peuvent être différenciés par leurs positions relatives en histologie post-hoc avec les coordonnées du manipulateur relevées de chaque site (voir l&#39;étape 3.9). Pour une identification non ambiguë, marquer les étiquettes au moins 200 pm les unes des autres, et pas plus de 05/03 étiquettes par région du cerveau. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils ne ont aucun intérêt financier concurrentes.

Construction du gabarit expérimentale La description des éléments mécaniques utilisés pour construire le gabarit expérimental (figure 4) est omis dans le protocole, car il peut être construit de différentes manières. Dans la présente norme de démonstration opto-mécanique pièces et colliers de fixation sont utilisés pour monter la barre d&#39;appuie-tête et le tube de retenue de corps (voir la section des matériaux).</str...

Suivi de l&#39;activité neuronale chez un animal d&#39;alerte activement engagé dans une tâche comportementale est essentiel pour comprendre la fonction et l&#39;organisation du système nerveux. Enregistrement extracellulaire de l&#39;activité électrique des unités neuronales simples a longtemps été un outil de base des systèmes neurosciences et est encore largement en usage à l&#39;heure actuelle. Une variété de types et de configurations électrodes sont disponibles selon les exigences scientifiques et techniques d&#39;une expérience particulière. Chroniquement implanté Microdrive ou réseaux d&#39;électrodes sont souvent utilisés chez les animaux se déplacent librement, y compris les oiseaux, les rongeurs et les primates non humains 1-4. Alternativement, pénétrations aigus avec métal ou en verre microélectrodes via un micromanipulateur externe sont souvent utilisés pour enregistrer à partir d&#39;animaux anesthésiés ou tête-retenu. Verre électrodes de micropipette ont l&#39;avantage qu&#39;ils peuvent être utilisés dans la juxtacellulaire ou &quot;cellule attachés&quot; configuration à isoler sans ambiguïté laactivité de neurones individuels sans les complications de pic post-hoc de tri 5. Ces électrodes permettent en outre l&#39;enregistrement à partir de cellules ou les emplacements identifiés anatomiquement, car ils peuvent être utilisés pour injecter des petits dépôts de colorants traceurs ou neuro-anatomiques, ou même de remplir la cellule individuelle enregistrée. Cette configuration a été appliquée avec succès dans les rats, les souris et les oiseaux 6-10. La technique décrite ici se concentre sur le suivi juxtacellulaire et des dépôts de colorant extracellulaires en alerte, les rats de tête-retenu. Notez que contrairement à cellule unique juxtacellulaire remplit, ces dépôts de colorants ne fournissent pas d&#39;informations sur la morphologie cellulaire ou projections axonales 11, mais ils permettront localisation anatomique exacte à environ 50 um et, surtout, avoir un rendement significativement plus élevé chez les animaux d&#39;alerte. Les informations concernant une seule cellule remplit juxtacellulaire est néanmoins fourni comme une stratégie alternative pour l&#39;étiquetage anatomique. En bref, leprotocole se compose de trois grandes phases. Dans la première phase, le rat est acclimaté à la retenue du corps dans une chaussette de tissu (Figure 1) sur une période de 6 jours. Dans la deuxième phase, un dispositif de retenue de la tête (Figure 2) et la chambre d&#39;enregistrement sont implantés chirurgicalement tels que le rat peut être maintenue dans le plan stéréotaxique au cours de plusieurs sessions d&#39;enregistrement suivantes (figure 3); cette procédure permet à l&#39;expérimentateur de cibler des régions sous-corticales du cerveau pour l&#39;étude électrophysiologique basée sur coordonne référence standard 12. La troisième phase consiste à placer le rat dans un gabarit approprié pour effectuer les expériences comportementales et électrophysiologiques (figure 4), la construction de l&#39;électrode à partir d&#39;un tube capillaire en quartz (Figure 5), la réalisation d&#39;enregistrements de neurones qui isolent juxtacellulaire sans ambiguïté les unités individuelles 6-9, et marquant les Locati anatomiquessur le site d&#39;enregistrement avec Chicago Sky colorant bleu (figures 6 et 7). Les enregistrements ont été effectués avec la surveillance comportementale simultanée; Cependant, les détails techniques du comportement dépendront des objectifs scientifiques de chaque expérience et sont donc au-delà de la portée d&#39;un protocole unique. Après achèvement de la procédure expérimentale, qui peut être répétée sur plusieurs jours, l&#39;animal est euthanasie. Le cerveau est extrait et traitées selon la norme neuroanatomiques techniques utilisant soit lumineux champ ou microscopie à fluorescence.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="860">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Name of the Reagent</td>
			<td style="width:179px;">Company</td>
			<td style="width:175px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:315px;">Comments&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td style="width:179px;">Fort Dodge&#160;</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Anased (Xylazine solution)</td>
			<td style="width:179px;">Lloyd Laboratories</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Betadyne (Povidone-Iodine)</td>
			<td style="width:179px;">CVS Pharmacy</td>
			<td align="right" style="width:175px;">269281</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Loctite 495</td>
			<td style="width:179px;">Grainger Industrial Supply</td>
			<td style="width:175px;">4KL86</td>
			<td style="width:315px;">20-40 cp cyanoacrylate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Vetbond</td>
			<td style="width:179px;">3M</td>
			<td style="width:175px;">1469SB</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Grip cement powder</td>
			<td style="width:179px;">Dentsply Intl</td>
			<td align="right" style="width:175px;">675571</td>
			<td style="width:315px;">For the base of the recording chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Grip cement liquid</td>
			<td style="width:179px;">Dentsply Intl</td>
			<td align="right" style="width:175px;">675572</td>
			<td style="width:315px;">For the base of the recording chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Silicone Gel</td>
			<td style="width:179px;">Dow Corning</td>
			<td align="right" style="width:175px;">Mar-80</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:191px;">Jet denture repair acrylic powder</td>
			<td style="width:179px;">Lang Dental Manufacturing Co.</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">For securing the head restraint apparatus to the cranium</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:191px;">Ortho-Jet Fast curing orthodontic acrylic resin liquid</td>
			<td style="width:179px;">Lang Dental Manufacturing Co.</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">For securing the head restraint apparatus to the cranium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Chicago sky blue</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">C8679</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td align="right" style="width:175px;">158127</td>
			<td style="width:315px;">For perfusion and tissue fixation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Phosphate-buffered saline</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">P3813</td>
			<td style="width:315px;">For perfusion and tissue fixation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Cytochrome C</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">C2506</td>
			<td style="width:315px;">For cytochrome-oxidase staining (Figure 7)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Diaminobenzidine</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">D5905</td>
			<td style="width:315px;">For cytochrome-oxidase staining (Figure 7)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Material Name</td>
			<td style="width:179px;">Company</td>
			<td style="width:175px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:315px;">Comments&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Rat sock</td>
			<td style="width:179px;">Sew Elegant (San Diego, CA)</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">Custom made, Figures 1, 4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">PVC tube 2 &#189;&#8221;</td>
			<td style="width:179px;">U.S. Plastic Co.</td>
			<td align="right" style="width:175px;">34108</td>
			<td style="width:315px;">Figure 4</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Subminiature D pins &#38; sockets</td>
			<td style="width:179px;">TE Connectivity</td>
			<td style="width:175px;">205089-1</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Stainless steel music wire 0.010&#8221; diameter</td>
			<td style="width:179px;">Precision Brand Products, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:175px;">21010</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic holding frame</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 900</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic ear bars</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 957</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic manipulator</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 960</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">&#189; mm drill burr</td>
			<td style="width:179px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:175px;">100-3995</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Quiet-Air dental drill&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Midwest Dental</td>
			<td style="width:175px;">393-1600</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Stainless steel 0-80 1/8&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">247438</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">0.2mL centrifuge tube</td>
			<td style="width:179px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:175px;">05-407-8A</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Custom head-holding bar</td>
			<td style="width:179px;">UCSD SIO Machine Shop</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">Custom made, Figures 2, 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:191px;">Custom head-holding plate</td>
			<td rowspan="2" style="width:179px;">UCSD SIO Machine Shop</td>
			<td rowspan="2" style="width:175px;">N/A</td>
			<td rowspan="2" style="width:315px;">Custom made, Figure 2, 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:191px;">Right angle post-clamp</td>
			<td style="width:179px;">Newport</td>
			<td style="width:175px;">MCA-1</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3,4; standard opto-mechanical parts for the experimental jig (Figure 4) are also from Newport Corp.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">8-32 3/4&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener Superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">240181</td>
			<td style="width:315px;">For head-restraint, Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">4-40 &#188;&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener Superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">239958</td>
			<td style="width:315px;">For head restraint, Figures 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Quartz capillary tubing</td>
			<td style="width:179px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:175px;">QF-100-60-10</td>
			<td style="width:315px;">Figure 5</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Carbon dioxide laser puller</td>
			<td style="width:179px;">Sutter instruments</td>
			<td style="width:175px;">P-2000</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Motorized micromanipulator</td>
			<td style="width:179px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:175px;">MP-285</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Microelectrode amplifier</td>
			<td style="width:179px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:175px;">Multiclamp 700B</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: Molecular Devices Axoclamp 900A</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Microelectrode amplifier head stage</td>
			<td style="width:179px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:175px;">CV-7B</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Isolated pulse stimulator</td>
			<td style="width:179px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:175px;">Model 2100</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Audio monitor</td>
			<td style="width:179px;">Radio Shack</td>
			<td style="width:175px;">32-2040</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;width:191px;">Pipette holder</td>
			<td rowspan="2" style="width:179px;">Warner Instruments</td>
			<td rowspan="2" style="width:175px;">#MEW-F10T</td>
			<td style="width:315px;">Alternate parts: see Discussion</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:315px;">Figure 6A</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Electrode lead wire</td>
			<td style="width:179px;">Cooner wire</td>
			<td style="width:175px;">NEF34-1646</td>
			<td style="width:315px;">(optional), Figure 6D</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:191px;">Relay for amplifier head-stage</td>
			<td style="width:179px;">COTO Technology</td>
			<td style="width:175px;">#2342-05-000</td>
			<td style="width:315px;">(optional) Used with a custom-made printed circuit board (UCSD Physics Electronics Shop), Figure 6A-C</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Digital video camera</td>
			<td style="width:179px;">Basler</td>
			<td style="width:175px;">A602fm</td>
			<td style="width:315px;">(optional) For behavioral monitoring, Figure 7</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

juxtacellular monitoring and localization of single neurons within sub-cortical brain structures of alert, head-restrained rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

<html> Unités neuronales dans ventrale médiale postérieure (VPM) du thalamus encodage la phase de mouvement de vibrisses pendant l&#39;auto-généré fouettant 15,16. Figure 7A montre échantillon activité de dopage d&#39;une unité thalamique VPM comme un rat est fouettant activement. Figure 7B montre un histogramme de pic fois alignées sur la phase instantanée du mouvement vibrisses 17. Il ya plus de pointes pendant la phase de rétraction de fouettant. Apr?...

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Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Suivi juxtacellulaire et localisation des neurones unique au sein de structures cérébrales sous-corticales d&#39;alerte, Head-Rats retenu

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

juxtacellular-monitoring-localization-single-neurons-within-sub

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.3K vues.  University of California, San Diego. This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Vidéo: Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Single-cell Profiling of Developing and Mature Retinal Neurons

Highly specialized, but exceedingly small populations of cells play important roles in many tissues. The identification of cell-type specific markers and gene expression programs for extremely rare cell subsets has been a challenge using standard whole-tissue approaches. Gene expression profiling of individual cells allows for unprecedented access to cell types that comprise only a small percentage of the total tissue1-7. In addition, this technique can be used to examine the gene expression programs that are transiently expressed in small numbers of cells during dynamic developmental transitions8.
This issue of cellular diversity arises repeatedly in the central nervous system (CNS) where neuronal connections can occur between quite diverse cells9. The exact number of distinct cell types is not precisely known, but it has been estimated that there may be as many as 1000 different types in the cortex itself10. The function(s) of complex neural circuits may rely on some of the rare neuronal types and the genes they express. By identifying new markers and helping to molecularly classify different neurons, the single-cell approach is particularly useful in the analysis of cell types in the nervous system. It may also help to elucidate mechanisms of neural development by identifying differentially expressed genes and gene pathways during early stages of neuronal progenitor development.
As a simple, easily accessed tissue with considerable neuronal diversity, the vertebrate retina is an excellent model system for studying the processes of cellular development, neuronal differentiation and neuronal diversification. However, as in other parts of the CNS, this cellular diversity can present a problem for determining the genetic pathways that drive retinal progenitors to adopt a specific cell fate, especially given that rod photoreceptors make up the majority of the total retinal cell population11. Here we report a method for the identification of the transcripts expressed in single retinal cells (Figure 1). The single-cell profiling technique allows for the assessment of the amount of heterogeneity present within different cellular populations of the retina2,4,5,12. In addition, this method has revealed a host of new candidate genes that may play role(s) in the cell fate decision-making processes that occur in subsets of retinal progenitor cells8. With some simple adjustments to the protocol, this technique can be utilized for many different tissues and cell types.

A method for the isolation of single retinal cells and subsequent amplification of their cDNAs is described. Single-cell transcriptomics reveals the degree of cellular heterogeneity present in a tissue and uncovers new marker genes for rare cell populations. The accompanying protocol can be adjusted to suit many different cell types.

Une seule cellule de profilage de développer et d&#39;âge mûr neurones de la rétine

Highly specialized, but exceedingly small populations of cells play important roles in many tissues. The identification of cell-type specific markers and ...

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Neurosciences

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

Microdissection par capture laser de populations enrichies de neurones neurones isolés ou pour l&#39;analyse d&#39;expression génique après un traumatisme crânien

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Imaging Neurons within Thick Brain Sections Using the Golgi-Cox Method

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within histological brain samples. While it is preferable from a practical perspective to prepare brain sections at the greatest thickness possible, in order to increase the probability of identifying stained neurons that are fully contained within single sections, this approach is limited from a technical perspective by the working distance of high-magnification microscope objectives. We report here a protocol to stain neurons using the Golgi-Cox method in mouse brain sections that are cut at 500 &#956;m thickness, and to visualize neurons throughout the depth of these sections using an upright microscope fitted with a high-resolution 30X 1.05 N.A. silicone oil-immersion objective that has an 800 &#956;m working distance. We also report two useful variants of this protocol that may be employed to counterstain the surface of mounted brain sections with the cresyl violet Nissl stain, or to freeze whole brains for long-term storage prior to sectioning and final processing. The main protocol and its two variants produce stained thick brain sections, throughout which full neuron dendritic&#160;trees and dendrite spines may be reliably visualized and quantified.

We present a protocol for using the Golgi-Cox staining method in thick brain sections, in order to visualize neurons with long dendritic&#160;trees contained within single tissue samples. Two variants of this protocol are also presented that involve cresyl violet counterstaining, and the freezing of unprocessed brains for long-term storage.

Imagerie Neurones dans les sections du cerveau épais Utilisation du Golgi-Cox Méthode

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to synaptic degeneration, inflammation, neuronal death, and learning deficits. Humans cannot regenerate lost neurons in the case of AD in part due to impaired proliferative capacity of the neural stem/progenitor cells (NSPCs) and reduced neurogenesis. Therefore, efficient regenerative therapies should also enhance the proliferation and neurogenic capacity of NSPCs. Zebrafish (Danio rerio) is a regenerative organism, and we can learn the basic molecular programs with which we could design therapeutic approaches to tackle AD. For this reason, the generation of an AD-like model in zebrafish was necessary. Using our methodology, we can introduce synthetic derivatives of A&#946;42 peptide with tissue penetrating capability into the adult zebrafish brain, and analyze the disease pathology and the regenerative response. The advantage over the existing methods or animal models is that zebrafish can teach us how a vertebrate brain can naturally regenerate, and thus help us to treat human neurodegenerative diseases better by targeting endogenous NSPCs. Therefore, the amyloid-toxicity model established in the adult zebrafish brain may open new avenues for research in the field of neuroscience and clinical medicine. Additionally, the simple execution of this method allows for cost-effective and efficient experimental assessment. This manuscript describes the synthesis and injection of A&#946;42 peptides into zebrafish brain.

Modeling Amyloid-&amp;#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

This protocol describes the synthesis, characterization, and injection of monomeric amyloid-&#946;42 peptides for generating amyloid toxicity in adult zebrafish to establish an Alzheimer&#39;s disease model, followed by histological analyses and detection of aggregations.

Modélisation de toxicité amyloïde-β42 et neurodégénérescence dans le cerveau de poisson-zèbre adulte

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in humans is transcranial direct current stimulation (tDCS). Less frequently, transcranial alternating current stimulation (tACS) or transcranial random noise stimulation (tRNS), a specific form of tACS using an electrical current applied randomly within a pre-defined frequency range, is used. The increase of noninvasive electrical brain stimulation research in humans, both for experimental and clinical purposes, has yielded an increased need for basic, mechanistic, safety studies in animals. This article describes a model for transcranial electrical brain stimulation (tES) through the intact skull targeting the motor system in alert rodents. The protocol provides step-by-step instructions for the surgical set-up of a permanent epicranial electrode socket combined with an implanted counter electrode on the chest. By placing a stimulation electrode into the epicranial socket, different electrical stimulation types, comparable to tDCS, tACS, and tRNS in humans, can be delivered. Moreover, the practical steps for tES in alert rodents are introduced. The applied current density, stimulation duration, and stimulation type may be chosen depending on the experimental needs. The caveats, advantages, and disadvantages of this set-up are discussed, as well as safety and tolerability aspects.

This protocol describes a surgical set-up for a permanent epicranial electrode socket and an implanted chest electrode in rodents. By placing a second electrode into the socket, different types of transcranial electrical brain stimulation can be delivered to the motor system in alert animals through the intact skull.

Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

Isolation and RNA Extraction of Neurons, Macrophages and Microglia from Larval Zebrafish Brains

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is important to isolate these cells without changing their gene expression profile. The zebrafish model provides a large number of transgenic fish lines in which specific cell types are labelled; for example neurons in the NBT:DsRed line or macrophages/microglia in the mpeg1:eGFP line. Furthermore, antibodies have been developed to stain specific cells, such as microglia with the 4C4 antibody.
Here, we describe the isolation of neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains. Central to this protocol is the avoidance of an enzymatic tissue digestion at 37 &#176;C, which could modify cellular profiles. Instead a mechanical system of tissue homogenization at 4 &#176;C is used. This protocol entails homogenization of brains into cell suspension, their immuno-staining and the isolation of neurons, macrophages and microglia by FACS. Afterwards, we extracted RNA from those cells and evaluated their quality/quantity. We managed to obtain RNA of high quality (RNA Integrity Number (RIN) &#62; 7) to perform qPCR on macrophages/microglia and neurons, and transcriptomic analysis on microglia. This approach enables a better characterization of these cells, as well as a clearer understanding about their role in development and pathologies.

We present a protocol to isolate neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains under physiological and pathological conditions. Upon isolation, RNA is extracted from these cells to analyze their gene expression profile. This protocol allows for the collection of high-quality RNA for performing downstream analysis like qPCR and transcriptomics.

Isolement et Extraction de l’ARN des neurones, les Macrophages et les cellules microgliales du cerveau de larves de poisson zèbre

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is ...

Localization of the Locus Coeruleus in the Mouse Brain

The locus coeruleus (LC) is a major hub of norepinephrine producing neurons that modulate a number of physiological functions. Structural or functional abnormalities of LC impact several brain regions including cortex, hippocampus, and cerebellum and may contribute to depression, bipolar disorder, anxiety, as well as Parkinson disease and Alzheimer disease. These disorders are often associated with metal misbalance, but the role of metals in LC is only partially understood. Morphologic and functional studies of LC are needed to better understand the human pathologies and contribution of metals. Mice are a widely used experimental model, but the mouse LC is small (~0.3 mm diameter) and hard to identify for a non-expert. Here, we describe a step-by-step immunohistochemistry-based protocol to localize the LC in the mouse brain. Dopamine-&#946;-hydroxylase (DBH), and alternatively, tyrosine hydroxylase (TH), both enzymes highly expressed in the LC, are used as immunohistochemical markers in brain slices. Sections adjacent to LC-containing sections can be used for further analysis, including histology for morphological studies, metabolic testing, as well as metal imaging by X-ray fluorescence microscopy (XFM).

The locus coeruleus is a small cluster of neurons involved in a variety of physiological processes. Here, we describe a protocol to prepare mouse brain sections for studies of proteins and metals in this nucleus.

Localisation du Locus Coeruleus dans le cerveau de souris

The locus coeruleus (LC) is a major hub of norepinephrine producing neurons that modulate a number of physiological functions. Structural or functional ...

A Bedside, Single Burr Hole Approach to Multimodality Monitoring in Severe Brain Injury

Intracranial pressure (ICP) monitoring is a cornerstone of the intensive care management of patients with severe acute brain injuries, including traumatic brain injury. While elevations in ICP are common, data regarding the measurement and treatment of these ICP elevations are conflicting. There is increasing recognition that changes in the balance between supply and demand of brain tissue are critically important and therefore the measurement of multiple modalities is required. Approaches are not standard, and therefore this article provides a description of a bedside, single burr hole approach to multimodality monitoring that allows the passage of probes designed to measure not only ICP but brain tissue oxygen, blood flow, and intracranial electroencephalography. Patient selection criteria, operative procedures, and practical considerations for securing probes during critical care are described. This method is readily performed, safe, secure, and flexible for the adoption of a variety of multimodality monitoring approaches aimed at detecting or preventing secondary brain injuries.

A method of recording multimodality monitoring signals in patients with severe brain injuries using a bedside, single burr hole technique is described.

Une approche de trou Burr chevet, unique à la surveillance de la Multimodalité en lésions cérébrales graves

Intracranial pressure (ICP) monitoring is a cornerstone of the intensive care management of patients with severe acute brain injuries, including traumatic ...

Three-Dimensional Shape Modeling and Analysis of Brain Structures

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. We have developed a software package for accurate and robust shape modeling and group-wise analysis. Here, we introduce an pipeline for the shape analysis, from individual 3D shape modeling to quantitative group shape analysis. We also describe the pre-processing and segmentation steps using open software packages. This practical guide would help researchers save time and effort in 3D shape analysis on brain structures.

We introduce a semi-automatic protocol for shape analysis on brain structures, including image segmentation using open software, and further group-wise shape analysis using an automated modeling package. Here, we demonstrate each step of the 3D shape analysis protocol with hippocampal segmentation from brain MR images.

Modélisation et analyse tridimensionnelles de la forme des structures cérébrales

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. ...

Focused Ultrasound Induced Blood-Brain Barrier Opening for Targeting Brain Structures and Evaluating Chemogenetic Neuromodulation

Acoustically Targeted Chemogenetics (ATAC) allows for the noninvasive control of specific neural circuits. ATAC achieves such control through a combination of focused ultrasound (FUS) induced blood-brain barrier opening (FUS-BBBO), gene delivery with adeno-associated viral (AAV) vectors, and activation of cellular signaling with engineered, chemogenetic, protein receptors and their cognate ligands. With ATAC, it is possible to transduce both large and small brain regions with millimeter precision using a single noninvasive ultrasound application. This transduction can later allow for a long-term, noninvasive, device-free neuromodulation in freely moving animals using a drug. Since FUS-BBBO, AAVs, and chemogenetics have been used in multiple animals, ATAC should also be scalable for the use in other animal species. This paper expands upon a previously published protocol and outlines how to optimize the gene delivery with FUS-BBBO to small brain regions with MRI-guidance but without a need for a complicated MRI-compatible FUS device. The protocol, also, describes the design of mouse targeting and restraint components that can be 3D-printed by any lab and can be easily modified for different species or custom equipment. To aid reproducibility, the protocol describes in detail how the microbubbles, AAVs, and venipuncture were used in ATAC development. Finally, an example data is shown to guide the preliminary investigations of studies utilizing ATAC.

This protocol delineates steps necessary for the gene delivery through focused ultrasound blood brain barrier (BBB) opening, evaluation of the resulting gene expression, and measurement of neuromodulation activity of chemogenetic receptors through histological tests.

Ouverture de la barrière hémato-encéphalique induite par ultrasons focalisés pour cibler les structures cérébrales et évaluer la neuromodulation chimiogénétique