Notre recherche ou recherche principale se concentre sur la diversité microbienne, la phylogénomique et les applications de fermentation, en mettant l’accent sur la diversité des levures, les adaptations et plus particulièrement l’application industrielle de la biologie des levures. En ce qui concerne spécifiquement ces applications, nous étudions l’efficacité de la fermentation, la production d’arômes et la tolérance au stress chez les levures. Ainsi, nos avancées les plus récentes sont liées à la phylogénomique des levures, en particulier de Patagonie.
Ensuite, nous l’utilisons pour générer de nouvelles levures de bière blonde pour la fermentation de la bière, mais nous utilisons également de nouvelles levures pour la bière à faible teneur en alcool. Dans l’ensemble, nous utilisons différentes techniques omiques et l’évolution expérimentale pour développer cette nouvelle levure pour des applications biogénologiques. Nous utilisons actuellement différentes techniques comme le séquençage du génome, le séquençage du génome à lecture longue, et aussi la transcriptomique.
Ensuite, dans l’ensemble, nous utilisons ces informations pour faire une évolution expérimentale des différentes souches que nous avons, puis nous essayons de valider certains des changements génomiques à l’aide de techniques CRISPR ou de différentes techniques de transformation de levure, et de cette façon, nous entrons dans les détails moléculaires de l’adaptation de la levure aux environnements fermentatifs. Nous avons donc deux grands défis. L’une consiste à générer une nouvelle levure de bière blonde avec une fermentation efficace de la bière, et une autre est tout le contraire.
Nous voulons obtenir de nouvelles souches, en particulier de Patagonie, capables de générer de la bière à faible teneur en alcool. Je soulignerais deux résultats principaux de notre laboratoire. L’une d’entre elles est que nous identifions une origine hors de Patagonie de la mère de la levure de bière blonde, Saccharomyces eubayanus.
Et maintenant, nous avons également généré des dizaines de nouveaux hybrides de lager pour la fermentation de la bière. Je pense que ce sont les deux principales conclusions de notre recherche. Pour commencer, prélevez un échantillon d’un patch de souche de levure transformée et inoculez-le dans un milieu de peptone de levure contenant 5 % de glucose et 200 micromolaires d’hygromycine.
Incuber la culture à 25 degrés Celsius sans secouer pendant 24 heures. Rafraîchir les cultures dans un milieu frais à une dilution de 1 à 10 avant d’incuber pendant 24 heures supplémentaires. Lavez les cellules avec un milieu peptoné de levure sans sucre, puis inoculez-les dans le milieu d’essai à une dilution de 1 à 10.
Complétez le milieu de test avec de la luciférine jusqu’à une concentration finale de 3 millimolaires et avec de l’hygromycine micromolaire pour maintenir la stabilité du plasmide. Pour les tests de croissance du sucre mixte, utilisez une matrice glucose-maltose avec des concentrations croissantes de glucose et de maltose dans un milieu peptoné de levure. Distribuer 200 microlitres de culture dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
Utilisez maintenant un lecteur de plaque de luminomètre pour mesurer la luminescence et la densité optique à 620 nanomètres toutes les 30 minutes pendant 72 heures. Réglez le temps d’intégration sur une seconde et désactivez l’atténuation pour garantir une activité continue du rapporteur et une surveillance de la densité des cellules. Pour l’échantillonnage de fermentation et la surveillance de la luminescence, dissolvez d’abord l’extrait de malt dans l’eau pour préparer le milieu d’extraction de malt.
Pré-culture : des souches de levure transformées dans 5 millilitres de milieu YPD à 20 degrés Celsius avec agitation à 200 tr/min pendant 24 heures. Transférez la pré-culture dans 50 millilitres de milieu d’extrait de malt, puis incubez à 20 degrés Celsius avec agitation à 200 rotations par minute pendant encore 24 heures. Centrifuger la culture à 21, 380 G pendant une minute à température ambiante pour récolter les cellules.
Ensuite, mettez les cellules en suspension dans une plaque de 12 degrés de milieu d’extrait de malt en trois exemplaires pour des microfermentations de 50 millilitres. Complétez le milieu avec 0,3 milligramme par litre de chlorure de zinc pour améliorer les performances de fermentation. Calculez le volume de l’inoculum pour assurer des densités cellulaires constantes entre les répétitions.
Inoculez le milieu préparé avec la quantité calculée d’inoculum. Placez ensuite les cultures à 20 degrés Celsius sans secouer pendant 14 jours. Surveillez la progression de la fermentation en enregistrant les pertes quotidiennes de dioxyde de carbone.
Pesez les récipients chaque jour pour mesurer la perte de poids cumulative comme indicateur de la production de dioxyde de carbone. Pour le suivi de la luminescence, prélever périodiquement 200 microlitres de chaque microfermentation. Ajouter de la luciférine pour obtenir une concentration finale de 3 millimolaires.
Mesurez la luminescence et la densité optique à 620 nanomètres à l’aide d’un lecteur de plaques luminométriques sans atténuation et d’une seconde de temps d’intégration. Le plasmide rapporteur épisomal pRS426-PMAL32-LUC-HphMX a été construit avec succès avec le promoteur PMAL32, la luciférase, ORF et la cassette hphMX. Une activité différentielle de la luciférase a été observée entre les trois souches transformées sous des concentrations variables de glucose et de maltose.
CBS12357T et CL467.1 ont montré une activation sans glucose, tandis que QC18 nécessitait une concentration de glucose supérieure à 1 % pour l’activation. Dans des conditions de microfermentation, les trois souches transformées ont montré une forte luminescence culminant à différents moments. La luminescence était absente dans les souches de type sauvage.
