JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

אנו מתארים מודל של תסמונת מצוקה נשימתית חריפה הנגרמת על ידי חומצה הידרוכלורית (ARDS) בחזירונים המקבלים הרגעה עם חומרים הלוגן, איזופלוראן ו sevoflurane, באמצעות מכשיר המשמש הרגעה בטיפול נמרץ בשאיפה. מודל זה יכול לשמש כדי לחקור את המנגנונים הביולוגיים של חומרים הלוגן על פגיעה בריאה ותיקון.

Abstract

תסמונת מצוקה נשימתית חריפה (ARDS) היא סיבה נפוצה לכשל נשימתי היפוקסמי ומוות בחולים קשים, ויש צורך דחוף למצוא טיפולים יעילים. מחקרים פרה קליניים הראו כי סוכנים הלוגן בשאיפה עשויים להיות השפעות מועילות במודלים בעלי חיים של ARDS. פיתוח מכשירים חדשים לניהול חומרים הלוגניים באמצעות מכונות הנשמה מודרניות לטיפול נמרץ פישט באופן משמעותי את חלוקת הסוכנים הלוגן לחולי טיפול נמרץ. מכיוון שמחקרים ניסיוניים וקליניים קודמים הציעו יתרונות פוטנציאליים של נדיפים הלוגן, כגון סבופלורן או איזופלוראן, לפגיעה אפיתל מכתשי ריאות ודלקת, שני ציוני דרך פתופיזיולוגיים של נזק מכתשי מפוזר במהלך ARDS, עיצבנו מודל בעלי חיים כדי להבין את המנגנונים של ההשפעות של סוכנים הלוגן על פגיעה בריאה ותיקון. לאחר הרדמה כללית, צנרור קנה הנשימה, וייזום של אוורור מכני, ARDS הושרה חזירונים באמצעות החדירה התוך-אופן של חומצה הידרוכלורית. לאחר מכן, החזירונים היו מסוממים עם סבופלוראן בשאיפה או איזופלוראן באמצעות מכשיר מסוג טיפול נמרץ, ובעלי החיים היו מאווררים עם אוורור מכני מגן ריאות במהלך תקופה של 4 שעות. במהלך תקופת המחקר, דגימות דם ומכתשה נאספו כדי להעריך חמצון עורקים, חדירות של קרום נימי כף אשרת, פינוי נוזלים כתות דם, ודלקת ריאות. פרמטרי אוורור מכני נאספו גם לאורך כל הניסוי. למרות שמודל זה גרם לירידה ניכרת בתחמון עורקי עם חמיצות נימית משופעת, הוא ניתן לשחזור ומאופיין בפגיעה מהירה, יציבות טובה לאורך זמן וללא סיבוכים קטלניים.

פיתחנו מודל חזירון של שאיפה חומצית המשחזר את רוב התכונות הפיזיולוגיות, הביולוגיות והפתולוגיות של ARDS קליני, וזה יהיה מועיל לקדם את הבנתנו את ההשפעות הפוטנציאליות של הגנה על הריאות של חומרים הלוגניים המועברים באמצעות מכשירים המשמשים להרדמה בטיפול נמרץ בשאיפה.

Introduction

תסמונת מצוקה נשימתית חריפה (ARDS) היא סיבה נפוצה לכשל נשימתי היפוקסמי ומוות בחולים חולים קריטיים1. הוא מאופיין הן בפגיעות אפיתל תכתשיות מפוזרות והן בפציעות אנדותל, מה שמוביל לחדירה מוגברת ובצקת ריאות, פינוי נוזלים משופע (AFC) והחמרה במצוקה נשימתית2. ספיגה מחדש של בצלקת כתשית והתאוששות מ ARDS דורשים הובלת נוזל אפיתל דרך alveoli להישאר שלם, אשר מציע כי טיפול שיפור AFC יכול להיות שימושי3,4. למרות אוורור מגן ריאות ואסטרטגיה מגבילה לטיפול בנוזלים תוך ורידי הוכיחו מועיל בשיפור התוצאות2,5, הם עדיין קשורים לתמותה גבוהה ותחלואה6. לכן, יש צורך דחוף לפתח טיפולים יעילים לתסמונת ולהבין טוב יותר את המנגנונים המדויקים שבאמצעותם טיפולים כאלה עשויים לעבוד.

הרדמה הלוגנית, כגון איזופלוראן או סבופלוראן, שימשו באופן נרחב להרדמה כללית בחדר הניתוח. סבופלורן קשורה לירידה בדלקת בריאות של חולים שעברו ניתוח בית החזה ועם ירידה בסיבוכים ריאתיים לאחר הניתוח, כגון ARDS7. תוצאות דומות נמצאו במטא-אנליזה של חולים לאחר ניתוח לב8. נדיפים הלוגן יש גם אפקט סימפונות9,10 ואולי כמה תכונות המגנות על כמה איברים, כגון הלב8,11 והכליות12,13,14. לאחרונה גובר העניין בשימוש הקליני בהרדמה בשאיפה כסמי הרגעה ביחידה לטיפול נמרץ. מחקרים בבעלי חיים ובבני אדם תומכים בהשפעות המגנות של טיפול מקדים עם חומרים הלוגניים לפני איסכמיה ממושכת של הכבד15, המוח16, או הלב11. סוכנים הלוגניים יש גם יתרונות פרמקוקינטיים ופרמקודינמיים פוטנציאליים על פני סוכנים תוך ורידי אחרים עבור תרופות ההרדה של חולים קריטיים, כולל התפרצות מהירה של פעולה וקוז מהיר עקב הצטברות קטנה ברקמות. סוכנים הלוגן בשאיפה להקטין את זמני צנרור בהשוואה לרדם תוך ורידי בחולים שעברו ניתוח לב17. מספר מחקרים תומכים בבטיחות וביעילות של סוכנים הלוגנים במצן של חולי טיפול נמרץ18,19,20. במודלים ניסיוניים של ARDS, סבופלוראן בשאיפה משפר את חילופי הגז21,22, מפחית בצקת כתוש21,22, ומחליל דלקת ריאתית ומערכתית23. Isoflurane גם לשפר את תיקון הריאות לאחר פציעה על ידי שמירה על שלמות המחסום מכתשי-נימי, אולי על ידי לווסת את הביטוי של חלבון צומת חזק מפתח24,25,26. בנוסף, מקרופאגים עכבר כי היו תרבותיים ומטופלים עם איזופלוראן היו השפעות פאגוציטיות טובות יותר על נויטרופילים מאשר מקרופאגים שלא טופלו עם איזופלוראן27.

עם זאת, המסלולים הביולוגיים המדויקים והמנגנונים המסבירים את תכונות ההגנה על הריאות של הרדמה נדיפת עדיין אינם ידועים עד כה, הדורשים חקירה נוספת18. מחקרים נוספים מוצדקים גם לחקור את ההשפעות המדויקות של sevoflurane על פגיעה בריאה וכדי לוודא אם ראיות ניסיוניות ניתן לתרגם לחולים. ניסוי הבקרה האקראי הראשון מהצוות שלנו מצא כי הממשל של sevoflurane בשאיפה בחולים עם ARDS היה קשור לשיפור חמצון וירידה ברמות של הן ציטוקינים פרו דלקתיים והן סמני פגיעה אפיתל ריאות, כפי שהוערך על ידי קולטנים מסיסים פלזמה מכתשית עבור מוצרי קצה גליקציה מתקדמים (sRAGE)28 . כמו sRAGE נחשב כעת כסמן של פגיעה בתא מכתש מסוג 1 ומתווך מפתח של דלקת מכתשים, תוצאות אלה יכולות להציע כמה השפעות מועילות של סבופלוראן על פציעת אפיתל מכתשריאות 21,29,30.

השימוש בסוכני הלוגן להרדמה בטיפול נמרץ בשאיפה מחייב זה זמן רב מאווררי הרדמה של חדרי ניתוח ומאדי גז להיפרס בטיפול נמרץ. מאז פותחו מחזירי הרדמה המתאימים לשימוש במכונות הנשמה מודרניות לטיפול נמרץ. התקנים אלה כוללים מסנני החלפת חום ולחות מותאמים המוחדרים בין Y-חתיכה של מעגל הנשימה ואת צינור אנדוטראצ'אל. הם מאפשרים את הממשל של סוכנים הלוגן, עם איזופלוראן ו sevoflurane להיות הנפוץ ביותר, והם מורכבים מוט מאייד פוליפרופילן נקבובי, שבו סוכן נוזלי, נמסר על ידי משאבת מזרק ספציפית, משתחרר. הסוכן הלוגן נספג במהלך התפוגה על ידי מדיום המשקף הכלול במכשיר והוא משתחרר במהלך ההשראה הבאה, ומאפשר recirculation של כ 90% של סוכן הלוגן שפג תוקפו31,32. לאחרונה, גרסה ממוזערת של המכשיר פותחה עם שטח מת אינסטרומנטלי של 50 מ"ל, מה שהופך אותו אפילו יותר מתאים לשימוש במהלך אוורור אולטרה מגן בחולי ARDS, עם נפחי גאות ושפל שיכולים להיות נמוכים כמו 200 מ"ל31. מכשיר ממוזער כזה מעולם לא נחקר במודל חזירונים ניסיוני של ARDS.

מכיוון שמחקרים קודמים תומכים בתפקידים המבטיחים של נדיפים הלוגניים בדלקת מכתשים בריאה ופציעה במהלך ARDS, עיצבנו מודל חייתי ניסיוני כדי להשיג הבנה תרגומית של מנגנוני ההשפעות של חומרים הלוגניים על פגיעה בריאות ותיקון33,34,35. במחקר זה, פיתחנו מודל של חומצה הידרוכלורית (HCl)-induced ARDS חזירונים שבהם סדציה בשאיפה ניתן להעביר באמצעות הגרסה הממוזערת של מכשיר שימור הרדמה, מכשיר מסוג טיפול נמרץ. מודל בעלי חיים גדול זה של ARDS יכול לשמש כדי לקדם את הבנתנו את ההשפעות הפוטנציאליות מגן ריאות של סוכנים הלוגן בשאיפה.

Protocol

פרוטוקול המחקר אושר על ידי ועדת האתיקה של בעלי החיים של המיניסטאר הצרפתי de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (מספר אישור 01505.03) לפני שנרשם ב- preclinicaltrials.eu (מזהה הרישום הקדם קליני PCTE0000129). כל ההליכים בוצעו במרכז הבינלאומי דה Chirurgie אנדוסקופיק, הממשלה קלרמונט אוברן, קלרמונט-פראנד, צרפת, בהתאם לחקר בעלי החיים: דיווח בניסויי Vivo (ARRIVE) הנחיות36.

1. הכנה והרדמה של בעלי חיים

  1. מצב חזרזיר
    1. ודא כי הפרוטוקול הניסיוני עולה בקנה אחד עם הנחיות לניסויים בבעלי חיים, כולל עקרונות 3R (החלפה, צמצום ועידון) והתקנות הלאומיות/בינלאומיות.
    2. קבלת אישורים מוועדת האתיקה לטיפול ושימוש בבעלי חיים ניסיוניים במוסד הרלוונטי לפני תחילת הפרוטוקול.
    3. השתמש חזירון Landrace לבן זכר (2-4 חודשים; במשקל 10-15 ק"ג).
    4. מניחים את החזירון בתנוחת העל-רפואה לאחר פרמדיקציה באמצעות אזפרון תוך שרירי (מתואר ב- 1.2.2).
  2. אינדוקציה הרדמה
    1. תגבילו את בעלי החיים ממזון למשך הלילה, תוך מתן גישה חופשית למים.
    2. לנהל פרמדיקה חרדה לחזירון באמצעות אזפרון תוך שרירי (2 mg.kg-1) מאחורי האוזן.
    3. החל לחץ אצבע על הרקמות הרכות של הבסיס האוזרי של החזירון כדי לזהות את הווריד המהודל והצבעי.
    4. הכנס צנתר 22 גרם תוך ורידי היקפי בווריד האוזן המהודל או לרוחב של החזירון. יש לעקוב עם הצנתר בזווית רדודה של 45° דרך העור ולהתקדם עד שהדם מופיע דרך הצנתר.
    5. לגרום להרדמה כללית עם פרופופול תוך ורידי (3 mg.kg-1) וסופנטניל (0.3 μ g.kg-1)37. בדוק את עומק ההרדמה על ידי חוסר תגובה לרפלקס הדוושה.
  3. צנרוב קנההנשימה 38,39
    1. הכן את הגרון באמצעות להב לרינגוסקופ מילר בגודל 4 ישר.
    2. מעבירים את הגרון לחלל הלוע ומדכאים את הלשון עם להב הגרון, מה שהופך את האפיגלוטיס לגלוי.
    3. דמיינו את פתח הגרון של החזירון לפני הצנרור האורוטראצ'אל.
    4. הכנס צינור אנדוטראצ'ל בקוטר פנימי בקוטר פנימי בקוטר 6 מ"מ.
    5. לנפח את שרוול צינור אנדוטראצ'ל כדי להגיע ללחץ שרוול סביב 20-30 ס"מH2O.
    6. תקן את צינור האנדוטראצ'ל לאף של החזירון עם סרט ניתוח מיקרופורי.
    7. התחבר למכונת ההנשמה ופתח אוורור מכני בהתאם להגדרות המתוארות בסעיף 3.
  4. תחזוקת סם מזון
    1. לשמור על הרדמה עם עירוי תוך ורידי מתמשך של propofol (5 mg.kg-1.h-1) לפני פגיעה ריאות הנגרמת חומצה. עירוי של פרופופול ייעצר כאשר סוכנים הלוגן מתחילים.
    2. הוסף עירוי תוך ורידי רציף של remifentanil (10-20 μ g.kg−1.h−1 = 0.15–0.33 μ g.kg−1.min−1) לטיפול בכאב.
    3. הוסף עירוי תוך ורידי מתמשך של cisatracurium (0.2 mg.kg-1.h-1) עבור מצור עצבי שרירי.
    4. שמור על טמפרטורת הגוף של החזירון בכ 38 °C (50 °F) באמצעות שמיכות חמות.
    5. ניטור פעילות אלקטרוקרדיוגרמה, רוויית החמצן ההיקפית (SpO2)ולחץ עורקי ברציפות באמצעות צג חיצוני.
  5. כירורגיה
    1. הכנס גישה ורידית מרכזית באמצעות חשיפה כירורגית של וריד הצוואר הפנימי הימני ואת שיטת סלדינגר להכניס צנתר 3-לומן (7 צרפתית, 16 ס"מ).
      1. בצע חתך עורי בקו האמצע על ההיבט הגחני של הצוואר, 2 ס"מ לרוחב קנה הנשימה. השתמש במלקחיים כירורגיים כדי לנתח את הרקמות.
      2. לוקליזציה של וריד הצוואר הפנימי (כ 1-2 ס"מ עמוק, לרוחב לעורק הראשי הפנימי) ו, באמצעות המחט (18 G, 6.35 ס"מ), לעשות לנקב עם כיוון craniocaudal.
      3. עם היד, להכניס את "J" guidewire (קוטר 0.81 מ"מ, 60 ס"מ) דרך המחט. הסר בעדינות את המחט והכנס במהירות קטטר ורידי עם שלוש שורות לתוך הווריד הצוואר הפנימי לאורך מדריך "J". הסר את מדריך "J" תוך שמירה על צנתר ורידים במקום.
      4. שאפו דם דרך כל שורה של קטטר ורידים כדי להסיר את האוויר מן הקווים השונים לשטוף עם 5 מ"ל של תמיסת מלח (0.9% NaCl) לשטוף את שלושת הקווים.
      5. תפרו את העור בחוט תפר 3.0 שאינו נספג בעקבות תבנית למברט המתמשכת ותקן את הצנתר לעור בתפר יחיד וקשרים משולשים על כל ניקוב לרוחב של הצנתר ורידי המרכזי.
    2. הכנס קו עורקי באמצעות חשיפה כירורגית של עורק הירך הימני והשתמש בשיטת סלדינגר כדי להכניס את צנתר התרמודי -5 (3-5 צרפתית, 20 ס"מ).
      1. מניחים את הקדמת האדם הנכון של החזירון בהרחבה.
      2. לעשות חתך עורי על אזור המפשעה הימנית של החזירון. השתמש במלקחיים כירורגיים כדי לנתח את הרקמות התת עוריות ושריריות.
      3. לוקליזציה של עורק הירך הימני על ידי מישוש הדופק הירך (כ 3-4 ס"מ עמוק) ו, באמצעות המחט (19 G, 54 מ"מ), לעשות לנקב עם כיוון caudocranial.
      4. הכנס את מדריך "J" דרך המחט. הסר בעדינות את המחט והכנס במהירות קטטר עורקי לעורק הירך לאורך חוט הנחיה. הסר את מדריך ההנחיה תוך שמירה על הצנתר במקום.
      5. הסר את האוויר מן הצנתר העורקים לשטוף עם תמיסת מלח לשטוף את הקו.
      6. תפרו את העור בחוט תפר 3.0 שאינו נספג בעקבות תבנית למברט המתמשכת ותקן את הצנתר לעור בתפר יחיד וקשרים משולשים על כל ניקוב לרוחב של הקטטר העורקי.
      7. חבר את הקטטר על צינורות קו עורקי כדי לאפשר אחזור של דגימות דם סדרתיות וניטור המודינמי רציף (לחץ עורקי, אינדקס לב, ומי ריאות במיוחד, כפי שנמדדו למשקל הגוף) עם התקן צג תפוקת לב קווי לב.

2. פגיעה חריפה ריאות הנגרמת על ידי חומצה

אזהרה: השתמש כפפות ומשקפיים במהלך שלב זה כדי למנוע כל סיכון של מגע של חומצה עם העור או העיניים)

  1. הפוך 100 מ"ל של HCl ב 0.05 M ו- pH 1.4.
  2. באמצעות ציון הדרך האנטומי של הקטע האחרון של העצם החזה, למדוד את המרחק בין קצה הצינור אנדוטראצ'אל ואת קרינה של החזירון.
  3. סמנו את המרחק הזה עם עט שחור על קטטר יניקה Ch14.
  4. הכנס את קטטר היניקה דרך צינור אנדוטרשל עד לציון הדרך השחור.
  5. להחדיר בעדינות 4 mL.kg-1 (משקל גוף) של חומצה דרך קטטר היניקה במשך מעל 3 דקות.
  6. הסר את צנתר היניקה.

3. אוורור מכני

  1. השתמש באוורור מבוקר נפח במכונת הנשמה לטיפול נמרץ.
  2. השתמש בנפח גאות ושפל של 6 mL.kg-1, לחץ חיובי של תפוגת קצה (PEEP) של 5 ס"מ2O, ושבר חמצן בהשראת (FiO2)של 40%.
  3. התאם את קצב הנשימה כדי לשמור על פחמן דו חמצני בקצה הגאות והשפל בין 35 ל 45 מ"מ כ"ג.
    הערה: בהתבסס על מחקרים קודמים37,40,41, פגיעה בריאה נחשבת הוקמה כאשר מתח חמצן עורקי (PaO2)-ל-FiO2 יחס יורד ל 25% מקו הבסיס, כ 1 שעה לאחר הטמעת HCl דרכי הנשימה.

4. הרדמה הלוגנית

הערה: התחל הרדמה באמצעות הרדמה הלוגן (סבופלוראן או איזופלוראן) לאחר פגיעה ריאות הנגרמת חומצה מושגת. לאחר מכן יש להפסיק את ההר הגהה תוך ורידי באמצעות פרופופול.

  1. מילוי המזרק (איור 1A):חבר את מתאם המילוי שסופק על ידי היצרן לבקבוק 250 מ"ל של החומר הלוגן ומזרק 60 מ"ל למתאם המילוי. הפוך את הבקבוק ומלא את המזרק על ידי דחיפה ומשיכת הבוכנה. סובבו את הבקבוק זקופים והוציאו את המזרק.
  2. ניקוי נבלות (איור 1B)
    1. מניחים את מסנן הפחם, המשמש להסרת גזי הרדמה פחמימניים הלוגן, קרוב למכונת ההנשמה.
    2. הסר את מכסה המגן ממסנן הפחם.
    3. חבר את מסנן הפחם לשסתום התפוגה של מכונת ההנשמה עם צינור גמיש.
  3. השתמש בהתקן השימור ההרדמה (התקן המשמש להרדמה בטיפול נמרץ בשאיפה) (איור 1C) כמתואר להלן.
    1. חבר את קו מייבש הממברנה של היומר ליציאת דגימת הגז של מכשיר ההרדמה.
    2. חבר צד אחד של קו דגימת הגז לקו מייבש הממברנה של היומר.
    3. חבר את הצד השני של קו דגימת הגז למנתח הגז.
    4. הכנס את מכשיר ההרדמה בין Y-חתיכה של מעגל הנשימה ואת צינור אנדוטראצ'אל.
    5. ודא כי מכשיר שימור הרדמה יש את הצד השחור למעלה והוא משופע כלפי מטה לכיוון החזירון.
  4. ספקו הרדמה בשאיפה באמצעות מכשיר ההסמכה להרדמה(איור 2).
    1. מניחים את המזרק הספציפי במשאבת המזרק.
    2. חבר את קו הסוכן ההרדמה למזרק.
    3. ראש קו הסוכן עם בולוס של 1.5 מ"ל של הסוכן הלוגן.
    4. התאם את קצב המשאבה ההתחלתי ב- mL.h-1 (הגדרות קצב משאבת המזרק הראשוני של איזופלוראן וסבופלוראן הן 3 ו- 5 מ"ל/ שעה, בהתאמה) לשבר סבופלוראן שפג תוקפו (FEsevo) או לערך שבר איזופלוראן שפג תוקפו (FEiso), כפי שמוצג במנתח הגז.
    5. ודא כי מנתח הגז מציג FEsevo %–FEiso % או ערך ריכוז תכרית מינימלי שווה ערך הגדול מאפס. במידת הצורך, לתת בולוס נוסף של 0.3 מ"ל של הסוכן הלוגן.
    6. התאם את קצב משאבת המזרק הדרוש כדי להגיע לריכוז מסוים בהתאם לנפח הדקות והריכוז הממוקד, עם שיעורים של 2-7 מ"ל-1 ו-4-10 מ"ל-1 להיות, באופן כללי, הקשורים לשברים שפג תוקפם של 0.2%-0.7% ו-0.5%-1.4% לאיזופלוריין42 וסבפלוריין28,43,בהתאמה.
    7. במהלך הניסוי, המשך ניהול של סוכנים הלוגן עם FEסבו ו FEמטרות iso של 0.8-1.1 ו 0.5-0.8, בהתאמה.

5. מדידות

  1. ניטור
    1. לאסוף פרמטרים שונים כפי שנמדד על ידי הצג החיצוני: קצב הלב, לחץ דם, ורוויה חמצן היקפי.
    2. פרמטרים רשומים כפי שנמדדו על ידי מכונת ההנשמה: נפח גאות ושפל, קצב נשימה, PEEP מוגדר, AUTO-PEEP (על ידי החלת תמרון אחיזה תפוגה של 5 s על מכונת ההנשמה), תאימות של מערכת הנשימה, התנגדות דרכי הנשימה, לחץ מישור מעורר השראה (על ידי החלת תמרון אחיזה מעורר השראה של 2 s על מכונת ההנשמה), לחץ השראה שיא, ולחץ נהיגה.
    3. חשב את קיבולת שיורית תפקוד הריאות באמצעות שיטת חנקן לשטוף פנימה / לשטוף החוצה אם משולב במכונת ההנשמה.
    4. השתמש מחוון תרמי שהוכנס בעבר בעורק הירך כדי למדוד את נפח המים החוץ וסקולריים של הריאות, אינדקס הלב, והתנגדות כלי דם מערכתית.
  2. דגימת נוזל בצקת ריאות לא מדוללת כדי למדוד את קצב ה- AFC נטו.
    1. הכנס קטטר יניקה רך 14 Fr לתוך תנוחה תקועה בסימפונות דיסטל דרך הצינור אנדוטרכאלי.
    2. יש לדגום נוזל ביזה למלכודת יניקה על ידי החלת יניקה עדינה.
    3. צנטריפוגה כל הדגימות ב 240 x g ב 4 °C (50 °F) במשך 10 דקות בצנטריפוגה בקירור.
    4. לאסוף את supernatants.
      הערה: ריכוז החלבון הכולל בנוזל בצקת ריאתית לא מדולל נמדד בשיטה צבעונית. מכיוון ששיעור הסיווג של נוזל בקתות מהחלל מכתמי גבוה בהרבה מקצב הסרת החלבון, שיעור ה-AFC נטו חושב כאחוז AFC = 100 × [1 - (חלבון בצית ראשוני /חלבון סך של בצית סופית)] ולאחר מכן דווח כ- %/h37. דגימות נוזל בצקת ריאתית לא מדוללות נאספות מבעלי החיים בבסיס ו -4 שעות מאוחר יותר, כפי שתואר בעבר34,44,45,46,47,48,49.
  3. דגימת שטיפה מיני סינכולבולרית.
    1. הכנס קטטר יניקה רך 14 Fr לתוך תנוחה תקועה בסימפונות דיסטל דרך צינור אנדוטרכאל.
    2. להחדיר 50 מ"ל של תמיסת נתרן כלורי 0.9% לתוך קטטר היניקה.
    3. מיד לדגום את הנוזל לתוך מלכודת יניקה.
    4. תאסוף את שטיפה מיני סימפונות.
      הערה: ריכוז החלבון הכולל במיני BAL נמדד בשיטה צבעונית, למשל, רמות הציטוקינים הפרו-דליקים, כגון TNF-α, IL-6, IL-1β ו- IL-18, נמדדות בשיטת אימונואמסה מולטיפלקס. דגימות נאספות 4 שעות לאחר פגיעת הריאות הנגרמת על ידי חומצה.
  4. ניתוח גז דם
    1. לאסוף גזי דם עורקיים דרך קו העורקים במזרק BD קבוע 3 מ"ל עם קצה BD Luer-Lok בקו הבסיס. מיד למדוד PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, לקטט בסרום, וקראטינין בסרום באמצעות מנתח גז דם נקודת טיפול.
    2. חזור על שלב זה כל שעה במשך 4 שעות לאחר הטמעת חומצה.
  5. דגימת ריאות
    1. להקריב את החזירון עם זריקה תוך ורידי של pentobarbital (150 mg.kg-1) בסוף הניסוי (4 שעות לאחר פגיעה בריאה הנגרמת חומצה).
    2. לנתח ולהסיר את כל הריאות. תקן עם אלכוהול אצטט פורמלין.
    3. מטמיעים בפרפין ופורסים בעובי של 10 מיקרומטר.
    4. כתם עם המטוקסילין ואוסין.
      הערה: ראיות היסתולוגיות לפגיעה בריאות ניתן להעריך באמצעות ציון פציעה היסתולוגיתסטנדרטית 50.

תוצאות

בניסוי זה, 25 חזירונים היו מרדים וחולקו לשתי קבוצות: 12 חזירונים בקבוצה הלא מטופלת (קבוצת SHAM) ו -13 חזירונים בקבוצה שנפגעה מחומצה (קבוצת HCl). אף חזירון לא מת לפני סוף הניסוי. ניתוח דו-כיווני של שונות (RM-ANOVA) הצביע על זמן משמעותי על ידי אינטראקציה קבוצתית (P < 10−4) עם השפעה מזיקה של ARDS המושרה HCl ע?...

Discussion

מאמר זה מתאר מודל ניסיוני לשחזור של ARDS המושרה על ידי ההטמעה התוך-מערכתית של HCl בחזירונים כדי לחקור את ההשפעות המגנות על הריאות של נדיפים הלוגנים, כגון סבופלוראן או איזופלוראן, המועברים באמצעות מכשיר שימור הרדמה.

המטרה העיקרית של מחקר זה הייתה לפתח מודל ניסיוני של ARDS שבו סוכנ...

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

המחברים רוצים להודות לצוות מגר"ד, מאוניברסיטת קלרמונט אוברן, ולמרכז הבינלאומי דה צ'יורג'י אנדוסקופיק (כולם בקלרמונט-פראנד, צרפת).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan69252651
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. . Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

163ARDS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved