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Résumé

Nous décrivons un modèle de syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) induit par l’acide chlorhydrique chez des porcelets recevant une sédation avec des agents halogénés, l’isoflurane et le sévoflurane, à l’intermédiaire d’un dispositif utilisé pour la sédation inhalée en soins intensifs. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes biologiques des agents halogénés sur les lésions pulmonaires et la réparation.

Résumé

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est une cause fréquente d’insuffisance respiratoire hypoxémique et de décès chez les patients gravement malades, et il est urgent de trouver des traitements efficaces. Des études précliniques ont montré que les agents halogénés inhalés peuvent avoir des effets bénéfiques dans les modèles animaux de SDRA. Le développement de nouveaux dispositifs pour administrer des agents halogénés à l’aide de ventilateurs modernes d’unités de soins intensifs (USI) a considérablement simplifié la distribution d’agents halogénés aux patients des unités de soins intensifs. Parce que des recherches expérimentales et cliniques antérieures suggéraient des avantages potentiels des volatiles halogénés, tels que le sévoflurane ou l’isoflurane, pour les lésions épithéliales alvéolaires pulmonaires et l’inflammation, deux repères physiopathologiques des lésions alvéolaires diffuses pendant le SDRA, nous avons conçu un modèle animal pour comprendre les mécanismes des effets des agents halogénés sur les lésions pulmonaires et la réparation. Après une anesthésie générale, une intubation trachéale et l’initiation d’une ventilation mécanique, le SDRA a été induit chez les porcelets par instillation intratrachéale d’acide chlorhydrique. Ensuite, les porcelets ont été sédés avec du sévoflurane ou de l’isoflurane inhalé à l’aide d’un dispositif de type USI, et les animaux ont été ventilés avec une ventilation mécanique protectrice des poumons pendant une période de 4 heures. Au cours de la période d’étude, des échantillons de sang et d’alvéoles ont été prélevés pour évaluer l’oxygénation artérielle, la perméabilité de la membrane alvéolaire-capillaire, la clairance du liquide alvéolaire et l’inflammation pulmonaire. Les paramètres de ventilation mécanique ont également été recueillis tout au long de l’expérience. Bien que ce modèle ait induit une diminution marquée de l’oxygénation artérielle avec une perméabilité alvéolaire-capillaire altérée, il est reproductible et se caractérise par un début rapide, une bonne stabilité dans le temps et aucune complication fatale.

Nous avons développé un modèle porcelet d’aspiration acide qui reproduit la plupart des caractéristiques physiologiques, biologiques et pathologiques du SDRA clinique, et il sera utile d’approfondir notre compréhension des effets protecteurs pulmonaires potentiels des agents halogénés délivrés par des dispositifs utilisés pour la sédation inhalée en USI.

Introduction

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est une cause fréquente d’insuffisance respiratoire hypoxémique et de décès chez les patients gravement malades1. Elle se caractérise à la fois par des lésions épithéliales et endothéliales alvéolaires diffuses, entraînant une augmentation de la perméabilité et de l’œdème pulmonaire, une altération de la clairance du liquide alvéolaire (AFC) et une aggravation de la détresse respiratoire2. La résorption de l’œdème alvéolaire et la récupération du SDRA nécessitent un transport de liquide épithélial à travers les alvéoles pour rester intact, ce qui suggère qu’un traitement améliorant l’AFC pourrait être utile3,4. Bien que la ventilation protectrice des poumons et une stratégie restrictive pour la thérapie par fluide intraveineux se soient avérées bénéfiques pour améliorer les résultats2,5, elles sont toujours associées à une mortalité et une morbidité élevées6. Par conséquent, il est urgent de développer des thérapies efficaces pour le syndrome et de mieux comprendre les mécanismes précis par lesquels de telles thérapies pourraient fonctionner.

Les anesthésiques halogénés, tels que l’isoflurane ou le sévoflurane, ont été largement utilisés pour l’anesthésie générale en salle d’opération. Le sévoflurane est associé à une diminution de l’inflammation dans les poumons des patients subissant une chirurgie thoracique et à une diminution des complications pulmonaires postopératoires, telles que le SDRA7. Des résultats similaires ont été trouvés dans une méta-analyse de patients après une chirurgie cardiaque8. Les volatiles halogénés ont également un effet bronchodilatateur9,10 et peut-être certaines propriétés qui protègent plusieurs organes, tels que le cœur8,11 et les reins12,13,14. Récemment, l’utilisation clinique d’anesthésiques inhalés comme sédatifs dans l’unité de soins intensifs (USI) a fait l’objet d’un intérêt croissant. Des études animales et humaines soutiennent les effets protecteurs du prétraitement avec des agents halogénés avant l’ischémie prolongée du foie15, du cerveau16, ou du cœur11. Les agents halogénés présentent également des avantages pharmacocinétiques et pharmacodynamiques potentiels par rapport aux autres agents intraveineux pour la sédation des patients gravement malades, notamment un début d’action rapide et un décalage rapide en raison d’une faible accumulation dans les tissus. Les agents halogénés inhalés diminuent les temps d’intubation par rapport à la sédation intraveineuse chez les patients subissant une chirurgie cardiaque17. Plusieurs études soutiennent l’innocuité et l’efficacité des agents halogénés dans la sédation des patients en usi18,19,20. Dans les modèles expérimentaux du SDRA, le sévoflurane inhalé améliore les échanges gazeux21,22,réduit l’œdème alvéolaire21,22et atténue l’inflammation pulmonaire et systémique23. L’isoflurane améliore également la réparation pulmonaire après une blessure en maintenant l’intégrité de la barrière alvéolaire-capillaire, éventuellement en modulant l’expression d’une protéine clé de jonction serrée24,25,26. De plus, les macrophages de souris qui ont été cultivés et traités avec de l’isoflurane ont eu de meilleurs effets phagocytaires sur les neutrophiles que les macrophages qui n’ont pas été traités avec de l’isoflurane27.

Cependant, les voies et mécanismes biologiques précis responsables des propriétés protectrices des poumons des anesthésiques volatils restent largement inconnus à ce jour, ce qui nécessite des recherches plus approfondies18. Des études supplémentaires sont également justifiées pour étudier les effets précis du sévoflurane sur les lésions pulmonaires et pour vérifier si les preuves expérimentales peuvent être traduites chez les patients. Le premier essai contrôlé randomisé de notre équipe a révélé que l’administration de sévoflurane inhalé chez les patients atteints de SDRA était associée à une amélioration de l’oxygénation et à une diminution des niveaux de cytokines pro-inflammatoires et de marqueurs de lésions épithéliales pulmonaires, tels qu’évalués par les récepteurs solubles plasmatiques et alvéolaires pour les produits finaux de glycation avancée (sRAGE)28 . Comme le sRAGE est maintenant considéré comme un marqueur de lésion alvéolaire de type 1 et un médiateur clé de l’inflammation alvéolaire, ces résultats pourraient suggérer certains effets bénéfiques du sévoflurane sur la lésion épithéliale alvéolaire pulmonaire21,29,30.

L’utilisation d’agents halogénés pour la sédation inhalée en usi a longtemps nécessité le déploiement de ventilateurs d’anesthésie en salle d’opération et de vaporisateurs à gaz dans l’unité de soins intensifs. Depuis lors, des réflecteurs anesthésiques adaptés à l’utilisation avec les ventilateurs de soins intensifs modernes ont été développés pour une utilisation spécifique dans l’unité de soins intensifs31. Ces appareils sont dotés de filtres d’échange de chaleur et d’humidité modifiés insérés entre la pièce en Y du circuit respiratoire et le tube endotrachéal. Ils permettent l’administration d’agents halogénés, l’isoflurane et le sévoflurane étant les plus fréquemment utilisés, et ils sont constitués d’une tige d’évaporateur poreuse en polypropylène, dans laquelle un agent liquide, délivré par une pompe à seringue spécifique, est libéré. L’agent halogéné est absorbé lors de l’expiration par un milieu réfléchissant contenu dans le dispositif et il est libéré lors de l’inspiration suivante, permettant la recirculation d’environ 90% de l’agent halogéné expiré31,32. Récemment, une version miniaturisée de l’appareil a été développée avec un espace mort instrumental de 50 mL, ce qui le rend encore plus adapté à une utilisation lors d’une ventilation ultra-protectrice chez les patients atteints de SDRA, avec des volumes courants pouvant être aussi bas que 200 mL31. Un tel dispositif miniaturisé n’a jamais été étudié dans un modèle expérimental de SDRA à porcelet.

Parce que des recherches antérieures soutiennent les rôles prometteurs des volatiles halogénés dans l’inflammation et les lésions alvéolaires pulmonaires au cours du SDRA, nous avons conçu un modèle animal expérimental pour parvenir à une compréhension translationnelle des mécanismes des effets des agents halogénés sur les lésions pulmonaires et la réparation33,34,35. Dans cette étude, nous avons développé un modèle de SDRA induit par l’acide chlorhydrique (HCl) chez les porcelets chez lesquels la sédation inhalée peut être administrée à l’aide de la version miniaturisée du dispositif de conservation de l’anesthésique, un dispositif de type USI. Ce grand modèle animal de SDRA pourrait être utilisé pour approfondir notre compréhension des effets potentiels de protection des poumons des agents halogénés inhalés.

Protocole

Le protocole d’étude a été approuvé par le Comité d’éthique animale Français du ministère de l’Éducation Nationale, de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche (numéro d’agrément 01505.03) avant d’être enregistré auprès de preclinicaltrials.eu(identifiant de registre préclinique PCTE0000129). Toutes les procédures ont été effectuées au Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne,Clermont-Ferrand, France, conformément aux directives Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Préparation des animaux et anesthésie

  1. Mode porcelet
    1. S’assurer que le protocole expérimental est conforme aux lignes directrices pour l’expérimentation animale, y compris les principes 3R (remplacement, réduction et raffinement) et les réglementations nationales / internationales.
    2. Obtenir les approbations du comité d’éthique pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’établissement concerné avant de commencer le protocole.
    3. Utilisez un porcelet Landrace blanc mâle (âgé de 2 à 4 mois; pesant de 10 à 15 kg).
    4. Placer le porcelet en position couchée après la prémédication à l’aide d’azopérérone intramusculaire (décrite au point 1.2.2).
  2. Induction de l’anesthésie
    1. Empêchez les animaux d’avoir de la nourriture pendant la nuit tout en permettant un accès libre à l’eau.
    2. Administrer une prémédication anxiolytique au porcelet à l’aide d’azopérone intramusculaire (2 mg.kg-1)derrière l’oreille.
    3. Appliquez une pression du doigt sur les tissus mous de la base auriculaire du porcelet pour identifier la veine auriculaire médiale et latérale.
    4. Insérez un cathéter 22 G intraveineux périphérique dans la veine auriculaire médiale ou latérale du porcelet. Suivez avec le cathéter à un angle peu profond de 45 ° à travers la peau et avancez jusqu’à ce que du sang apparaisse à travers le cathéter.
    5. Induire une anesthésie générale avec du propofol intraveineux (3 mg.kg-1) et du sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie par manque de réponse au réflexe de pédale.
  3. Intubation trachéale38,39
    1. Préparez le laryngoscope à l’aide d’une lame de laryngoscope Miller droite de taille 4.
    2. Passez le laryngoscope dans la cavité pharyngée et enfoncez la langue avec la lame du laryngoscope, rendant l’épiglotte visible.
    3. Visualisez l’ouverture du larynx du porcelet avant l’intubation orotrachéale.
    4. Insérez un tube endotrachéal menotté de 6 mm de diamètre interne.
    5. Gonfler le brassard du tube endotrachéal pour atteindre une pression du brassard d’environ 20–30 cmH2O.
    6. Fixez le tube endotrachéal au nez du porcelet avec du ruban chirurgical en micropore.
    7. Connectez-vous au ventilateur et lancez la ventilation mécanique en suivant les paramètres décrits à la section 3.
  4. Entretien de la sédation
    1. Maintenir l’anesthésie par perfusion intraveineuse continue de propofol (5 mg.kg-1 .h-1) avant une lésion pulmonaire induite par l’acide. L’infusion de propofol sera arrêtée lorsque les agents halogénés sont démarrés.
    2. Ajouter une perfusion intraveineuse continue de rémifentanil (10–20 μ g.kg−1 μh −1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1 μmin−1) pour la gestion de la douleur.
    3. Ajouter la perfusion intraveineuse continue de cisatracurium (0,2 mg.kg-10,h-1) pour un blocage neuromusculaire.
    4. Maintenir la température corporelle du porcelet à environ 38 °C à l’aide de couvertures chaudes.
    5. Surveillez l’activité de l’électrocardiogramme, la saturation périphérique en oxygène (SpO2)et la pression artérielle en continu à l’aide d’un moniteur externe.
  5. Chirurgie
    1. Insérer l’accès veineux central à l’aide d’une exposition chirurgicale de la veine jugulaire interne droite et de la méthode Seldinger pour insérer un cathéter de 3 lumens (7 Français, 16 cm).
      1. Faites une incision cutanée médiane sur l’aspect ventral du cou, à 2 cm latéralement de la trachée. Utilisez des pinces chirurgicales pour disséquer les tissus.
      2. Localiser la veine jugulaire interne (environ 1–2 cm de profondeur, latérale à l’artère carotide interne) et, à l’aide de l’aiguille (18 G, 6,35 cm), faire une ponction avec une orientation de direction craniocaudale.
      3. Avec la main, insérez le fil guide « J » (0,81 mm de diamètre, 60 cm) à travers l’aiguille. Retirez doucement l’aiguille et insérez rapidement un cathéter veineux à trois lignes dans la veine jugulaire interne le long du fil guide « J ». Retirez le fil guide « J » tout en maintenant le cathéter veineux en place.
      4. Aspirer le sang à travers chaque ligne du cathéter veineux pour éliminer l’air des différentes lignes et rincer avec 5 mL de solution saline (0,9% NaCl) pour rincer les trois lignes.
      5. Suturez la peau avec un fil de suture 3.0 non résorbable suivant le motif continu de Lembert et fixez le cathéter à la peau avec un seul point et des nœuds triples sur chaque perforation latérale du cathéter veineux central.
    2. Insérer une ligne artérielle par exposition chirurgicale de l’artère fémorale droite et utiliser la méthode Seldinger pour insérer le cathéter de thermodilution (3–5 Français, 20 cm).
      1. Placez le membre antérieur droit du porcelet en extension.
      2. Faites une incision cutanée sur la région droite de l’aine du porcelet. Utilisez des pinces chirurgicales pour disséquer les tissus sous-cutanés et musculaires.
      3. Localiser l’artère fémorale droite en palpant le pouls fémoral (environ 3–4 cm de profondeur) et, à l’aide de l’aiguille (19 G, 54 mm), faire une ponction avec une orientation de direction caudocrânienne.
      4. Insérez le fil guide « J » à travers l’aiguille. Retirez doucement l’aiguille et insérez rapidement un cathéter artériel dans l’artère fémorale le long du fil guide. Retirez le fil guide tout en maintenant le cathéter en place.
      5. Retirez l’air du cathéter artériel et rincez avec une solution saline pour rincer la ligne.
      6. Suturez la peau avec un fil de suture 3.0 non résorbable suivant le motif continu de Lembert et fixez le cathéter à la peau avec un seul point et des nœuds triples sur chaque perforation latérale du cathéter artériel.
      7. Branchez le cathéter sur un tube de ligne artérielle pour permettre la récupération d’échantillons de sang en série et une surveillance hémodynamique continue (pression artérielle, indice cardiaque et eau pulmonaire extravasculaire, indexée au poids corporel) avec un dispositif de surveillance du débit cardiaque à contour d’impulsion.

2. Lésion pulmonaire aiguë induite par l’acide

ATTENTION : Utilisez des gants et des lunettes pendant cette étape pour éviter tout risque de contact de l’acide avec la peau ou les yeux)

  1. Faire 100 mL de HCl à 0,05 M et pH 1,4.
  2. En utilisant le repère anatomique du dernier segment du sternum, mesurez la distance entre l’extrémité du tube endotrachéal et la carène du porcelet.
  3. Marquez cette distance avec un stylo noir sur un cathéter d’aspiration Ch14.
  4. Insérez le cathéter d’aspiration à travers le tube endotrachéal jusqu’au point de repère noir.
  5. Instillez doucement 4 mL.kg-1 (poids corporel) d’acide à travers le cathéter d’aspiration pendant plus de 3 min.
  6. Retirez le cathéter d’aspiration.

3. Ventilation mécanique

  1. Utilisez une ventilation à volume contrôlé sur un ventilateur de soins intensifs.
  2. Utilisez un volume courant de 6 mL.kg-1,une pression expiratoire positive (PEEP) de 5 cmH2O et une fraction d’oxygène inspirée (FiO2) de 40%.
  3. Ajuster la fréquence respiratoire pour maintenir le dioxyde de carbone de fin de marée entre 35 et 45 mmHg.
    REMARQUE: Sur la based’étudesantérieures37,40,41, la lésion pulmonaire est considérée comme établie lorsque le rapport entre la tension artérielle en oxygène (PaO2)et le FiO2 diminue à 25% par rapport à l’inclusion, environ 1 h après l’instillation de HCl dans les voies respiratoires.

4. Anesthésiques halogénés

REMARQUE: Commencez la sédation à l’aide d’anesthésiques halogénés (sévoflurane ou isoflurane) une fois que la lésion pulmonaire induite par l’acide est obtenue. La sédation intraveineuse à l’aide de propofol doit alors être interrompue.

  1. Remplissage de la seringue (Figure 1A): Fixez l’adaptateur de remplissage fourni par le fabricant au flacon de 250 mL de l’agent halogéné et une seringue de 60 mL à l’adaptateur de remplissage. Tournez le flacon à l’envers et remplissez la seringue en poussant et en tirant sur le piston. Tournez le flacon à la verticale et retirez la seringue.
  2. Récupération (Figure 1B)
    1. Placez le filtre à charbon, utilisé pour éliminer les gaz anesthésiques hydrocarbonés halogénés, près du ventilateur.
    2. Retirez le capuchon de protection du filtre à charbon.
    3. Connectez le filtre à charbon à la valve expiratoire du ventilateur à l’avec un tube flexible.
  3. Utilisez le dispositif de conservation de l’anesthésique (dispositif utilisé pour la sédation inhalée en USI)(Figure 1C) comme décrit ci-dessous.
    1. Connectez la ligne de séchage à membrane ionomère à l’isole de prélèvement de gaz du dispositif de conservation de l’anesthésique.
    2. Connectez un côté de la conduite d’échantillonnage de gaz à la ligne de séchage à membrane ionomère.
    3. Connectez l’autre côté de la conduite d’échantillonnage de gaz à l’analyseur de gaz.
    4. Insérez le dispositif de conservation de l’anesthésique entre la pièce en Y du circuit respiratoire et le tube endotrachéal.
    5. Assurez-vous que le dispositif de conservation de l’anesthésique a le côté noir vers le haut et est incliné vers le porcelet.
  4. Délivrer la sédation inhalée à l’intermédiaire du dispositif de conservation de l’anesthésique (Figure 2).
    1. Placez la seringue spécifique dans la pompe à seringue.
    2. Connectez la ligne d’agent anesthésique à la seringue.
    3. Amorcer la ligne d’agent avec un bolus de 1,5 mL de l’agent halogéné.
    4. Adaptez le débit initial de la pompe en mL.h-1 (les réglages initiaux de la vitesse de la pompe de seringue de l’isoflurane et du sévoflurane sont respectivement de 3 et 5 mL /h) à la fraction de sévoflurane expirée ciblée (FEsevo) ou à la fraction d’isoflurane expirée (FEiso), telle qu’affichée sur l’analyseur de gaz.
    5. Assurez-vous que l’analyseur de gaz affiche une valeur de concentration alvéolaire minimale équivalente de FEsevo %–FEiso % ou équivalente supérieure à zéro. Si nécessaire, donnez un bolus supplémentaire de 0,3 mL de l’agent halogéné.
    6. Adapter le débit de la pompe de la seringue nécessaire pour atteindre une certaine concentration en fonction du volume minute et de la concentration ciblée, avec des taux de 2–7mL.h-1 et 4–10 mL.h-1étant, en général, associés à des fractions expirées de 0,2%–0,7% et 0,5%–1,4% pour l’isoflurane42 et le sévoflurane28,43, respectivement.
    7. Au cours de l’expérience, poursuivre l’administration des agents halogénés avec des cibles iso FEsevo et FEde 0,8–1,1 et 0,5–0,8, respectivement.

5. Mesures

  1. Surveillance
    1. Collectez différents paramètres mesurés par le moniteur externe : fréquence cardiaque, pression artérielle et saturation périphérique en oxygène.
    2. Enregistrer les paramètres mesurés par le ventilateur : volume courant, fréquence respiratoire, PEEP réglé, auto-PEEP (en appliquant une manœuvre de maintien expiratoire de 5 s sur le ventilateur), conformité du système respiratoire, résistance des voies respiratoires, pression du plateau inspiratoire (en appliquant une manœuvre de maintien inspiratoire de 2 s sur le ventilateur), pression inspiratoire maximale et pression motrice.
    3. Calculer la capacité résiduelle fonctionnelle pulmonaire à l’aide de la méthode Nitrogen Wash In/Wash Out si elle est intégrée dans le ventilateur.
    4. Utilisez l’indicateur thermique précédemment inséré dans l’artère fémorale pour mesurer le volume d’eau extravasculaire des poumons, l’indice cardiaque et la résistance vasculaire systémique.
  2. Prélèvement de liquide d’œdème pulmonaire non dilué pour mesurer le taux net d’AFC.
    1. Insérez un cathéter d’aspiration souple 14 Fr dans une position coincée dans la bronche distale à travers le tube endotrachéal.
    2. Échantillonnez le liquide d’œdème dans un piège d’aspiration en appliquant une aspiration douce.
    3. Centrifuger tous les échantillons à 240 x g à 4 °C pendant 10 min dans une centrifugeuse réfrigérée.
    4. Collectez les surnageants.
      REMARQUE: La concentration totale en protéines dans le liquide d’œdème pulmonaire non dilué est mesurée à l’aide d’une méthode colorimétrique. Étant donné que le taux de clairance du liquide d’œdème de l’espace alvéolaire est beaucoup plus rapide que le taux d’élimination des protéines, le taux net d’AFC a été calculé comme pourcentage AFC = 100 × [1 - (protéine d’œdème initial / protéine totale de l’œdème final)] et a ensuite été rapporté comme %/h37. Des échantillons de liquide d’œdème pulmonaire non dilué sont prélevés sur les animaux au départ et 4 h plus tard, comme décrit précédemment34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini prélèvement de lavage broncho-alvéolaire.
    1. Insérez un cathéter d’aspiration souple de 14 Fr dans une position coincée dans une bronche distale à travers le tube endotrachéal.
    2. Instiller 50 mL d’une solution de chlorure de sodium à 0,9 % dans le cathéter d’aspiration.
    3. Échantillonnez rapidement le fluide dans un piège d’aspiration.
    4. Recueillir le mini lavage broncho-alvéolaire.
      REMARQUE: La concentration totale en protéines dans le mini BAL est mesurée avec une méthode colorimétrique et, par exemple, les niveaux de cytokines pro-inflammatoires, telles que le TNF-α, l’IL-6, l’IL-1β et l’IL-18, sont mesurés à l’aide d’une méthode d’immunodosage multiplex. Les échantillons sont prélevés 4 h après la lésion pulmonaire induite par l’acide.
  4. Analyse des gaz sanguins
    1. Recueillir les gaz du sang artériel à travers la ligne artérielle dans une seringue préréglée BD de 3 mL avec la pointe BD Luer-Lok au départ. Mesurez immédiatement laPaO2/ FiO2 , la PaCO2,lepH, le lactate sérique et la créatinine sérique à l’aide d’un analyseur de gaz sanguin au point de service.
    2. Répétez cette étape toutes les heures pendant 4 h après l’instillation d’acide.
  5. Échantillonnage pulmonaire
    1. Sacrifier le porcelet avec une injection intraveineuse de pentobarbital (150 mg.kg-1) à la fin de l’expérience (4 h après une lésion pulmonaire induite par l’acide).
    2. Disséquer et enlever les poumons entiers. Fixer avec du formol acétifié à l’alcool.
    3. Incorporer dans de la paraffine et trancher à une épaisseur de 10 μm.
    4. Coloration avec de l’hématoxyline et de l’éosine.
      REMARQUE: Les preuves histologiques de lésions pulmonaires peuvent être évaluées à l’aide d’un score standardisé de lésion histologique50.

Résultats

Pour cette expérience, 25 porcelets ont été anesthésiés et divisés en deux groupes: 12 porcelets dans le groupe non traité (groupe SHAM) et 13 porcelets dans le groupe blessé à l’acide (groupe HCl). Aucun porcelet n’est mort avant la fin de l’expérience. Une analyse bidirectionnelle à mesures répétées de la variance (RM-ANOVA) a indiqué un temps significatif par interaction de groupe (P < 10−4) avec un effet néfaste du SDRA induit par HCl surPaO2/ FiO2, par rapport...

Discussion

Cet article décrit un modèle expérimental reproductible du SDRA induit par l’instillation intratrachéale de HCl chez les porcelets afin d’étudier les effets protecteurs pulmonaires des substances volatiles halogénées, telles que le sévoflurane ou l’isoflurane, administrées à l’aide d’un dispositif de conservation anesthésique.

L’objectif principal de cette étude était de développer un modèle expérimental de SDRA dans lequel des agents volatils pourraient être admin...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le personnel du GreD, de l’Université Clermont Auvergne et du Centre International de Chirurgie Endoscopique (tous à Clermont-Ferrand, France).

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan69252651
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

Références

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
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