המימון ניתן על ידי המכון הלאומי לבריאות (EB 001,013), מדעי הטבע וההנדסה מועצת המחקר של קנדה קנדה המכונים לחקר בריאות. אנו מודים לד&quot;ר AP מקגיגן עבור המומחיות שלה לסייע בפיתוח של מודולים.

1) הכנת Tubing <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים 2-3 מ &#39;אורך של צינורות פוליאתילן (0.76 מזהה מ&quot;מ x 1.22 מ&quot;מ OD). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נושא מחט 20 G1 לתוך קצה אחד של הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצינור קויל מקום בנרתיק הממירים עצמית חותם (7 1 / 2 &quot;x 13&quot;). שני הקצוות של הצינור צריך להיות ממוקם בסוף unsealed של התיק והדביקה במקום עם הקלטת עיקור גז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיק חותם וגז לעקר. </li></ol> 2) נטרול של קולגן הערה: 1 מ&quot;ל של הקולגן ממלא בערך 2 מ &#39;של צינורות פוליאתילן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הסכום הדרוש של קולגן הדרושים באורך הרצוי של צינור לתוך צינור חרוטי 15 מ&quot;ל ולשמור על הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 128 UL של 10x α-ממ לכל מ&quot;ל של קולגן על הצינור ומערבבים שוב ושוב על ידי pipetting את הפתרון. הערה: (1) הפתרון צריך להפוך צהוב כמו α-ממ מעורבב לתוך הקולגן acidified ו (2) מנסים למזער בועות כאשר ערבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנטרל את הקולגן ידי הוספת 0.8 סודיום ביקרבונט M עד הקולגן יש pH של 7.4. להערכה הכללית של נתרן ביקרבונט להוסיף pH עד הפתרון קולגן הצהוב הופך צבע ורוד בהיר. הערה: בדרך כלל לוקח 30-60 μL לכל מ&quot;ל כל אחד קולגן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור קולגן מנוטרל על הקרח עד מוכן לשימוש כמו קולגן מנוטרל יהיה ג&#39;ל אם לא שמר על 4 ° C. </li></ol> 3) הטבעת של תאים (אופציונלי) הערה: בהתאם לסוג התא תאים יכול להיות מוטבע בריכוז של בין 1 מיליון תאים לכל מ&quot;ל עד 20 מיליון תאים לכל מ&quot;ל. השתמש בינוני נדרש התאים שברצונך להטביע. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מדיה מתאי ולשטוף עם 5 מ&quot;ל PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר PBS ולהוסיף 3 מ&quot;ל טריפסין-EDTA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה התאים טריפסין-EDTA במשך 5 דקות ב 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend תאים 7 מדיה מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת את המספר הדרוש של תאים להטבעת אל צינור חרוטי 15 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גלולה התאים XG ב 300 דקות 5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את התקשורת גלולה התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend התאים הקולגן לנטרל ולשמור על הקרח. </li></ol> 4) gelling של קולגן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בארון בטיחות ביולוגית לחתוך את הקצה האטום של שקית המכילה את צינורות פוליאתילן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק 3 מ&quot;ל עד 20 גרם של המחט בקצה אחד של צינורות בעזרת פינצטה מעוקרים. שמור את צינורות בתיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הקצה השני של הצינור לתוך הקולגן לנטרל עד קצה הוא בחלק התחתון של צינור חרוטי באמצעות פינצטה מעוקרים. שמור את צינור חרוטי על הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את הקולגן לתוך צינורות פוליאתילן ידי retracting על הבוכנה של המזרק באיטיות. הערה: אם קולגן הוא נכנס בצינור במהירות ואז יהיה בועות הטופס הקולגן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר משיכת קולגן באמצעות צינורות, למשוך את המחט 20 גרם מתוך צינורות ולשים בשני הקצוות בחזרה לשקית. את השקית Tape עצומות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה את התיק על 37 מעלות צלזיוס למשך 60 דקות. אם קולגן מכילה תאים ואז להעיף את התיק מעל 15 דקות מדי. כך התאים אינם להשתקע לצד אחד של המודול. </li></ol> 5) חיתוך של Tubing מכיל קולגן בג&#39;ל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כותרות החיטוי ואת להב עבור המכשיר חיתוך מגש להחזיק בצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב את מכשיר חיתוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צינורות מקום מגש סטרילי מול חיתוך המכשיר לטעון את צינורות לתוך מכשיר החיתוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת צינור חרוטי 50 מ&quot;ל המכיל 25 מ&quot;ל של התקשורת בנקודת היציאה של המכשיר חיתוך לאסוף את המודולים לחתוך. הערה: המדיה המכילה השתמש FBS אפילו בלבד קולגן מודולים כמו המודולים לא נפרד מן צינורות ללא FBS בתקשורת. אם המודולים מכילים תאים להשתמש בתקשורת נדרש התאים מוטבע. אם אין תאים מוטבע המודולים להשתמש בתקשורת עבור לתאי אנדותל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מכשיר חיתוך לחתוך 2 מ&quot;מ של צינורות באורכים וחתך את הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה לחתוך מודולים ב 37 מעלות צלזיוס למשך 60 דקות בצינור חרוטי 50 מ&quot;ל. </li></ol> 6) הסרת מודולים קולגן מ - Tubing <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> וורטקס צינור חרוטי 50 מ&quot;ל המכיל מודולים צינורות במשך 10 שניות. הערה: כאשר עדין המפריד מודולים מוטבע עם צפיפות התאים גבוהה כדי למנוע שבירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בואו מודולים ליישב לתחתית של התחתית. לוקח בערך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות פה רחב פיפטה 10 מ&quot;ל סרולוגיות העברת מודולים התיישבו על צינור חרוטי 15 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 6.1-6.3 פעמיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור לשלב 7 כדי מודולים מעיל עם לתאי אנדותל או מודולים להעביר לצלחת ללא רקמה תרבות מטופלים. </li></ol> 7) ציפוי מודולים עם לתאי אנדותל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליישב מודולים לתוך החלק התחתון של צינור חרוטי 15 מ&quot;ל עם 5 מ&quot;ל של המדיה עבור הדואר משובצים בתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מדיה מתאי אנדותל ולשטוף עם 5 מ&quot;ל PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר PBS ולהוסיף 3 מ&quot;ל טריפסין-EDTA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה התאים טריפסין-EDTA במשך 5 דקות ב 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend תאים 7 מדיה מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאים. זקוק 5x10 6 תאים אנדותל לכל מ&quot;ל של מודולים ארוז בחלק התחתון של צינור חרוטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גלולה התאים XG ב 300 דקות ו - 5 resuspend ב 5 מ&quot;ל מדיה תא האנדותל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוסיפים 5 מ&quot;ל של התקשורת המכיל בתאי האנדותל של מודולים. הערה: זה נותן יחס של 50:50 בין שני סוגי המדיה אשר מצאנו לעבוד ההישרדות והפעילות של שני סוגי התאים. מבחן השימוש מדיום שיתוף התרבות גובשה כדי להבטיח תחזוקה נאותה של פנוטיפים של שני סוגי התאים לפני השימוש בו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה מודולים עם לתאי אנדותל הן סטטי דינמי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבלת תערובת סטטי עם מודולים הדגירה לתאי אנדותל על ידי היפוך ולהגדיר את הצינור זקוף על 37 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות. חזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דינאמי זרע לתאי אנדותל ידי מנענעת בעדינות את הצינור ב 37 מעלות צלזיוס למשך 60 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור הדגירה סטטי פעמיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המודולים צלחת שאינם רקמת תרבות מטופלים דגירה לילה בשעה 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום למחרת מודולים צלחת הלא רקמה חדשה תרבות שטופלו התקשורת טרי (לערבב 50:50 אם באמצעות שיתוף התרבות המערכת) כדי להסיר לתאי אנדותל פנויות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה מודולים כי הם מצופים בתאי האנדותל עד שהם מכסים 100% מכלל השטח של המודולים. זה בדרך כלל לוקח בערך 7 ימים. </li></ol> 8) נציג תוצאות: המודולים ייראה גלילי כשהם יוסרו מן הצינור. אם המודולים מכילים תאים משובצים ו / או מכוסים בתאי האנדותל הם יכולים החוזה עד 50% בנפח ולפתח צורה סגלגלה (איור 1). המודולים גם להיות צפופים יותר אטום כאשר נצפים על ידי מיקרוסקופ אור (איור 1). גם כאשר בתאי האנדותל הם ומחוברות על פני השטח של המודולים יש היווצרות של צמתים צמודים אשר ניתן לראות על ידי צביעה immunofluorescence של VE-cadherin (איור 2). העברת ניתוח המוניים הוכיחה כי מודולים מסוגלים לתמוך צפיפות התא גבוה (7 8x10 תאים / ס&quot;מ 3) מבלי לפתח גרעין נמקי כתוצאה תחבורה חמצן לקויה, אשר לעיתים קרובות בעייתית ברקמות גדולות יותר (למשל מודולים של קוטר גדול, D = 1.4 מ&quot;מ) (איור 3). <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig1.jpg" alt="איור 1" /> איור 1: מודול ייצור והתכווצות. התכווצות מודול התרחשו במהלך שלושת הימים הבאים HUVEC-C (קו תאים אנדותל) זריעת תוצאות מודול בקוטר קטן יותר באופן משמעותי ואורך (p &lt;0.001) (A). Embedded HepG2 התאים היו מפוזרים באופן אחיד בכל פעם של ייצור בתוך מודולים שמרו על כדאיות גבוהה (B). [תאים חיים ירוק; תאים מתים אדום] [עיבוד Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2: VE-cadherin מכתים immunofluorescent של צמתים EC תא הדוק 10 ימים לאחר RAEC שבו מצופה על פני השטח של המודול. בר סולם = 50 מיקרומטר. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3: מכתים trichrome של מאסון של מודולים טיפוסי (בקוטר 0.76 מ&quot;מ הראשונית) ומודולים גדול (בקוטר 1.4 מ&quot;מ הראשונית) להדגים את ההשפעה של מגבלות דיפוזיה חמצן. שבעה ימים לאחר ייצור, מספר גדול של תאים מתים יצרו בתוך הליבה של מודולים גדולים (הפאנל הימני התחתון), ומשאיר רק שפה רזה (~ 200μm עבה) של תאים קיימא. לעומת זאת, מודולים קטן שמרה על התפלגות אחידה גבוה של תאים חיים. [מודולים משובץ HepG2 תאים מצופים בתאי האנדותל.] [הפיקוח Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4: (א) HMEC-1 seeded על poloxamine - מודולים קולגן. אחרי יום 1 של זריעת poloxamine-קולגן מודולים לשמור על צורה גלילית שלהם ויש מוגבל מצורף תכונות התא לעומת מודולים קולגן בלבד. בר סולם = 200 מיקרומטר. (ב) מיקרוסקופ אור תמונה של מודול המכיל קולגן PLGA מבוססי microspheres מתכלה. בר סולם = 500 מיקרומטר. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig5.jpg" alt="איור 5" /> איור 5: דוגמאות של מבחני חוץ גופית. (א) assay אנגיוגנזה: נימי כמו תצורות על מודול seeded עם לתאי אנדותל ניתן לאתר בקלות לכמת לאחר 5 ימים של דגירה עם שומן המופק מתאי גזע. (ב) מיקרוסקופיה Confocal תמונות של assay חי / מת על מודולים שבו staining עבור תאים חיים ירוק עבור תאים מתים אדום. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig6.jpg" alt="איור 6" /> איור 6: מודולים קולגן המכיל מוטבעים בתאי גזע mesenchymal ושכבת פני השטח של תאים אנדותל. מודולים נחשפו ללחץ גזירה (~ 0.64 dyn / cm 2) למשך 7 ימים בתא microfluidic ולהתחיל להראות היתוך בנקודות המגע. בתאי האנדותל הם מוכתמים vWF (חום) לבין גרעינים mesenchymal בתאי גזע להופיע כחול (H &amp; E). בר סולם = 100μm. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig7.jpg" alt="איור 7" /> איור 7: מאות מודולים קולגן המכיל שומן, נגזר בתאי גזע (ASC) ומצופה אדם לתאי אנדותל כלי הדם (HMEC) הם מושתל מתחת לעור עכבר ללמוד ASC / HMEC אינטראקציה in vivo עבור יישומים התחדשות שומן.

<ol>
	<li>Chamberlain, M. D., Gupta, R., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chimeric+vessel+tissue+engineering+driven+by+endothelialized+modules.">Chimeric vessel tissue engineering driven by endothelialized modules.</a> , (2010).</li><li>Corstorphine, L. E., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effectiveness+factor+and+diffusion+limitations+in+collagen+gel+modules+containing+HepG2+cells.">Effectiveness factor and diffusion limitations in collagen gel modules containing HepG2 cells.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2010).</li><li>Gupta, R., Van Rooijen, N., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+endothelialized+modular+constructs+implanted+in+an+omental+pouch+in+nude+rats.">Fate of endothelialized modular constructs implanted in an omental pouch in nude rats.</a> Tissue Eng. Part A 15, 2875-2887 (2009).</li><li>Leung, B. M., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modular+tissue+engineering+construct+containing+smooth+muscle+cells+and+endothelial+cells.">A modular tissue engineering construct containing smooth muscle cells and endothelial cells.</a> Ann Biomed Eng. 35, 2039-2049 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Leung, B., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+cell-containing+gel+modules+to+assemble+modular+tissue-engineered+constructs+[corrected].">Fabrication of cell-containing gel modules to assemble modular tissue-engineered constructs [corrected].</a> Nat Protoc. 1, 2963-2969 (2006).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularized+organoid+engineered+by+modular+assembly+enables+blood+perfusion.">Vascularized organoid engineered by modular assembly enables blood perfusion.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 11461-11466 (2006).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modular+tissue+engineering:+fabrication+of+a+gelatin-based+construct.">Modular tissue engineering: fabrication of a gelatin-based construct.</a> J Tissue Eng Regen Med. 1, 136-145 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+fabrication+of+sub-mm-sized+modules+containing+encapsulated+cells+for+modular+tissue+engineering.">Design and fabrication of sub-mm-sized modules containing encapsulated cells for modular tissue engineering.</a> Tissue Eng. 13, 1069-1078 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+criteria+for+a+modular+tissue-engineered+construct.">Design criteria for a modular tissue-engineered construct.</a> Tissue Eng. 13, 1079-1089 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thrombogenicity+of+human+umbilical+vein+endothelial+cell+seeded+collagen+modules.">The thrombogenicity of human umbilical vein endothelial cell seeded collagen modules.</a> Biomaterials. 29, 2453-2463 (2008).</li><li>Sosnik, A., Leung, B., McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen/poloxamine+hydrogels:+cytocompatibility+of+embedded+HepG2+cells+and+surface-attached+endothelial+cells.">Collagen/poloxamine hydrogels: cytocompatibility of embedded HepG2 cells and surface-attached endothelial cells.</a> Tissue Eng. 11, 1807-1816 (2005).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

יש לנו מספר מפוברק שונים מיקרו רקמות באמצעות מודולים מוטבע עם סוגי תאים שונים 1-11. יש לנו מוטבע בהצלחה cardiomyocytes העיקרי, איים, בתאי גזע השומן ותאי סטרומה mesenchymal כמו גם כמה שורות תאים כולל HepG2, NIH 3T3 ו 9 שיבוט תאים בכבד. יש לנו מצופה מודולים עם מספר סוגים של תאים אנדותל כ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Intramedic tubing PE60</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickson</td>
<td>427416</td>
<td>Different diameter of tubing can be used to change the diameter of the modules</td>
</tr>
<tr>
<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>20012-027</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Trypsin-EDTA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>25200-072</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Purcol acidificed collagen, 3 mg/mL</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cedarlane</td>
<td>5005-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sodium bicarbonate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>S5761</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>20G needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickson</td>
<td>305175</td>
<td>Diameter of the needle needs to be similar to the diameter of the tubing</td>
</tr>
<tr>
<td>3 mL syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>309585</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>15 mL tube</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>352096</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>50 mL tube</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>352070</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Convertors Self-Seal Pouch 7 1/2&#x201D; x 13&#x201D;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cardinal Health</td>
<td>92713</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml Wide Tip serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357504</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357551</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>5 ml serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357543</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

fabrication of micro-tissues using modules of collagen gel containing cells

פרוטוקול זה מתאר את ייצור של סוג של מיקרו הרקמות נקרא מודולים. הגישה מודול מחולל אחיד, רקמות מדרגי vascularized. המודולים יכולים להיות עשויים קולגן כמו גם חומרים gelable או crosslinkable אחרים. הם כ -2 מ&quot;מ אורך ו 0.7 מ&quot;מ קוטר על ייצור אבל לכווץ בגודל עם תאים מוטבע או כאשר המודולים הם מצופים בתאי האנדותל. מודולים בנפרד הם קטנים מספיק שתאי המוטבע בתוך מגבלת דיפוזיה של חמצן וחומרים מזינים אחרים, אבל מודולים יכול להיות ארוזים יחד כדי ליצור רקמות גדול כי הם perfusable. רקמות אלה מודולרי בבנייה כי תאים מסוגים שונים יכול להיות מוטבע או מצופה על מודולים לפני שהם ארוזים יחד כדי ליצור רקמות מורכבות. ישנם שלושה שלבים עיקריים שהופך את המודולים: (1) לנטרל את הקולגן הטבעה תאים זה, (2) gelling קולגן בצינור חיתוך מודולים ו (3) ציפוי מודולים עם לתאי אנדותל.

Watch this Scientific Journal Video about Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells at JoVE.com

Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

יצירה של מיקרו רקמות באמצעות ג&#39;ל קולגן גלילי, המכונה מודולים, המכילות תאים אשר מוטבעים משטח מצופה בתאי האנדותל.

ייצור של מיקרו-רקמות באמצעות מודולים של קולגן ג&#39;ל התאים המכילים

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized ...

fabrication-micro-tissues-using-modules-collagen-gel-containing

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.6K Views.  University of Toronto. יצירה של מיקרו רקמות באמצעות ג'ל קולגן גלילי, המכונה מודולים, המכילות תאים אשר מוטבעים משטח מצופה בתאי האנדותל.

Video: Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

Fabrication of Micropatterned Hydrogels for Neural Culture Systems using Dynamic Mask Projection Photolithography

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the need for 3D environments to represent in vitro experiments which better mimic in vivo qualities 1-3. Studies in fields such as cancer research 4, neural engineering 5, cardiac physiology 6, and cell-matrix interaction7,8have shown cell behavior differs substantially between traditional monolayer cultures and 3D constructs.
Hydrogels are used as 3D environments because of their variety, versatility and ability to tailor molecular composition through functionalization 9-12. Numerous techniques exist for creation of constructs as cell-supportive matrices, including electrospinning13, elastomer stamps14, inkjet printing15, additive photopatterning16, static photomask projection-lithography17, and dynamic mask microstereolithography18. Unfortunately, these methods involve multiple production steps and/or equipment not readily adaptable to conventional cell and tissue culture methods. The technique employed in this protocol adapts the latter two methods, using a digital micromirror device (DMD) to create dynamic photomasks for crosslinking geometrically specific poly-(ethylene glycol) (PEG) hydrogels, induced through UV initiated free radical polymerization. The resulting "2.5D" structures provide a constrained 3D environment for neural growth. We employ a dual-hydrogel approach, where PEG serves as a cell-restrictive region supplying structure to an otherwise shapeless but cell-permissive self-assembling gel made from either Puramatrix or agarose. The process is a quick simple one step fabrication which is highly reproducible and easily adapted for use with conventional cell culture methods and substrates.
Whole tissue explants, such as embryonic dorsal root ganglia (DRG), can be incorporated into the dual hydrogel constructs for experimental assays such as neurite outgrowth. Additionally, dissociated cells can be encapsulated in the photocrosslinkable or self polymerizing hydrogel, or selectively adhered to the permeable support membrane using cell-restrictive photopatterning. Using the DMD, we created hydrogel constructs up to ~1mm thick, but thin film (&lt;200 &mu;m) PEG structures were limited by oxygen quenching of the free radical polymerization reaction. We subsequently developed a technique utilizing a layer of oil above the polymerization liquid which allowed thin PEG structure polymerization.
In this protocol, we describe the expeditious creation of 3D hydrogel systems for production of microfabricated neural cell and tissue cultures. The dual hydrogel constructs demonstrated herein represent versatile in vitro models that may prove useful for studies in neuroscience involving cell survival, migration, and/or neurite growth and guidance. Moreover, as the protocol can work for many types of hydrogels and cells, the potential applications are both varied and vast.

Simple techniques are described for the rapid production of microfabricated neural culture systems using a digital micromirror device for dynamic mask projection lithography on regular cell culture substrates. These culture systems may be more representative of natural biological architecture, and the techniques described could be adapted for numerous applications.

המצאה של הידרוג micropatterned למערכות התרבות עצבית באמצעות photolithography דינמי הקרנה מסכת

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an integral part of normal tissue renewal, excessive amount of remodeling activity is involved in tumors, arthritis, and many other pathological conditions. During collagen remodeling, the triple helical structure of collagen molecules is disrupted by proteases in the extracellular environment. In addition, collagens present in many histological tissue samples are partially denatured by the fixation and preservation processes. Therefore, these denatured collagen strands can serve as effective targets for biological imaging. We previously developed a caged collagen mimetic peptide (CMP) that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands by forming triple helical structure, which is unique to collagens. The overall goals of this procedure are i)&#160;to image denatured collagen strands resulting from normal remodeling activities in vivo, and ii) to visualize collagens in ex vivo tissue sections using the photo-triggered caged CMPs. To achieve effective hybridization and successful in vivo and ex vivo imaging, fluorescently labeled caged CMPs are either photo-activated immediately before intravenous injection, or are directly activated on tissue sections. Normal skeletal collagen remolding in nude mice and collagens in prefixed mouse cornea tissue sections are imaged in this procedure. The imaging method based on the CMP-collagen hybridization technology presented here could lead to deeper understanding of the tissue remodeling process, as well as allow development of new diagnostics for diseases associated with high collagen remodeling activity.

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

This procedure demonstrates in vivo near IR fluorescence imaging of collagen remodeling activities in mice as well as ex vivo staining of collagens in tissue sections using caged collagen mimetic peptides that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands.

הדמיה גידים קולגן המפוגל<em&gt; בvivo</em&gt; ו<em&gt; Ex vivo</em&gt; באמצעות הכלאה-מופעל על תמונה של Caged קולגן כוזב פפטידים

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

ייצור רקמת סחוס אנושי באמצעות שלושה ממדי הזרקת דיו טכנולוגיית הדפסה

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped human cell culture facilities. These methods include isolation of cells in single cell suspension and several laborious and time-consuming events before transplantation back to the patient. Previous studies suggest that the body itself could be used as a bioreactor for cell expansion and regeneration of tissue in order to minimize ex vivo manipulations of tissues and cells before transplanting to the patient. The aim of this study was to demonstrate a method for tissue harvesting, isolation of continuous epithelium, mincing of the epithelium into small pieces and incorporating them into a three-layered biomaterial. The three-layered biomaterial then served as a delivery vehicle, to allow surgical handling, exchange of nutrition across the transplant, and a controlled degradation. The biomaterial consisted of two outer layers of collagen and a core of a mechanically stable and slowly degradable polymer. The minced epithelium was incorporated into one of the collagen layers before transplantation. By mincing the epithelial tissue into small pieces, the pieces could be spread and thereby the propagation of cells was stimulated. After the initial take of the transplants, cell expansion and reorganization would take place and extracellular matrix mature to allow ingrowth of capillaries and nerves and further maturation of the extracellular matrix. The technique minimizes ex vivo manipulations and allow cell harvesting, preparation of autograft, and transplantation to the patient as a simple one-stage intervention. In the future, tissue expansion could be initiated around a 3D mold inside the body itself, according to the specific needs of the patient. Additionally, the technique could be performed in an ordinary surgical setting without the need for sophisticated cell culturing facilities.

Tissue engineering often includes in vitro expansion in order to create autografts for tissue regeneration. In this study a method for tissue expansion, regeneration, and reconstruction in vivo was developed in order to minimize the processing of cells and biological materials outside the body.

רקמות טחונות ב הדחוס קולגן: A Biotransplant המכיל נייד עבור תיקון Reconstructive המבוים יחיד

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped ...

Preparation and Photoacoustic Analysis of Cellular Vehicles Containing Gold Nanorods

Gold nanorods are attractive for a range of biomedical applications, such as the photothermal ablation and the photoacoustic imaging of cancer, thanks to their intense optical absorbance in the near-infrared window, low cytotoxicity and potential to home into tumors. However, their delivery to tumors still remains an issue. An innovative approach consists of the exploitation of the tropism of tumor-associated macrophages that may be loaded with gold nanorods in vitro. Here, we describe the preparation and the photoacoustic inspection of cellular vehicles containing gold nanorods. PEGylated gold nanorods are modified with quaternary ammonium compounds, in order to achieve a cationic profile. On contact with murine macrophages in ordinary Petri dishes, these particles are found to undergo massive uptake into endocytic vesicles. Then these cells are embedded in biopolymeric hydrogels, which are used to verify that the stability of photoacoustic conversion of the particles is retained in their inclusion into cellular vehicles. We are confident that these results may provide new inspiration for the development of novel strategies to deliver plasmonic particles to tumors.

We show the preparation and address the feasibility of cellular vehicles containing gold nanorods for the photoacoustic imaging of cancer.

ניתוח הכנת photoacoustic של כלי רכב ניידים המכילים Nanorods הזהב

Gold nanorods are attractive for a range of biomedical applications, such as the photothermal ablation and the photoacoustic imaging of cancer, thanks to ...

Forming Giant-sized Polymersomes Using Gel-assisted Rehydration

Polymer vesicles, or polymersomes, are being widely explored as synthetic analogs of lipid vesicles based on their stability, robustness, barrier properties, chemical versatility and tunable physical characteristics. Typical methods used to prepare giant-sized (&gt; 4 &#181;m) vesicles, however, are both time and labor intensive, yielding low numbers of intact polymersomes. Here, we present for the first time the use of gel-assisted rehydration for the rapid and high-yielding formation of giant (&gt;4 &#181;m) polymer vesicles (polymersomes). Using this method, polymersomes can be formed from a wide array of rehydration solutions including several different physiologically-compatible buffers and full cell culture media, making them readily useful for biomimicry studies. This technique is also capable of reliably producing polymersomes from different polymer compositions with far better yields and much less difficulty than traditional methods. Polymersome size is readily tunable by altering temperature during rehydration or adding membrane fluidizers to the polymer membrane, generating giant-sized polymersomes (&gt;100 &#181;m).

We present a protocol to rapidly form giant polymer vesicles (pGVs). Briefly, polymer solutions are dehydrated on dried agarose films adhered to coverslips. Rehydration of the polymer films results in rapid formation of pGVs. This method greatly advances the preparation of synthetic giant vesicles for direct applications in biomimetic studies.

פורמינג Polymersomes ענק בגודל שימוש Rehydration ג&#39;ל בסיוע

Polymer vesicles, or polymersomes, are being widely explored as synthetic analogs of lipid vesicles based on their stability, robustness, barrier ...

Fabrication and Characterization of Optical Tissue Phantoms Containing Macrostructure

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By replicating the imaging environment, costly animal experiments to validate a technique may be circumvented. Predicting and optimizing the performance of in vivo and ex vivo imaging techniques requires testing on samples that are optically similar to tissues of interest. Tissue-mimicking optical phantoms provide a standard for evaluation, characterization, or calibration of an optical system. Homogenous polymer optical tissue phantoms are widely used to mimic the optical properties of a specific tissue type within a narrow spectral range. Layered tissues, such as the epidermis and dermis, can be mimicked by simply stacking these homogenous slab phantoms. However, many in vivo imaging techniques are applied to more spatially complex tissue where three dimensional structures, such as blood vessels, airways, or tissue defects, can affect the performance of the imaging system. 
This protocol describes the fabrication of a tissue-mimicking phantom that incorporates three-dimensional structural complexity using material with optical properties of tissue. Look-up tables provide India ink and titanium dioxide recipes for optical absorption and scattering targets. Methods to characterize and tune the material optical properties are described. The phantom fabrication detailed in this article has an internal branching mock airway void; however, the technique can be broadly applied to other tissue or organ structures.

Optical tissue phantoms are essential tools for calibration and characterization of optical imaging systems and validation of theoretical models. This article details a method for phantom fabrication that includes replication of tissue optical properties and three-dimensional tissue structure.

ייצור ואפיון רקמות אופטי הפאנטומים המכיל למפלגות

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By ...

Preparation, Purification, and Use of Fatty Acid-containing Liposomes

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of these amphiphiles. In particular, fatty acid liposomes enhance dynamic character, due to the relatively high solubility of single-chain amphiphiles. Similarly, liposomes containing free fatty acids are more sensitive to salt and divalent cations, due to the strong interactions between the carboxylic acid head groups and metal ions. Here we illustrate techniques for preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of single chain amphiphiles (e.g., oleic acids).

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of single chain amphiphiles. Here we describe techniques for the preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of these amphiphiles.

הכנה, טיהור, השימוש ליפוזומים המכילים חומצת שומן

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due ...

Uptake of New Lipid-coated Nanoparticles Containing Falcarindiol by Human Mesenchymal Stem Cells

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and size by low-density lipoproteins (LDLs) because cancer cells have an increased need for cholesterol to proliferate, and this has been exploited as a mechanism for delivering anticancer drugs to cancer cells. Moreover, depending on drug chemistry, encapsulating the drug can be advantageous to avoid degradation of the drug during circulation in vivo. Therefore, in this&#160;study, this design is used to fabricate lipid-coated nanoparticles of the anticancer drug falcarindiol, providing a potential new delivery system of falcarindiol in order to stabilize its chemical structure against degradation and improve its uptake by tumors. Falcarindiol nanoparticles, with a phospholipid and cholesterol monolayer encapsulating the purified drug core of the particle, were designed. The lipid monolayer coating consists of 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DSPC), cholesterol (Chol), and 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (DSPE PEG 2000) along with the fluorescent label DiI (molar ratios of 43:50:5:2). The nanoparticles are fabricated using the rapid injection method, which is a fast and simple technique to precipitate nanoparticles by good-solvent for anti-solvent exchange. It consists of a rapid injection of an ethanol solution containing the nanoparticle components into an aqueous phase. The size of the fluorescent nanoparticles is measured using dynamic light scattering (DLS) at 74.1 &#177; 6.7 nm. The uptake of the nanoparticles is tested in human mesenchymal stem cells (hMSCs) and imaged using fluorescence and confocal microscopy. The uptake of the nanoparticles is observed in hMSCs, suggesting the potential for such a stable drug delivery system for falcarindiol.

This article describes the encapsulation of falcarindiol in lipid-coated 74 nm nanoparticles. The cellular uptake of the nanoparticles&#160;by human stem cells into lipid droplets is monitored by fluorescent and confocal imaging. Nanoparticles are fabricated by the rapid injection method of solvent shifting, and their size is measured with the dynamic light scattering technique.

ספיגת של חלקיקים חדשים מצופים השומנים, המכיל Falcarindiol על ידי גזע אנושי Mesenchymal

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and ...

Microfluidic Production of Lysolipid-Containing Temperature-Sensitive Liposomes

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading chemotherapeutic drugs, such as doxorubicin (DOX). To achieve this, an ethanolic lipid mixture and ammonium sulfate solution are injected into a staggered herringbone micromixer (SHM) microfluidic device. The solutions are rapidly mixed by the SHM, providing a homogeneous solvent environment for liposomes self-assembly. Collected liposomes are first annealed, then dialyzed to remove residual ethanol. An ammonium sulfate pH-gradient is established through buffer exchange of the external solution by using size exclusion chromatography. DOX is then remotely loaded into the liposomes with high encapsulation efficiency (&#62; 80%). The liposomes obtained are homogenous in size with Z-average diameter of 100 nm. They are capable of temperature-triggered burst release of encapsulated DOX in the presence of mild hyperthermia (42 &#176;C). Indocyanine green (ICG) can also be co-loaded into the liposomes for near-infrared laser-triggered DOX release. The microfluidic approach ensures high-throughput, reproducible and scalable preparation of LTSLs.

The protocol presents the optimized parameters for preparing thermosensitive liposomes using the staggered herringbone micromixer microfluidics device. This also allows co-encapsulation of doxorubicin and indocyanine green into the liposomes and the photothermal-triggered release of doxorubicin for controlled/triggered drug release.

הפקת מיקרופלואידים של Lysolipid המכילים טמפרטורה רגישה ליפוזומים

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading ...