تم توفير التمويل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (EB 001013) ، والعلوم الطبيعية والهندسة مجلس البحوث وكندا ، والكندي معاهد أبحاث الصحة. نشكر الدكتور AP McGuigan لخبرتها في مجال التنمية والمساعدة من وحدات.

1) إعداد الأنابيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع 2-3 أطوال متر من أنابيب البولي ايثيلين (0.76 ملم x معرف 1،22 مم OD). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الصفحات إبرة G1 20 في واحدة من نهاية الأنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفائف الأنابيب ووضعها في كيس ختم المحولات الذاتية (7 1 / 2 &quot;× 13&quot;). ينبغي وضع طرفي الأنبوب في نهاية تفض من الحقيبة ، وسجلت في مكان مع الشريط التعقيم الغاز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كيس ختم والغاز تعقيم. </li></ol> 2) تحييد الكولاجين ملاحظة : 1 مل من الكولاجين يملأ حوالي 2 متر من أنابيب البولي ايثيلين. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان المبلغ اللازم من الكولاجين اللازمة لطول المرجوة من الأنابيب في أنبوب مخروطي 15 مل والحفاظ على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة UL 128 من 10X α - MEM لكل مل من الكولاجين في أنبوب ومزيج من قبل مرارا وتكرارا pipetting الحل. ملاحظة : (1) إن الحل يجب أن يتم خلط بدوره الصفراء كما α - MEM في الكولاجين حمض و (2) في محاولة للحد من الفقاعات عند الخلط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحييد الكولاجين بإضافة بيكربونات الصوديوم 0،8 M حتى الكولاجين لديه درجة الحموضة من 7.4. عن التقدير العام للدرجة الحموضة إضافة بيكربونات الصوديوم حتى يتحول الحل الكولاجين الأصفر لون وردي فاتح. ملاحظة : عادة ما يستغرق 3-60 ميكروليتر لكل مل من الكولاجين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء الكولاجين تحييد على الجليد حتى جاهزة للاستخدام مثل الكولاجين وتحييد جل إن لم يكن يحتفظ بها في 4 درجات مئوية. </li></ol> 3) التضمين من خلايا (اختياري) ملاحظة : اعتمادا على نوع من الخلايا يمكن أن تكون جزءا لا يتجزأ من الخلايا بتركيز ما بين 1 مليون خلية لكل مليلتر إلى 20 مليون خلية لكل مليلتر. استخدام الوسيلة اللازمة للخلايا التي تريد تضمينها. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وسائل الاعلام من الخلايا ويغسل مع PBS 5 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة برنامج تلفزيوني وإضافة 3 مل التربسين - EDTA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الخلايا في التربسين - EDTA لمدة 5 دقائق عند 37 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend الخلايا في وسائل الإعلام مل 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عدد الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل العدد المطلوب من الخلايا لتضمين لأنبوب مخروطي 15 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه الخلايا في 300 x ج لمدة 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح وسائل الاعلام قبالة بيليه الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend الخلايا في تحييد الكولاجين والحفاظ على الجليد. </li></ol> 4) من التبلور الكولاجين <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في خزانة السلامة البيولوجية قطع نهاية مختومة من الحقيبة التي تحتوي على أنابيب البولي إثيلين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق حقنة مل 3 إلى الإبرة 20G في النهاية واحدة من الأنابيب باستخدام ملاقط معقمة. إبقاء الأنابيب في الحقيبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج الطرف الآخر من الأنبوب إلى تحييد الكولاجين حتى التلميح في الجزء السفلي من الأنبوب المخروطية باستخدام ملاقط معقمة. الحفاظ على أنبوب مخروطي على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الكولاجين في أنابيب البولي اثيلين بواسطة المكبس من التراجع المحقنة ببطء. ملاحظة : إذا لم يتم سحبها الكولاجين في الأنبوب ثم إلى فقاعات سرعان ما سيشكل في الكولاجين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد سحب الكولاجين عن طريق الأنابيب ، وسحب الإبرة 20G من أنابيب وضعت كلا الطرفين مرة أخرى في الحقيبة. اغلاق الشريط الحقيبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الكيس عند 37 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة. إذا كان يحتوي على خلايا الكولاجين الوجه ثم كيس على كل 15 دقيقة. ذلك أن الخلايا لا تسوية على جانب واحد من وحدة نمطية. </li></ol> 5) قطع من أنابيب تحتوي على الكولاجين تبلور <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأوتوكلاف الرؤوس وشفرة للجهاز التقطيع ودرج على عقد الأنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع جهاز القطع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنابيب توضع على صينية معقمة أمام قطع الجهاز وتحميل الأنابيب في الجهاز القطع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انشاء أنبوب 50 مل تحتوي على 25 مل المخروطية وسائل الإعلام على منفذ للجهاز لجمع القطع وحدات خفض الانتاج. ملاحظة : استخدام وسائل الإعلام التي تحتوي على وحدات لFBS حتى الكولاجين فقط باعتبارها وحدات منفصلة لا من دون أنابيب FBS في وسائل الإعلام. إذا كانت وحدات تحتوي على خلايا استخدام وسائل الإعلام اللازمة للخلايا المضمنة. إذا كان هناك أي خلايا المضمنة في استخدام وسائل الإعلام وحدات للخلايا بطانة الأوعية الدموية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الجهاز القطع لخفض 2 مم أطوال من الأنابيب وقطع الأنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان وحدات خفض بنسبة 37 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة في أنبوب مخروطي 50 مل. </li></ol> 6) وحدات إزالة الكولاجين من الأنابيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دوامة انبوب مخروطي 50 مل تحتوي على وحدات في الأنابيب لمدة 10 ثانية. ملاحظة : كن لطيفا عندما يفصل جزءا لا يتجزأ من وحدات ذات كثافة عالية لتجنب الخلية الكسر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اسمحوا حدات تستقر في قاع الأنبوب. يستغرق حوالي 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مجموعة واسعة الفم ماصة 10 مل المصلية نقل وحدات لتسوية أنبوب مخروطي 15 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 6،1-6،3 مرتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتقل إلى الخطوة 7 إلى معطف مع وحدات خلايا بطانية أو وحدات نقل إلى لوحة الثقافة الأنسجة غير المعالجة. </li></ol> 7) وحدات الطلاء مع الخلايا البطانية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وحدات تسوية في الجزء السفلي من أنبوب مخروطي 15 مل مع 5 مل من وسائل الإعلام عن اله جزءا لا يتجزأ من الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وسائل الاعلام من الخلايا البطانية وتغسل مع PBS 5 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة برنامج تلفزيوني وإضافة 3 مل التربسين - EDTA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الخلايا في التربسين - EDTA لمدة 5 دقائق عند 37 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend الخلايا في وسائل الإعلام مل 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عدد الخلايا. الحاجة 5x10 6 خلايا بطانية لكل مليلتر من وحدات معبأة في الجزء السفلي من الأنبوب المخروطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه الخلايا في 300 XG لمدة 5 دقائق و 5 مل resuspend في وسائل الاعلام الخلية البطانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أضف 5 مل من وسائل الإعلام التي تحتوي على خلايا بطانة الأوعية الدموية إلى وحدات. ملاحظة : هذا يعطي نسبة 50:50 من أنواع وسائل الإعلام اللذين وجدناه على العمل من أجل بقاء وظيفة كل من أنواع الخلايا. اختبار استخدام وسيلة شارك في صياغة ثقافة لضمان الصيانة السليمة للالظواهر من أنواع الخلايا اثنين قبل استخدامه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان وحدات مع الخلايا البطانية على حد سواء بشكل ثابت وحيوي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وحدات ثابتة لمزيج الحضانة مع الخلايا البطانية التي كتبها قلب وتعيين أنبوب تستقيم عند 37 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة. تكرار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البذور حيوي الخلايا البطانية التي تعصف بلطف الأنبوب في 37 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر حضانة ثابت مرتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع وحدات في لوحة غير نسيج الثقافة واحتضان تعامل بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكان في اليوم التالي وحدات جديدة في لوحة الثقافة غير الأنسجة تعامل مع وسائل الاعلام الطازج (إذا باستخدام مزيج 50:50 شارك في ثقافة النظام) لإزالة الخلايا البطانية غير مرتبط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الوحدات التي هي المغلفة مع الخلايا البطانية حتى أنها تغطي 100 ٪ من مساحة الوحدات. هذا يستغرق عادة حوالي 7 أيام. </li></ol> 8) الممثل النتائج : وسوف ننظر في وحدات اسطوانية عندما الأولى هي إزالتها من الأنبوب. إذا كانت جزءا لا يتجزأ من وحدات تحتوي على خلايا و / أو المغلفة مع الخلايا البطانية يمكنهم العقد تصل إلى 50 ٪ في حجم وتطوير شكل بيضاوي الشكل (1). وسوف تصبح أيضا وحدات أكثر كثافة وأكثر مبهمة عند عرضها بواسطة المجهر الضوئي (الشكل 1). أيضا عندما الخلايا البطانية ومتموجة على السطح من وحدات هناك تشكيل منعطفات ضيقة وهو ما يمكن ملاحظته من خلال تلوين المناعي من كادهيرين - VE (الشكل 2). وقد أثبت التحليل الشامل نقل تلك الوحدات هي قادرة على دعم كثافات عالية الخلية (8X10 7 خلية / سم 3) من دون وضع نخرية الأساسية نظرا لعدم كفاية نقل الأكسجين ، والتي غالبا ما تكون مشكلة أكبر في أنسجة الجسم (على سبيل المثال وحدات كبيرة من القطر ، D = 1.4 مم) (الشكل 3). <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1 : وحدة تصنيع والانكماش. وحدة الانكماش وقعت خلال الأيام الثلاثة التالية HUVEC - C (البطانية خط الخلية) بذر النتائج أصغر بكثير وحدة وطول قطرها (P &lt;0.001) (A). وقد وزعت بشكل موحد جزءا لا يتجزأ من الخلايا ضمن وحدات HepG2 في وقت لتصنيع وجدوى الإبقاء على ارتفاع (B). [الخلايا الحية الخضراء ، الحمراء الخلايا الميتة] [مقتبس من Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2 : VE كادهيرين تلطيخ مناعي من التقاطعات EC الخلية مشددة بعد 10 أيام من شركة كهرباء المناطق الريفية حيث المطلي على سطح وحدة نمطية. مقياس بار = 50 ميكرومتر. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3 : تلطيخ ماسون وثلاثي الألوان من وحدات نموذجية (0.76 مم الأولي) وحدات كبيرة (1.4 مم الأولي) لشرح تأثير القيود نشر الأوكسجين. سبعة أيام بعد التصنيع ، وكان عدد كبير من الخلايا الميتة تشكلت داخل الأساسية من وحدات كبيرة (لوحة السفلية اليمنى) ، ولم يبق إلا على حافة رقيقة (~ 200μm سميكة) من الخلايا قادرة على البقاء. العكس من ذلك ، الإبقاء على وحدات صغيرة لتوزيع موحد وعال من الخلايا الحية. [الوحدات المدمجة مع HepG2 الخلايا والمغلفة مع الخلايا البطانية.] [من التقاط Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig4.jpg" alt="الشكل 4" /> الشكل 4 : (أ) HMEC - 1 المصنفة على poloxamine -- وحدات الكولاجين. بعد رش البذور وحدات poloxamine - الكولاجين الاحتفاظ شكلها اسطواني ، وهناك خصائص المرفق محدودة مقارنة الخلية وحدات فقط الكولاجين 1 يوم. مقياس بار = 200 ميكرومتر. (ب) صورة المجهر ضوء وحدة نمطية تحتوي على الكولاجين PLGA المستندة المجهرية القابلة للتحلل. مقياس بار = 500 ميكرومتر. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig5.jpg" alt="الشكل 5" /> الشكل 5 : أمثلة للفحوصات في المختبر. (أ) فحص الأوعية الدموية : يمكن الشعرية مثل التشكيلات على وحدة المصنف مع الخلايا البطانية الكشف بسهولة وكميا بعد 5 أيام من الحضانة مع الخلايا الجذعية المستمدة من دسم. (ب) الصور المجهري متحد البؤر لمقايسة العيش / قتيلا على وحدات فيها لياليtaining للخلايا الحية الخضراء والحمراء هي الخلايا الميتة. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig6.jpg" alt="الشكل 6" /> الشكل 6 : الوحدات المدمجة التي تحتوي على الكولاجين الخلايا الجذعية الوسيطة والطبقة السطحية من خلايا بطانة الأوعية الدموية. تعرضت وحدات لإجهاد القص (~ 0.64 DYN / سم 2) لمدة 7 أيام في غرفة ميكروفلويديك والبدء في إظهار الانصهار في نقاط الاتصال. هي ملطخة الخلايا البطانية مع vWF (البني) والوسيطة نوى الخلايا الجذعية تظهر الأزرق (H &amp; E). مقياس شريط = 100μm. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig7.jpg" alt="الشكل 7" /> الشكل 7 : مئات من الوحدات التي تحتوي على الكولاجين والخلايا الجذعية المستمدة من دسم (ASC) والمغلفة مع بطانة الاوعية الدموية الدقيقة الخلايا البشرية (HMEC) يتم زرعها تحت جلد الفأر لدراسة ASC / HMEC تفاعل في الجسم الحي للتطبيقات التجدد الدهون.

<ol>
	<li>Chamberlain, M. D., Gupta, R., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chimeric+vessel+tissue+engineering+driven+by+endothelialized+modules.">Chimeric vessel tissue engineering driven by endothelialized modules.</a> , (2010).</li><li>Corstorphine, L. E., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effectiveness+factor+and+diffusion+limitations+in+collagen+gel+modules+containing+HepG2+cells.">Effectiveness factor and diffusion limitations in collagen gel modules containing HepG2 cells.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2010).</li><li>Gupta, R., Van Rooijen, N., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+endothelialized+modular+constructs+implanted+in+an+omental+pouch+in+nude+rats.">Fate of endothelialized modular constructs implanted in an omental pouch in nude rats.</a> Tissue Eng. Part A 15, 2875-2887 (2009).</li><li>Leung, B. M., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modular+tissue+engineering+construct+containing+smooth+muscle+cells+and+endothelial+cells.">A modular tissue engineering construct containing smooth muscle cells and endothelial cells.</a> Ann Biomed Eng. 35, 2039-2049 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Leung, B., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+cell-containing+gel+modules+to+assemble+modular+tissue-engineered+constructs+[corrected].">Fabrication of cell-containing gel modules to assemble modular tissue-engineered constructs [corrected].</a> Nat Protoc. 1, 2963-2969 (2006).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularized+organoid+engineered+by+modular+assembly+enables+blood+perfusion.">Vascularized organoid engineered by modular assembly enables blood perfusion.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 11461-11466 (2006).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modular+tissue+engineering:+fabrication+of+a+gelatin-based+construct.">Modular tissue engineering: fabrication of a gelatin-based construct.</a> J Tissue Eng Regen Med. 1, 136-145 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+fabrication+of+sub-mm-sized+modules+containing+encapsulated+cells+for+modular+tissue+engineering.">Design and fabrication of sub-mm-sized modules containing encapsulated cells for modular tissue engineering.</a> Tissue Eng. 13, 1069-1078 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+criteria+for+a+modular+tissue-engineered+construct.">Design criteria for a modular tissue-engineered construct.</a> Tissue Eng. 13, 1079-1089 (2007).</li><li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thrombogenicity+of+human+umbilical+vein+endothelial+cell+seeded+collagen+modules.">The thrombogenicity of human umbilical vein endothelial cell seeded collagen modules.</a> Biomaterials. 29, 2453-2463 (2008).</li><li>Sosnik, A., Leung, B., McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen/poloxamine+hydrogels:+cytocompatibility+of+embedded+HepG2+cells+and+surface-attached+endothelial+cells.">Collagen/poloxamine hydrogels: cytocompatibility of embedded HepG2 cells and surface-attached endothelial cells.</a> Tissue Eng. 11, 1807-1816 (2005).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

ونحن ملفقة عدة مختلفة الدقيقة الأنسجة باستخدام الوحدات المدمجة مع أنواع مختلفة من الخلايا 11/01. لقد نجحنا في تضمين العضلية الأولية ، والجزر ، والخلايا الجذعية الدهنية وخلايا انسجة الوسيطة وكذلك خطوط الخلية عدة بما في ذلك HepG2 ، NIH 3T3 واستنساخ خلايا الكبد 9. لقد كنا ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Intramedic tubing PE60</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickson</td>
<td>427416</td>
<td>Different diameter of tubing can be used to change the diameter of the modules</td>
</tr>
<tr>
<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>20012-027</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Trypsin-EDTA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>25200-072</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Purcol acidificed collagen, 3 mg/mL</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cedarlane</td>
<td>5005-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sodium bicarbonate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>S5761</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>20G needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickson</td>
<td>305175</td>
<td>Diameter of the needle needs to be similar to the diameter of the tubing</td>
</tr>
<tr>
<td>3 mL syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>309585</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>15 mL tube</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>352096</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>50 mL tube</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>352070</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Convertors Self-Seal Pouch 7 1/2&#x201D; x 13&#x201D;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cardinal Health</td>
<td>92713</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml Wide Tip serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357504</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357551</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>5 ml serological pipet</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>357543</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

fabrication of micro-tissues using modules of collagen gel containing cells

يصف هذا البروتوكول تصنيع نوع من الأنسجة الصغيرة تسمى الوحدات. نهج الوحدة يولد موحدة ، والأنسجة وقابلة للأوعية دموية. يمكن جعل وحدات من الكولاجين وكذلك غيرها من المواد أو gelable crosslinkable. وهم حوالي 2 ملم وطولها 0.7 ملم وقطرها على تلفيق ولكن تقليص الحجم مع الخلايا المدمجة أو عندما تكون مغلفة وحدات مع الخلايا البطانية. وحدات فردية وصغيرة بما يكفي أن الخلايا المضمنة في حدود انتشار الأوكسجين والمواد المغذية الأخرى ولكن يمكن أن تكون معبأة معا لتكوين وحدات أكبر الأنسجة التي perfusable. هذه الأنسجة هي وحدات في البناء لأنه لا يمكن أن تكون جزءا لا يتجزأ من أنواع مختلفة من الخلايا أو المغلفة على الوحدات قبل أن يتم تعبئتها معا لتكوين أنسجة معقدة. هناك ثلاث خطوات رئيسية لجعل وحدات : (1) تحييد خلايا الكولاجين وتضمينها في ذلك ، (2) التبلور الكولاجين في أنبوب والقطع وحدات و (3) وحدات الطلاء مع الخلايا البطانية.

Watch this Scientific Journal Video about Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells at JoVE.com

Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

وهي مغلفة خلق الدقيقة أنسجة الكولاجين باستخدام المواد الهلامية اسطوانية ، تسمى وحدات ، والتي تحتوي على الخلايا المدمجة والتي السطح مع الخلايا البطانية.

تصنيع الأنسجة الصغيرة باستخدام وحدات من الخلايا التي تحتوي على الكولاجين جل

This protocol describes the fabrication of a type of micro-tissues called modules.  The module approach generates uniform, scalable and vascularized ...

fabrication-micro-tissues-using-modules-collagen-gel-containing

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.6K Views.  University of Toronto. وهي مغلفة خلق الدقيقة أنسجة الكولاجين باستخدام المواد الهلامية اسطوانية ، تسمى وحدات ، والتي تحتوي على الخلايا المدمجة والتي السطح مع الخلايا البطانية.

Video: Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

Fabrication of Micropatterned Hydrogels for Neural Culture Systems using Dynamic Mask Projection Photolithography

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the need for 3D environments to represent in vitro experiments which better mimic in vivo qualities 1-3. Studies in fields such as cancer research 4, neural engineering 5, cardiac physiology 6, and cell-matrix interaction7,8have shown cell behavior differs substantially between traditional monolayer cultures and 3D constructs.
Hydrogels are used as 3D environments because of their variety, versatility and ability to tailor molecular composition through functionalization 9-12. Numerous techniques exist for creation of constructs as cell-supportive matrices, including electrospinning13, elastomer stamps14, inkjet printing15, additive photopatterning16, static photomask projection-lithography17, and dynamic mask microstereolithography18. Unfortunately, these methods involve multiple production steps and/or equipment not readily adaptable to conventional cell and tissue culture methods. The technique employed in this protocol adapts the latter two methods, using a digital micromirror device (DMD) to create dynamic photomasks for crosslinking geometrically specific poly-(ethylene glycol) (PEG) hydrogels, induced through UV initiated free radical polymerization. The resulting "2.5D" structures provide a constrained 3D environment for neural growth. We employ a dual-hydrogel approach, where PEG serves as a cell-restrictive region supplying structure to an otherwise shapeless but cell-permissive self-assembling gel made from either Puramatrix or agarose. The process is a quick simple one step fabrication which is highly reproducible and easily adapted for use with conventional cell culture methods and substrates.
Whole tissue explants, such as embryonic dorsal root ganglia (DRG), can be incorporated into the dual hydrogel constructs for experimental assays such as neurite outgrowth. Additionally, dissociated cells can be encapsulated in the photocrosslinkable or self polymerizing hydrogel, or selectively adhered to the permeable support membrane using cell-restrictive photopatterning. Using the DMD, we created hydrogel constructs up to ~1mm thick, but thin film (&lt;200 &mu;m) PEG structures were limited by oxygen quenching of the free radical polymerization reaction. We subsequently developed a technique utilizing a layer of oil above the polymerization liquid which allowed thin PEG structure polymerization.
In this protocol, we describe the expeditious creation of 3D hydrogel systems for production of microfabricated neural cell and tissue cultures. The dual hydrogel constructs demonstrated herein represent versatile in vitro models that may prove useful for studies in neuroscience involving cell survival, migration, and/or neurite growth and guidance. Moreover, as the protocol can work for many types of hydrogels and cells, the potential applications are both varied and vast.

Simple techniques are described for the rapid production of microfabricated neural culture systems using a digital micromirror device for dynamic mask projection lithography on regular cell culture substrates. These culture systems may be more representative of natural biological architecture, and the techniques described could be adapted for numerous applications.

تلفيق Micropatterned الهلاميات المائية لأنظمة الثقافة العصبية الديناميكية باستخدام الطباعة التصويرية إسقاط القناع

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an integral part of normal tissue renewal, excessive amount of remodeling activity is involved in tumors, arthritis, and many other pathological conditions. During collagen remodeling, the triple helical structure of collagen molecules is disrupted by proteases in the extracellular environment. In addition, collagens present in many histological tissue samples are partially denatured by the fixation and preservation processes. Therefore, these denatured collagen strands can serve as effective targets for biological imaging. We previously developed a caged collagen mimetic peptide (CMP) that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands by forming triple helical structure, which is unique to collagens. The overall goals of this procedure are i)&#160;to image denatured collagen strands resulting from normal remodeling activities in vivo, and ii) to visualize collagens in ex vivo tissue sections using the photo-triggered caged CMPs. To achieve effective hybridization and successful in vivo and ex vivo imaging, fluorescently labeled caged CMPs are either photo-activated immediately before intravenous injection, or are directly activated on tissue sections. Normal skeletal collagen remolding in nude mice and collagens in prefixed mouse cornea tissue sections are imaged in this procedure. The imaging method based on the CMP-collagen hybridization technology presented here could lead to deeper understanding of the tissue remodeling process, as well as allow development of new diagnostics for diseases associated with high collagen remodeling activity.

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

This procedure demonstrates in vivo near IR fluorescence imaging of collagen remodeling activities in mice as well as ex vivo staining of collagens in tissue sections using caged collagen mimetic peptides that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands.

التصوير مبدل طبيعة الكولاجين السواحل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; و<em&gt; خارج الحي</em&gt; عن طريق التهجين أثار صور من المحاكاة محبوس الكولاجين الببتيدات

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

الغضروف الإنسان الأنسجة التصنيع باستخدام ثلاثي الأبعاد تكنولوجيا الطباعة النافثة للحبر

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped human cell culture facilities. These methods include isolation of cells in single cell suspension and several laborious and time-consuming events before transplantation back to the patient. Previous studies suggest that the body itself could be used as a bioreactor for cell expansion and regeneration of tissue in order to minimize ex vivo manipulations of tissues and cells before transplanting to the patient. The aim of this study was to demonstrate a method for tissue harvesting, isolation of continuous epithelium, mincing of the epithelium into small pieces and incorporating them into a three-layered biomaterial. The three-layered biomaterial then served as a delivery vehicle, to allow surgical handling, exchange of nutrition across the transplant, and a controlled degradation. The biomaterial consisted of two outer layers of collagen and a core of a mechanically stable and slowly degradable polymer. The minced epithelium was incorporated into one of the collagen layers before transplantation. By mincing the epithelial tissue into small pieces, the pieces could be spread and thereby the propagation of cells was stimulated. After the initial take of the transplants, cell expansion and reorganization would take place and extracellular matrix mature to allow ingrowth of capillaries and nerves and further maturation of the extracellular matrix. The technique minimizes ex vivo manipulations and allow cell harvesting, preparation of autograft, and transplantation to the patient as a simple one-stage intervention. In the future, tissue expansion could be initiated around a 3D mold inside the body itself, according to the specific needs of the patient. Additionally, the technique could be performed in an ordinary surgical setting without the need for sophisticated cell culturing facilities.

Tissue engineering often includes in vitro expansion in order to create autografts for tissue regeneration. In this study a method for tissue expansion, regeneration, and reconstruction in vivo was developed in order to minimize the processing of cells and biological materials outside the body.

الأنسجة المفروم في المضغوط الكولاجين: وBiotransplant التي تحتوي على خلية لإصلاح الترميمية نظموا وحيد

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped ...

Preparation and Photoacoustic Analysis of Cellular Vehicles Containing Gold Nanorods

Gold nanorods are attractive for a range of biomedical applications, such as the photothermal ablation and the photoacoustic imaging of cancer, thanks to their intense optical absorbance in the near-infrared window, low cytotoxicity and potential to home into tumors. However, their delivery to tumors still remains an issue. An innovative approach consists of the exploitation of the tropism of tumor-associated macrophages that may be loaded with gold nanorods in vitro. Here, we describe the preparation and the photoacoustic inspection of cellular vehicles containing gold nanorods. PEGylated gold nanorods are modified with quaternary ammonium compounds, in order to achieve a cationic profile. On contact with murine macrophages in ordinary Petri dishes, these particles are found to undergo massive uptake into endocytic vesicles. Then these cells are embedded in biopolymeric hydrogels, which are used to verify that the stability of photoacoustic conversion of the particles is retained in their inclusion into cellular vehicles. We are confident that these results may provide new inspiration for the development of novel strategies to deliver plasmonic particles to tumors.

We show the preparation and address the feasibility of cellular vehicles containing gold nanorods for the photoacoustic imaging of cancer.

إعداد وتحليل الضوئي المركبات الخلوية تحتوي على الذهب نانواعواد

Gold nanorods are attractive for a range of biomedical applications, such as the photothermal ablation and the photoacoustic imaging of cancer, thanks to ...

Forming Giant-sized Polymersomes Using Gel-assisted Rehydration

Polymer vesicles, or polymersomes, are being widely explored as synthetic analogs of lipid vesicles based on their stability, robustness, barrier properties, chemical versatility and tunable physical characteristics. Typical methods used to prepare giant-sized (&gt; 4 &#181;m) vesicles, however, are both time and labor intensive, yielding low numbers of intact polymersomes. Here, we present for the first time the use of gel-assisted rehydration for the rapid and high-yielding formation of giant (&gt;4 &#181;m) polymer vesicles (polymersomes). Using this method, polymersomes can be formed from a wide array of rehydration solutions including several different physiologically-compatible buffers and full cell culture media, making them readily useful for biomimicry studies. This technique is also capable of reliably producing polymersomes from different polymer compositions with far better yields and much less difficulty than traditional methods. Polymersome size is readily tunable by altering temperature during rehydration or adding membrane fluidizers to the polymer membrane, generating giant-sized polymersomes (&gt;100 &#181;m).

We present a protocol to rapidly form giant polymer vesicles (pGVs). Briefly, polymer solutions are dehydrated on dried agarose films adhered to coverslips. Rehydration of the polymer films results in rapid formation of pGVs. This method greatly advances the preparation of synthetic giant vesicles for direct applications in biomimetic studies.

تشكيل عملاق الحجم Polymersomes عن طريق الإماهة بمساعدة جل

Polymer vesicles, or polymersomes, are being widely explored as synthetic analogs of lipid vesicles based on their stability, robustness, barrier ...

Fabrication and Characterization of Optical Tissue Phantoms Containing Macrostructure

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By replicating the imaging environment, costly animal experiments to validate a technique may be circumvented. Predicting and optimizing the performance of in vivo and ex vivo imaging techniques requires testing on samples that are optically similar to tissues of interest. Tissue-mimicking optical phantoms provide a standard for evaluation, characterization, or calibration of an optical system. Homogenous polymer optical tissue phantoms are widely used to mimic the optical properties of a specific tissue type within a narrow spectral range. Layered tissues, such as the epidermis and dermis, can be mimicked by simply stacking these homogenous slab phantoms. However, many in vivo imaging techniques are applied to more spatially complex tissue where three dimensional structures, such as blood vessels, airways, or tissue defects, can affect the performance of the imaging system. 
This protocol describes the fabrication of a tissue-mimicking phantom that incorporates three-dimensional structural complexity using material with optical properties of tissue. Look-up tables provide India ink and titanium dioxide recipes for optical absorption and scattering targets. Methods to characterize and tune the material optical properties are described. The phantom fabrication detailed in this article has an internal branching mock airway void; however, the technique can be broadly applied to other tissue or organ structures.

Optical tissue phantoms are essential tools for calibration and characterization of optical imaging systems and validation of theoretical models. This article details a method for phantom fabrication that includes replication of tissue optical properties and three-dimensional tissue structure.

تصنيع وتوصيف أشباح الأنسجة البصرية التي تتضمن حداتها

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By ...

Preparation, Purification, and Use of Fatty Acid-containing Liposomes

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of these amphiphiles. In particular, fatty acid liposomes enhance dynamic character, due to the relatively high solubility of single-chain amphiphiles. Similarly, liposomes containing free fatty acids are more sensitive to salt and divalent cations, due to the strong interactions between the carboxylic acid head groups and metal ions. Here we illustrate techniques for preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of single chain amphiphiles (e.g., oleic acids).

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of single chain amphiphiles. Here we describe techniques for the preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of these amphiphiles.

إعداد وتنقية، واستخدام الدهنية المحتوية على الأحماض الدهنية

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due ...

Uptake of New Lipid-coated Nanoparticles Containing Falcarindiol by Human Mesenchymal Stem Cells

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and size by low-density lipoproteins (LDLs) because cancer cells have an increased need for cholesterol to proliferate, and this has been exploited as a mechanism for delivering anticancer drugs to cancer cells. Moreover, depending on drug chemistry, encapsulating the drug can be advantageous to avoid degradation of the drug during circulation in vivo. Therefore, in this&#160;study, this design is used to fabricate lipid-coated nanoparticles of the anticancer drug falcarindiol, providing a potential new delivery system of falcarindiol in order to stabilize its chemical structure against degradation and improve its uptake by tumors. Falcarindiol nanoparticles, with a phospholipid and cholesterol monolayer encapsulating the purified drug core of the particle, were designed. The lipid monolayer coating consists of 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DSPC), cholesterol (Chol), and 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (DSPE PEG 2000) along with the fluorescent label DiI (molar ratios of 43:50:5:2). The nanoparticles are fabricated using the rapid injection method, which is a fast and simple technique to precipitate nanoparticles by good-solvent for anti-solvent exchange. It consists of a rapid injection of an ethanol solution containing the nanoparticle components into an aqueous phase. The size of the fluorescent nanoparticles is measured using dynamic light scattering (DLS) at 74.1 &#177; 6.7 nm. The uptake of the nanoparticles is tested in human mesenchymal stem cells (hMSCs) and imaged using fluorescence and confocal microscopy. The uptake of the nanoparticles is observed in hMSCs, suggesting the potential for such a stable drug delivery system for falcarindiol.

This article describes the encapsulation of falcarindiol in lipid-coated 74 nm nanoparticles. The cellular uptake of the nanoparticles&#160;by human stem cells into lipid droplets is monitored by fluorescent and confocal imaging. Nanoparticles are fabricated by the rapid injection method of solvent shifting, and their size is measured with the dynamic light scattering technique.

الامتصاص من جديد جسيمات نانوية المغلفة بالدهون التي تحتوي على فالكارينديول بالخلايا الجذعية البشرية الوسيطة

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and ...

Microfluidic Production of Lysolipid-Containing Temperature-Sensitive Liposomes

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading chemotherapeutic drugs, such as doxorubicin (DOX). To achieve this, an ethanolic lipid mixture and ammonium sulfate solution are injected into a staggered herringbone micromixer (SHM) microfluidic device. The solutions are rapidly mixed by the SHM, providing a homogeneous solvent environment for liposomes self-assembly. Collected liposomes are first annealed, then dialyzed to remove residual ethanol. An ammonium sulfate pH-gradient is established through buffer exchange of the external solution by using size exclusion chromatography. DOX is then remotely loaded into the liposomes with high encapsulation efficiency (&#62; 80%). The liposomes obtained are homogenous in size with Z-average diameter of 100 nm. They are capable of temperature-triggered burst release of encapsulated DOX in the presence of mild hyperthermia (42 &#176;C). Indocyanine green (ICG) can also be co-loaded into the liposomes for near-infrared laser-triggered DOX release. The microfluidic approach ensures high-throughput, reproducible and scalable preparation of LTSLs.

The protocol presents the optimized parameters for preparing thermosensitive liposomes using the staggered herringbone micromixer microfluidics device. This also allows co-encapsulation of doxorubicin and indocyanine green into the liposomes and the photothermal-triggered release of doxorubicin for controlled/triggered drug release.

إنتاج ميكرووبوبي من الليسوبيد اتووووووووووووووووووووووووووووووووووووووووووو

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading ...