אני רוצה להודות ד&quot;ר ג&#39;ניפר קרטיס עבור התמונות איור. 1 וג&#39;רמי פייגן וד&quot;ר פלורנס מרלו עבור אנושות לקרוא את כתב היד. העבודה שלנו היא נתמכת על ידי NIH מענק 1R01GM088202.

1. טוס לנתיחה ראש <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שיש לך את כל החומרים בהישג יד (כולל שקופיות מצופה ג&#39;לטין). הכן glutaraldehyde ו fixatives אוסמיום (ראה להלן). לפי גנוטיפ להטביע, glutaraldehyde 200μl aliquot פתרון לתקן את הצינורות בתוך 1.5 מ&quot;ל על הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי זבובים על כרית CO 2 (אנחנו בדרך כלל לנתח שבעה ראשים עפים להטביע שישה אחוזים גנוטיפ במקרה ראש אחד נהרס במהלך ההליך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק מעט בעיתונות החזה של הצד לעוף, הגב, עם פינצטה ולהשתמש אזמל חד לחתוך את הראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייצב את הראש לטוס ידי נגיעה בצוואר עם פינצטה ובזהירות לחתוך חלק קטן של עין אחת. זו משפרת חדירה של מקבע (אם אתם מתכוונים להשתמש במקטעים העין לניתוח המשובטים, לחתוך את העין עם שיבוטים או לא קטן). הימנע מנגיעה ומזיק העין שלמים אשר מאוחר יותר להיות מחולק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מגע ראש עם פינצטה או אזמל על פני השטח של החתך מעל העין ולהעביר את הראש לתוך מקבע glutaraldehyde / פוספט על הקרח (ראשי קרובות לצוף על גבי מקבע) ראשי גזור לא צריך להיות כל הזמן לתקן glutaraldehyde למשך זמן ארוך יותר יותר מאשר 15 דקות לפני תוספת של אוסמיום. חזור על שלבים 1.2-1.5 עם זבובים אחרים של גנוטיפ זהה. </li></ol> 2. קיבוע והטבעה (להשתמש בכפפות במשך כל השלבים!) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספין flyheads בצנטריפוגה Eppendorf דקה 1 בסל&quot;ד 10,000. המשך גם אם הראש לא לשקוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 200μl של פתרון 4 OSO ולתקן במשך לפחות 30 דקות עד 1 שעה על הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה פסטר, להסיר את הפתרון glutaraldehyde / אוסמיום (לוודא שימוש נכון לרשות נהלים בזבוז!) ולהחליפו פתרון אוסמיום 200μl. לדגור על הקרח במשך 1-6 שעות. תמיד להבטיח את ראשיהם מכוסים לגמרי בנוזל ולא להסיר את כל הפתרון כמו ראשי או העיניים עלול להתמוטט! </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה פסטר, להשליך מקבע, להוסיף אתנול 0.5-1ml 30% ו דגירה במשך לפחות 5 דקות על קרח (כדי לוודא שימוש נכון סילוק פסולת הליכים מאז אתנול מכיל כעת אוסמיום!). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על השלב עם מעל 50%, 70%, (80%), 90% ו 100% אתנול פעמיים. כלול את הצעד אתנול 80% אם באמצעות העיניים לניתוח מיקרוסקופית אלקטרונים. לאחר השלב לשטוף 70%, הדגימות ניתן להסיר את הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלף את אתנול עם נפח שווה של פרופילן אוקסיד (נדיפים, להמשיך לעבוד למכסה המנוע). דגירה במשך 10 דקות בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על לשטוף פרופילן אוקסיד. עבודה בקבוצות אם עיבוד גנוטיפים רבים במקביל, כדי למנוע התמוטטות של העיניים עקב התאדות של פרופילן אוקסיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ביותר של פרופילן אוקסיד באמצעות פיפטה העברת פלסטיק, להוסיף על 500μl של 01:01 שרף: פתרון פרופילן אוקסיד. לאזן בין לילה בטמפרטורת החדר. </li></ol> 3. הטבעת ואת הסדר בתוך תבניות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שכל תבניות מסומנים כדי לעקוב אחר גנוטיפים שונים שלך, ולאחר מכן למלא את תבניות עם שרף 100%. אל תמלא יותר מדי (לא &#39;ההרים הגבוהים&#39; על פני השטח של תבניות כאשר מסתכל ישר על פני התבנית). השתמש שרף קשה לניתוח EM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה להעביר, להסיר את שרף 50% מן הראשים, להחליף עם שרף 100%, דגירה של 3-4 שעות בטמפרטורת החדר. כראשי הם הסתננו עם שרף, הם ישקעו לתחתית הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת קיסם כי נפגעה על משטח קשה פעם אחת כדי ליצור וו קטן, להעביר ראש אחד בזמן לתוך תבנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רדיד אלומיניום במקום על שטח העבודה של היקף הניתוחים שלך ולהגן עליו מפני דליפות שרף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת איזמל המנתחים ונראה כאילו מערבולת שלך, היקף הראש מעט שרף בזהירות להזיז אותו לתחתית התבנית קרוב לסוף הצביע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות ליישר את פני השטח של העין (!) הצוואר שלם (או מטוס העתיד שלך חתך אם אתה רוצה להיות חתכים) למטה עם הקיר הקדמי של עובש, והקפד לשמור את פני השטח של העין משיק בערך חצי ראש קוטר מהקיר עובש. במקרים נדירים, מתמוטט העין אשר ניתן לראות חלל ריק בין פני השטח את העין ואת הראש לציפורן. אם יש לך עין התמוטט, להחליף אותו עם העין חילוף 7 ה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור עם ראשי כל. פעם עשיתי עם מערכים כל, לבדוק מחדש את כל העיניים כדי לוודא שהם לא זז כאשר אתה מוסר את המחט של שרף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם יש לך בעיה עם העיניים לנוע כאשר אתה מסיר את איזמל המנתחים, מקם את העין לפי הצורך, לחזור בו במהירות את המחט מעט מן הראש ואז לאט לאט להוציא את המחט לגמרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופים את תבניות לילה בשעה 70 ° C. </li></ol> 4. זמירה ו חתך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר חוסמת מוקשה מתבניות על ידי כיפוף תבניות, kמסלול eeping מהם לחסום מתאים אשר גנוטיפ (למשל חנות צלוחיות קטנות הנצנץ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור זמירה, השתמש צ&#39;אק מתאים microtome שלך ​​כי הוא רכוב על הפנים גוש של פלסטיק או אלומיניום. הר אבן לקצץ, עין למעלה, צ&#39;אק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על פי היקף לנתיחה באמצעות סכין גילוח מצופה טפלון בירך, בזהירות לחתוך רק את השכבה העליונה של הבלוק שלך. זה ישאיר משטח אשר ברור כי אתה צריך לראות את העין ולכן יכול לחזות את מטוס העתיד של חתך. הימנע חיתוך האצבעות! </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את עודפי פלסטיק משני צידי הראש בחזית (כלומר, מה היה אמור להיות החלק העליון של התבנית כאשר ליישר את העיניים) עד שרוב הפלסטיק סביב ראשו נכרת. עדיף להתקרב לאט לאט הראש על ידי חיתוך שכבות דקות רבות של פלסטיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות סכין גילוח נקי, להסיר בזהירות שכבות דקיקות מהחלק העליון של העין במישור המדויק שאתה רוצה בהמשך (בדרך כלל בנקודת השקה העין, בזווית קלה אל פני השטח את התבנית המקורית). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך עד שאתה פשוט להתחיל לחתוך את המשטח החיצוני של העין. הקפד להשתמש באזורים נקי של הלהב כדי לקבל משטח מבריק, שקוף, מה שהופך את היישור קל יותר microtome. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשמור על סכיני גילוח, סכיני להשתמש יותר עבור גס זמירה סביב הצדדים של הבלוק ולהשתמש להב טרי עבור זמירה קנס (חתך ראשון 4.6). בסופו של דבר יהיה לך פירמידה צדדית שלושה עם צמרת מוטה מעט חתוכים, שמתאים מטוס סעיף העתיד שלך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר לחסום microtome. חתך בפועל ישתנו בהתאם לסוג של microtome ולא יהיה מתואר בפירוט כאן. אנו משתמשים Sorvall MT5000 עם סכין יהלום באיכות histo לקצץ 0.5 ל 1μm חלקים. ניתוח מיקרוסקופי אור, שינויים קלים עובי סעיף לא משנה. אם שיבוטים חתך מסומן על ידי חלק לבן + transgene, 1μm סעיפים כדי להבטיח שיהיה מספיק גרגרי פיגמנט סמוך rhabdomeres לכל סעיף (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדורים יצוף על פני המים. הרם first סעיפים 20-30 עם סיום שטוח של קצה-Q עץ מתחת פני המים בתנועה וסיבוב ולהעביר אותם לתוך טיפת מים בשקופית זכוכית מצופה ג&#39;לטין (שמר על צלחת חימום בסביבות 100 ° C ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור עם עוד 20-30 חלקים. חכו עד שהמים התאדו וחתכים מקל לשקופית. בדרך כלל, קטעים של 3 עיניים מסודרות בשלושה טורים (שלוש עיניים) על ידי שורות twp (למעלה / למטה חלקים) משתלבים היטב בשקופית אחת. </li></ol> 5. מכתים ניתוח מיקרוסקופי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלא אם כן שיבוטים חתך, קטעי הכתם. המקום שקופיות עם קטעים על בלוק חימום נקבע על 90 ° C. לוותר Toluidine כחול פתרון מכתים מתוך מזרק 30 מ&quot;ל מצורף מסנן 0.22μm לשקופית ואת הכתם למשך 10 שניות. מיד לשטוף נרחב עם מים מזוקקים. האוויר יבש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה העברת פלסטיק, להפיץ 3 טיפות DPX הרכבה בינונית לשקופית ומכסים coverslip. למעלה עם 3 מטבעות ולתת בינוני להקשיח הרכבה (לילה למשל בטמפרטורת חדר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמונה עם מיקרוסקופ אור. השתמש בעדשה או 5x 10x למצוא קטע טוב ולאחר מכן לעבור עדשה שמן 63x טבילה עבור ניתוח מפורט וצילום. אנחנו בדרך כלל להשתמש בהגדרות בניגוד שלב, אבל darkfield אופטיקה לעבוד גם כן. </li></ol> 6. נציג התוצאות: רוב לעיתים קרובות, עיניים המוטבעים פלסטיק ניתוח מפורט של חיצוני פנוטיפים עין גס זוהה כחלק מסך גנטי או בתהליך של בדיקה גנטית אינטראקציות עם גנים ידוע להשפיע גם מבנה העין הקוטביות כללית או. תוצאות אופייניות של חלקים עין מוצגים באיור 3. Wild-type האומטידיה (איור 3A) להראות משלימים photoreceptor מלא מוקף סריג של תאים פיגמנט. לעומת זאת, פזילה (stbm, aka ואן גוך-7) מוטציה, את הקוטביות ommatidial אבד, למרות משלימים photoreceptor מלא קיים, סיבוב כירליות הם אקראיים (איור 3B). יתר על כן, מאז אלל stbm מחולק היה aw - הרקע, גרגרי פיגמנט חסרים באיור. 3B. איור 3C מציג דוגמה של ניתוח משובט. תסיסנית Rho קינאז (drok) נדרש סיבוב ommatidial כמו גם על שלמות מבנית של העין 8. הומוזיגוטים drok 2 שיבוטים ניתן לזהות על ידי העדר פיגמנט בתאי הפיגמנט ואת rhabdomeres (בדרך כלל, שיבוטים הם חסרי עיניים הנגרמת באמצעות-FLP ו-P-אלמנט עם גן הביע בתוקף סמן לבן המשלימה w רקע - מוטציה בטבע סוג ורקמות הטרוזיגוטיים). זה ובכך ניתן לזהות אזורים מוטציה על ידי חוסר פיגמנט. בשל האוטונומיה תאים של פיגמנטציה של ה-R-CElls שהוזכר קודם לכן, גנוטיפ של הפרט R-תאים ניתן לקבוע (ראה ראשי חץ באיור. 3C). <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig1.jpg" alt="איור 1"/> באיור 1. העין תסיסנית היא מערכת מודל מצוינת עבור הביולוגים מאז, בניגוד המשטח החלק של העין wild-type (א), את פני השטח של העין מוטציה היא חיצונית גסה לעתים קרובות (ב), מעיד על פנוטיפים עין הבסיסית . ב כל הדמויות, הקדמי הוא שמאלה הגבי הוא למעלה. תמונות באדיבות ד&quot;ר ג&#39;ניפר קרטיס, NMSU, Las Cruces, NM, ארה&quot;ב. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2. תמונות מיקרוסקופיות של אור האומטידיה אחד מחולק באמצעות השיטה המתוארת. רק שבעה R-תאים גלויים בכל פעם לכל אומטידיום, מאז R7 שקרים על גבי R8. (א &#39;, א&#39;) ברמה R7, גוף התא של R7 מזוהה בין R1 ו-R6 (חץ צהוב &quot;). לעומת זאת, ברמה R8 (ב), גוף התא של R8 מזוהה בין R1 ו R2 (חץ צהוב ב &#39;). ראשי חץ כחול מסמנים את גרגרי פיגמנט שיכול לשמש כסמן תאים אוטונומיים פיגמנט. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig3.jpg" alt="איור 3"/> איור 3. סעיפים משיק דרך wild-type (A), stbm (B) drok (C) מוטציה העיניים מבוגר תסיסנית. שרטוטים להלן הסעיפים לציין את הקוטביות של האומטידיה (ראה (א) על החצים). המעגלים מייצגים האומטידיה עם פגמים להשלים את photoreceptor. קווי זהב מייצגים את קו הגב / הגחון של סימטריה (קו המשווה). בניגוד האומטידיה גם אוריינטציה של wild-type (A), הארגון מישוריים הולך לאיבוד מוטציה stbm (B). ראוי לציין, כי סעיף של מוטציה stbm הראו חסר פיגמנט בשל w שלה - רקע מוטנטים. (ג) כי מוטציות drok הם קטלניים, הם צריכים להיות מנותח שיבוטים. לכן, תאים פיגמנט הם wild-type או הטרוזיגוטיים (ראשי חץ כחול מלא), בעוד R-תאים חסר פיגמנט (ראשי חץ כחול פתוח) הם מוטנטים הומוזיגוטים. בנוסף לפגמים סיבוב, מוטנטים drok גם להראות פגמים מבניים לרבות מספרי חסר או עודף של R-תאים. שימו לב לניתוח המשובטים, קטעי אינם מוכתמים כדי למנוע טשטוש גרגרי פיגמנט.

<ol>
	<li>Harvey, K. F., Pfleger, C. M., Hariharan, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+Mst+ortholog,+hippo,+restricts+growth+and+cell+proliferation+and+promotes+apoptosis.">The Drosophila Mst ortholog, hippo, restricts growth and cell proliferation and promotes apoptosis.</a> Cell. 114, 457-457 (2003).</li><li>Secombe, J., Li, L., Carlos, L., Eisenman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Trithorax+group+protein+Lid+is+a+trimethyl+histone+H3K4+demethylase+required+for+dMyc-induced+cell+growth.">The Trithorax group protein Lid is a trimethyl histone H3K4 demethylase required for dMyc-induced cell growth.</a> Genes Dev. 21, 537-537 (2007).</li><li>Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Drosophila+eye+differentiation.">Principles of Drosophila eye differentiation.</a> Curr Top Dev Biol. 89, 115-115 (2009).</li><li>Jenny, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Planar+cell+polarity+signaling+in+the+Drosophila+eye.">Planar cell polarity signaling in the Drosophila eye.</a> Curr Top Dev Biol. 93, 189-189 (2010).</li><li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fate+in+the+Drosophila+Ommatidium.">Cell fate in the Drosophila Ommatidium.</a> Dev. Biol. 123, 264-264 (1987).</li><li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+differentiation+in+the+Drosophila+ommatidium.">Neuronal differentiation in the Drosophila ommatidium.</a> Dev. Biol. 120, 366-366 (1987).</li><li>Jenny, A., Darken, R. S., Wilson, P. A., Mlodzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prickle+and+Strabismus+form+a+functional+complex+to+generate+a+correct+axis+during+planar+cell+polarity+signaling.">Prickle and Strabismus form a functional complex to generate a correct axis during planar cell polarity signaling.</a> Embo J. 22, 4409-4409 (2003).</li><li>Zheng, L., Zhang, J., Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=frizzled+regulates+mirror-symmetric+pattern+formation+in+the+Drosophila+eye.">frizzled regulates mirror-symmetric pattern formation in the Drosophila eye.</a> Development. 121, 3045-3045 (1995).</li><li>Reinke, R., Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-cell+interaction+in+the+Drosophila+Retina:+The+bride+of+sevenless+Gene+is+required+in+photoreceptor+cell+R8+for+R7+cell+development.">Cell-cell interaction in the Drosophila Retina: The bride of sevenless Gene is required in photoreceptor cell R8 for R7 cell development.</a> Cell. 55, 321-321 (1988).</li><li>Wolff, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=strabismus,+a+novel+gene+that+regulates+tissue+polarity+and+cell+fate+decisions+in+Drosophila.">strabismus, a novel gene that regulates tissue polarity and cell fate decisions in Drosophila.</a> Development. 125, 1149-1149 (1998).</li><li>Winter, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Rho-associated+kinase+(Drok)+links+Frizzled-mediated+planar+cell+polarity+signaling+to+the+actin+cytoskeleton.">Drosophila Rho-associated kinase (Drok) links Frizzled-mediated planar cell polarity signaling to the actin cytoskeleton.</a> Cell. 105, 81-81 (2001).</li><li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues.">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117, 1223-1223 (1993).</li><li>Stocker, H., Gallant, P., Dahmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods Mol Biol. 420, 27-27 (2008).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

שימוש תסיסנית כאורגניזם מודל, מסכי הגנטי הוביל לזיהוי של רבים מן החברים המייסדים של משפחות גנים חיוניים ביותר של מסלולי איתות שמור ביותר אאוקריוטים גבוה כולל בני אדם. מאז, בתנאי מעבדה, עין פונקציונלי הוא לוותר להישרדות, העין היא רקמה במיוחד גם מתאים הגילוי של פונקציות גן הרומן ההערכה של רשתות גנטיות. ניתוח Ultrastructural העין לטוס באמצעות השיטה המתוארת ובכך הובילו תגליות בסיסיות הרלוונטיות לפיתוח המחלה. בתחילה, ניתוח תא בודד המשובטים בוצעה באמצעות רנטגן שיבוטים המושרה בשילוב עם ידוע תאים אוטונומיים סמנים קשר הדוק רצסיבי. לאחרונה, את הזמינות של מערכת FLP / FRT כדי ליצור שיבוטים יש להקל במידה רבה את הניתוח פנוטיפי של מוטציות קטלניות בסעיפים 6,9 העין. ניתוח סעיפים העין אינה מוגבלת סעיפים משיק המתואר כאן. אם תרצה, בראש ניתן ליישר בכיוון כלשהו בתוך תבניות וחתכים רוחביים ניתן להשיג ללמוד רבדים עמוקים יותר בראש כגון lamina ואת לשד. פרוטוקול המתואר כאן הוא אפוא בשיטה תכליתי עבור ניתוח עיניים וראש מבוגרים מבני תסיסנית.

ציוד כללי: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור בעלי לטוס בכלל לראות 10 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דיסקציה מיקרוסקופ רגיל (למשל ניקון SMZ-645 זום מיקרוסקופ סטריאו), רצוי עם מקור אור הטבעת כדי למנוע הטלת צל של הידיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> CO 2 כרית טוס, מכוסה בנייר Whatman 3mm כדי לספק הגנה מפני לכלוך במהלך לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מגלשות מצופה לטין: להמיס הג&#39;לטין 10g ו 1g CrKSO 4 x 12 H 2 O במים 1L על צלחת חימום (ומביאים לסף רתיחה, לוקח כ 2 שעות). טובלים שטף מחליק היטב (סבון) ושטף (DH 2 O) ב מחזיקי בפתרון ג&#39;לטין אוויר יבש, מכוסה בנייר לילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תנור חימום (70 מעלות צלזיוס, תנורי ואקום הישנים ששימשו לייבוש nitrocellulose לסנן מתאימים היטב למטרה זו). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Microtome מסוגל חתך Ultrathin (0.5-1 חלקים עבים מיקרומטר), כגון אלה המשמשים מתקני במיקרוסקופ אלקטרונים. אנו משתמשים Ultramicrotome MT5000 Sorvall עם סכין יהלום באיכות histo. סכינים זכוכית גם לעבוד. </li></ul> קיבוע פתרונות: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון מלאי של 0.2 חיץ סודיום פוספט M, pH 7.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן glutaraldehyde 2% חיץ 0.1M נתרן פוספט, pH 7.2 (ניתן לאחסן 4 מעלות צלזיוס למשך 4 שבועות). בצע לפחות מספיק כדי 200μl לכל גנוטיפ ברצונך להטביע. שמור על הקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון אוסמיום: 2% OSO 4 במאגר 0.1M נתרן פוספט, pH 7.2. בצע רק מספיק כדי 200μl לכל גנוטיפ ברצונך להטביע, שכן הפתרון לא יכול להיות מאוחסן. שמור על הקרח. </li></ul> Glutaraldehyde OSO ו 4 הם רעילים מאוד ויש לטפל בזהירות רבה בשכונה מאוורר היטב. שימוש במסנן טיפים בעת טיפול OSO 4 למנוע השחרה של פיפטה שלך. התייבשות: הפוך 30%, 50%, 70%, (80%), 90%, אתנול פתרונות 100%. מגניב רצוי 30%, 50%, אתנול 70% על הקרח לפני השימוש. מכתים פתרון: 1 Toluidine כחול ב בורקס% 1%. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th></th><th> רך </th><th> קשה </th></tr><tr><td> שרף </td><td> 54g </td><td> 50 גרם </td></tr><tr><td> Hardener B </td><td> 44.5g </td><td> 50 גרם </td></tr><tr><td> Accelerator C </td><td> 2.5G </td><td> 1.75g </td></tr><tr><td> Plasticizer D </td><td> 10g </td><td> 0.75g </td></tr></tbody></table> טבלה 1. שרף הכנה כדי להכין את שרף, בזהירות, אך ביסודיות לערבב את כל החומרים בכוס פלסטיק באמצעות stirrer מגנטי עם בר גדול ומערבבים. הימנע בועות. לאחר aliquot, ערבוב צלוחיות scintillation סטנדרטי או מיכלים דומים להקפיא ב -20 ° C. השתמש שרף רך עבור כל היישומים אלא אם המתקן EM שלך מבקש ניסוח יותר. השתמש בכפפות לטפל שרף (מסרטנים בצורה unpolymerized שלה). כדי לפלמר שרף על ציוד ופסולת, ואופים בחום של 70 מעלות צלזיוס למשך הלילה. פסולת עשוי אז להיות מושלך בבטחה וציוד לנקות ולעשות בהם שימוש חוזר. שרף unpolymerized שנשפך ניתן לנקות עם isopropanol. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> מגיב </th><th> ספק </th><th> מספר קטלוגי </th></tr><tr><td> טוס כרית </td><td> למשל Genesee </td><td> 59-119 </td></tr><tr><td> Glutaraldehyde </td><td> סיגמא </td><td> G7526-10 X 10 ML </td></tr><tr><td> OSO 4 </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 0972A-20 </td></tr><tr><td> Propyleneoxide </td><td> דיג </td><td> 04332-1 </td></tr><tr><td> איזמל ידיות, על # 3 </td><td> דיג </td><td> 22080046 </td></tr><tr><td> להבי אזמל # 11 </td><td> דיג </td><td> 08-916-5B </td></tr><tr><td> העברת pipettes </td><td> דיג </td><td> 13-711-7m </td></tr><tr><td> Durcupan (R) ACM שרף </td><td> סיגמא (Fluka) </td><td> 44610-1EA </td></tr><tr><td> פלדה לנתח מחט </td><td> דיג </td><td> S17346 </td></tr><tr><td> BEEM עובש הטבעה שטוח </td><td> מיקרוסקופית אלקטרונים מדע. </td><td> 70904-12 </td></tr><tr><td> סכיני גילוח מצופה טפלון </td><td> מיקרוסקופית אלקטרונים מדע. </td><td> 71970 </td></tr><tr><td> Q-קצה (דגימות סטריליות) </td><td> דיג </td><td> 14-959-81 </td></tr><tr><td> שקופיות הזכוכית </td><td> דיג </td><td> 12-550-143 </td></tr><tr><td> כיסוי מחליק לא 1, 22X60 מ&quot;מ </td><td> דיג </td><td> 12-531K </td></tr><tr><td> לטין </td><td> דיג </td><td> ICN96010280 </td></tr><tr><td> Cr (III) K SO 4 dodecahydrate </td><td> סיגמא </td><td> 243361 </td></tr><tr><td> היהלומים histo סכין, 6mm </td><td> Diatome בארה&quot;ב </td><td> 60 שלו </td></tr><tr><td> Toluidine כחול O </td><td> דיג </td><td> BP107-10 </td></tr><tr><td> בורקס (Na-Tetraborate) </td><td> דיג </td><td> AC20629-1000 </td></tr><tr><td> DPX הרכבה בינונית </td><td> סיגמא </td><td> 44581-100 מ&quot;ל </td></tr></tbody></table> טבלה 2. חומרים

preparation of adult drosophila eyes for thin sectioning and microscopic analysis

תסיסנית כבר זמן רב המשמש כמערכת מודל מחקר ופיתוח, בעיקר בשל הקלות שבה הוא ממושמע מבחינה גנטית. במהלך השנים, שפע של זנים מוטנטים וטריקים טכני פותחו כדי לאפשר שאלות מתוחכמות להישאל וענה בסכום זמן סביר. התובנה הבסיסית לתוך הגומלין של המרכיבים של כל המסלולים העיקריים ידוע איתות התקבל ב קדימה הפוכה מחקרים גנטיים תסיסנית. העין לטוס הוכיחה להיות מתאים במיוחד גם עבור ניתוח מוטציוני, שכן, בתנאי מעבדה, זבובים יכולים לשרוד בלי עיניים תפקודית. יתר על כן, פני השטח של העין חרק מורכב כ -800 עיניים יחידת הפרט (היבטים או האומטידיה) היוצרים משטח רגיל, כאשר חלקה הסתכל תחת מיקרוסקופ לנתח. לכן, קל לראות אם מוטציה עשויה להשפיע על התפתחות העין או על ידי צמיחה חיצונית מחפש אובדן השטח החלקים (פנוטיפ &quot;עין גס&quot;; איור 1.) או גודל העין הכללית, בהתאמה (עבור דוגמאות של המסכים המבוססים על מורפולוגיה עין חיצונית לראות למשל 1). לאחר ניתוחים מפורטים של פנוטיפים עין דורשים, קיבעון הטבעה פלסטיק דק חתך של העיניים הבוגרת. העין תסיסנית מפתחת מדיסק שנקרא עין דמותי, שקית לתאי האפיתל כי להתרבות להבדיל בשלבי הזחל ו גלמי (לסקירה ראה 2 למשל). כל אומטידיום מורכב 20 תאים, כולל שמונה photoreceptors (PR או R-תאים;. איור 2), ארבע עדשות מפריש תאים חרוט, תאים פיגמנט (&quot;משושה&quot; סביב מקבץ תאים R) וכן זיפים. Photoreceptors של אומטידיום כל, הכי מזוהה בקלות על ידי אברונים רגישים לאור שלהם, rhabdomeres, מאורגנים טרפז מורכב ששת &quot;החיצוני&quot; (R1-6) ושני &quot;פנימי&quot; photoreceptors (R7 / 8; R8 [איור . 2] מתחת R7 ולכן ראיתי רק בחלקים מאזורים עמוקים יותר של העין). טרפז של פן כל מיושרים במדויק עם אלה של שכנותיה הצירים anteroposterior ו dorsoventral הכוללת של העין (איור 3A). בפרט, האומטידיה של (חיצים שחורים ואדומים, בהתאמה) הגבי ו הגחון חצאים של העין הם תמונות ראי של אחד את השני מתאימות שתי צורות כיראלי הוקמה במהלך איתות הקוטביות מישוריים תא (לסקירה ראו למשל 3). השיטה לייצר חצי דקה סעיפים העין (כמו אלה שהוצגו באיור. 3) המתואר כאן הוא שונה במקצת מזו המתוארת במקור על ידי טומלינסון ו Ready 4. זה מאפשר ניתוח מורפולוגי של כל התאים פרט לתאי חרוט שקוף. בנוסף, פיגמנט של R-תאים (ראשי חץ כחול באיור. 2 ו -3) יכול לשמש כסמן התא אוטונומי עבור גנוטיפ של תא-R, דרישות הגנטי ובכך הגנים משנה של R-תאים יכולים בנקל ייקבע 5,6.

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis at JoVE.com

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

הגישה הסטנדרטית כדי להכין את הבוגרים<em&gt; תסיסנית</em&gt; עיניים חתך חצי דקה ניתוח מיקרוסקופי אור מוצג כאן. הפרוטוקול ניתן להשתמש לצורך ניתוח מורפולוגי ברוטו של פגמים העין, או עם התאמות ציינו שניתן להשתמש בהם כדי לקבוע דרישות הגנטי של הגנים סוגי תאים מסוימים של העין (ניתוח למשל המשובטים של קולטני האור) או לצורך ניתוח מיקרוסקופי אלקטרונים.

הכנת למבוגרים תסיסנית עיניים עבור חתך דק ניתוח מיקרוסקופי

Drosophila has long been used as model system to study development, mainly due to the ease with which it is genetically tractable. Over the years, a ...

preparation-adult-drosophila-eyes-for-thin-sectioning-microscopic

Google

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

16.0K Views.  Albert Einstein College of Medicine. הגישה הסטנדרטית כדי להכין את הבוגרים תסיסנית עיניים חתך חצי דקה ניתוח מיקרוסקופי אור מוצג כאן. הפרוטוקול ניתן להשתמש לצורך ניתוח מורפולוגי ברוטו של פגמים העין, או עם התאמות ציינו שניתן להשתמש בהם כדי לקבוע דרישות הגנטי של הגנים סוגי תאים מסוימים של העין...

Video: Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Thin Sectioning of Slice Preparations for Immunohistochemistry

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been preserved, freshly removed, or excised but kept viable, as in slice preparations of brain tissue.  Subsequent microscopic studies of this material can be challenging, as the tissue samples may be difficult to handle.  Demonstrated here is a method for obtaining thin cryostat sections of tissue with a thickness that may range from 0.2-5.0 mm.  We routinely cut 400 micron thick Vibratome brain slices serially into 5-10 micron coronal cryostat sections.  The slices are typically first used for electrophysiology experiments and then require microscopic analysis of the cytoarchitecture of the region from which the recordings were observed.  We have constructed a simple device that allows controlled and reproducible preparation and positioning of the tissue slice.  This device consists of a cylinder 5 cm in length with a diameter of 1.2 cm, which serves as a freezing stage for the slice.  A ring snugly slides over the cylinder providing walls around the slice allowing the tissue to be immersed in freezing compound (e.g., OCT).  This is then quickly frozen with crushed dry ice and the resulting  wafer  can be position easily for cryostat sectioning.  Thin sections can be thaw-mounted onto coated slides to allow further studies to be performed, such as various staining methods, in situ hybridization, or immunohistochemistry, as demonstrated here.

The present method allows reproducible cryostat sectioning of small, difficult-to-manage, tissue pieces, such as biopsies and brain slices. We utilize a simple aluminum freezing stage to facilitate handling of tissue and a standard cryostat to routinely produce 5-10 micron serial sections from 400 micron thick brain slices.

חתך דק של ההכנות פורסים עבור אימונוהיסטוכימיה

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been ...

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

תא הקלטות שלמות של המוח של מבוגרים תסיסנית

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

Dissection של gyrus משוננת בהיפוקמפוס מתוך עכבר למבוגרים

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

הכנת פיתוח למבוגרים תסיסנית מוח רשתיות עבור הדמיה חיה

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature and genome sequence database. Cultured Drosophila S2 cells, the product of disassociated 20-24 hour old embryos1, possess all these properties. Consequently, S2 cells are extremely well-suited for the analysis of cellular processes, including the discovery of the genes encoding the molecular components of the process or mechanism of interest. The features of S2 cells that are most responsible for their utility are the ease with which they are maintained, their exquisite sensitivity to double-stranded (ds)RNA-mediated interference (RNAi), and their tractability to fluorescence microscopy as either live or fixed cells.
S2 cells can be grown in a variety of media, including a number of inexpensive, commercially-available, fully-defined, serum-free media2. In addition, they grow optimally and quickly at 21-24&deg;C and can be cultured in a variety of containers. Unlike mammalian cells, S2 cells do not require a regulated atmosphere, but instead do well with normal air and can even be maintained in sealed flasks.
Complementing the ease of RNAi in S2 cells is the ability to readily analyze experimentally-induced phenotypes by phase or fluorescence microscopy of fixed or live cells. S2 cells grow in culture as a single monolayer but do not display contact inhibition. Instead, cells tend to grow in colonies in dense cultures. At low density, S2 cultures grown on glass or tissue culture-treated plastic are round and loosely-attached. However, the cytology of S2 cells can be greatly improved by inducing them to flatten extensively by briefly culturing them on a surface coated with the lectin, concanavalin A (ConA)3. S2 cells can also be stably transfected with fluorescently-tagged markers to label structures or organelles of interest in live or fixed cells. Therefore, the usual scenario for the microscopic analysis of cells is this: first, S2 cells (which can possess transgenes to express tagged markers) are treated by RNAi to eliminate a target protein(s). RNAi treatment time can be adjusted to allow for differences in protein turn-over kinetics and to minimize cell trauma/death if the target protein is important for viability. Next, the treated cells are transferred to a dish containing a coverslip pre-coated with conA to induce cells to spread and tightly adhere to the glass. Finally, cells are imaged with the researcher's choice of microscopy modes. S2 cells are particularly good for studies requiring extended visualization of live cells since these cells stay healthy at room temperature and normal atmosphere.

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

Drosophila Schneider (S2) cells are an increasingly popular system for the discovery and functional analysis of genes. Our goal is to describe some of the microscopic techniques that make S2 cells such an increasingly important experimental system.

הכנת תסיסנית תאים S2 עבור במיקרוסקופ אור

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

מדורים פרפין-Embedded קפואים של תסיסנית סקס שרירים

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis

Laser capture microdissection (LCM) has allowed gene expression analysis of single cells and enriched cell populations in tissue sections. LCM is a great tool for the study of the molecular mechanisms underlying cell differentiation and the development and progression of various diseases, including glaucoma. Glaucoma, which comprises a family of progressive optic neuropathies, is the most common cause of irreversible blindness worldwide. Structural changes and damage within the trabecular meshwork (TM) can result in increased intraocular pressure (IOP), which is a major risk factor for developing glaucoma. However, the precise molecular mechanisms involved are still poorly understood. The ability to perform gene expression analysis will be crucial in obtaining further insights into the function of these cells and its role in the regulation of IOP and glaucoma development. To achieve this, a reproducible method for isolating highly enriched TM from frozen sections of mouse eyes and a method for downstream gene expression analysis, such as RT-qPCR and RNA-Seq is needed. The method described herein is developed to isolate highly pure TM from mouse eyes for downstream digital PCR and microarray analysis. In addition, this technique can be easily adapted for the isolation of other highly enriched ocular cells and cell compartments that have been difficult to isolate from mouse eyes. The combination of LCM and RNA analysis can contribute to a more comprehensive understanding of the cellular events underlying glaucoma.

Here, we describe a protocol for a reproducible laser capture microdissection (LCM) for isolating trabecular meshwork (TM) for downstream RNA analysis. The ability to analyze changes in gene expression in the TM will help in understanding the underlying molecular mechanisms of TM-related ocular diseases.

לייזר Microdissection לכידה של מאוד טהור Meshwork Trabecular מעיני העכבר עבור ניתוח ביטוי גנטי

Laser capture microdissection (LCM) has allowed gene expression analysis of single cells and enriched cell populations in tissue sections. LCM is a great ...

Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes

This paper describes the automatic measurement of the spatial organization of the visual axes of insect compound eyes, which consist of several thousands of visual units called ommatidia. Each ommatidium samples the optical information from a small solid angle, with an approximate Gaussian-distributed sensitivity (half-width on the order of 1&#730;) centered around a visual axis. Together, the ommatidia gather the visual information from a nearly panoramic field of view. The spatial distribution of the visual axes thus determines the eye's spatial resolution. Knowledge of the optical organization of a compound eye and its visual acuity is crucial for quantitative studies of neural processing of the visual information. Here we present an automated procedure for mapping a compound eye's visual axes, using an intrinsic, in vivo optical phenomenon, the pseudopupil, and the pupil mechanism of the photoreceptor cells. We outline the optomechanical setup for scanning insect eyes and use experimental results obtained from a housefly, Musca domestica, to illustrate the steps in the measurement procedure.

The protocol here describes the measurement of the spatial organization of the visual axes of housefly eyes, mapped by an automatic device, using the pseudopupil phenomenon and the pupil mechanism of the photoreceptor cells.

תרשימים אוטומטיים של המרחב החזותי של העיניים המורכבות של Housefly

This paper describes the automatic measurement of the spatial organization of the visual axes of insect compound eyes, which consist of several thousands ...

Assessment of Chemical Toxicity in Adult Drosophila Melanogaster

Human industries generate hundreds of thousands of chemicals, many of which have not been adequately studied for environmental safety or effects on human health. This deficit of chemical safety information is exacerbated by current testing methods in mammals that are expensive, labor-intensive, and time-consuming. Recently, scientists and regulators have been working to develop new approach methodologies (NAMs) for chemical safety testing that are cheaper, more rapid, and reduce animal suffering. One of the key NAMs to emerge is the use of invertebrate organisms as replacements for mammalian models to elucidate conserved chemical modes of action across distantly related species, including humans. To advance these efforts, here, we describe a method that uses the fruit fly, Drosophila melanogaster,&#160;to assess chemical safety. The protocol describes a simple, rapid, and inexpensive procedure to measure the viability and feeding behavior of exposed adult flies. In addition, the protocol can be easily adapted to generate samples for genomic and metabolomic approaches. Overall, the protocol represents an important step forward in establishing Drosophila as a standard model for use in precision toxicology.

Assessment of Chemical Toxicity in Adult Drosophila Melanogaster

This protocol describes an efficient and inexpensive method that uses liquid media to assess the effects of chemical toxicants on the viability of adult Drosophila melanogaster.

הערכת רעילות כימית במלנוגסטר דרוזופילה למבוגרים

Human industries generate hundreds of thousands of chemicals, many of which have not been adequately studied for environmental safety or effects on human ...