עבודה זו נתמכה על ידי מענק מחקר UWS.

1. הכנת Chitosan דבק <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבקת chitosan היא מסיסה בתמיסת חומצה אצטית; להכנת פתרון מניות של חומצה אצטית (2% v / v), להוסיף חומצה אצטית קרחונים 10 מ&quot;ל למי deionized מ&quot;ל 490 (DI-H 2 O). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכנת פתרון מניות של רוז בנגל (RB) (0.01% w / v) בחומצה אצטית, שוקל 5 מ&quot;ג של RB בבקבוקון עטוף בנייר אלומיניום, כדי למנוע photobleaching. הוסף 0.5 מ&quot;ל של DI-H 2 O לפזר את האבקה ואז להוסיף 49.5 מ&quot;ל של תמיסת מניות החומצה אצטית (שתואר בסעיף 1.1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכנת chitosan הפתרון (1.7% w / v), שוקל 0.85 גרם של אבקת chitosan (הבינוני MW, מידת 85% מacetylation) ולהוסיף עד 50 מ&quot;ל של תמיסת חומצה אצטית RB. השליטה הוכנה על ידי המסת chitosan בתמיסת חומצה אצטית בלי RB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף stirrer מגנטי לתערובת והמערבבים chitosan בטמפרטורת חדר. כדי להבטיח פירוק מלא של הרכיבים, מערבבי chitosanבחומצה אצטית + RB במשך שבועות וchitosan בחומצה אצטית במשך 5 ימים (שליטה). כאשר chitosan נמס, מגבירה את חומציות הפתרון מ~ 2.6 ל ~ 3.9. שים לב שRB הוא גרוע מסיס בחומצי pH והוא דורש עלייה ברמת החומציות של הפתרון וזמן ערבוב ממושך להמסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה את הפתרונים ב3270 XG לשעה 1 ולאסוף את supernatant באמצעות, למשל, 10 מיליליטר מזרק סטרילי. הקפד שלא לפגוע בטומאת הגלולה. במהלך שלב זה, פתרון הוא לנקות מזיהומים מאקרוסקופיים וחומר מסיס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק פתרון (centrifuged) chitosan על לוח perpex שטוח באמצעות מזרק סטרילי. העובי של הסרט המיובש תלוי ביחס שבין הסכום של פתרון וחלק את שטח הפנים שעל פתרונו להתפשט. ודא שהפתרון הוא ללא בועות אוויר והתפשט באופן שווה על לוח האבן. כדי להשיג סרטים דקים בעובי ~ 13 מיקרומטר, להזריק ~ פתרון 1 מ&quot;ל מעל 2 סנטימטר משטח 12שטח (3x4 סנטימטר ממדים ~, איור 1 א &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כיסוי לוח פרספקס עם מסך, עשוי מרדיד אלומיניום לדוגמה, כדי להימנע מphotobleaching מהפתרון. ודא שאוורור מספיק אוויר מובטח לייבש את הפתרון מתחת למסך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את הפתרון לייבוש בטמפרטורת חדר (25 מעלות צלזיוס) ולחץ (אטמוספרות 1) עד הסרט המתקבל הוא מסיס במים ולא להתנפח macroscopically. זו מושגת בדרך כלל ב 2 שבועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתק את הסרטים בעזרת מרית דקה ושטוחה בזהירות: סרטים אלה יכולים להיות קלפו בקלות את לוח פרספקס מבלי לפגוע בם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד את העובי של הסרטים באמצעות מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הדבק ברצועות מלבניות עם מספריים חדים נקיים ומניח אותם בין שקופיות זכוכית סטריליים כדי לשמור על הצורה השטוחה שלהם. עטוף את השקופיות ברדיד אלומיניום לאור מיגון ולאחסן אותם בטמפרטורת חדר. תייג את הדבקים עם או בלי RB כ&quot; עלה דבק &quot;או&quot; adhes chitosanive &quot;בהתאמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עלה סרטים דביקים ניתן לעקר באמצעות אתנול (90%) או בקרינת גמא (0.1 KGy / שעה עבור 24 שעות) 4,5. </li></ol> 2. הנחתה אופטית דבק <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן דבק הוורד בתוך קובט קוורץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקלט הספקטרום נחלש בטווח של 400-800 ננומטר באמצעות ספקטרופוטומטר הכפול קרן 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהנחת שתוקפו של החוק של באר, לחשב את אורך ההנחתה של הדבק כדלקמן: אני = 0 אני דואר Ax איפה אני 0 היא עוצמת אירוע קורה, 1 / הוא אורך ההנחתה, וx הוא עובי הסרט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 2.1-2.3 לchitosan הדבק כדי שישמשו כבקרה. </li></ol> 3 ביישום חוץ גופייה:. Bonding רקמות ליזר במעי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעי עגל קציר מייד לאחר המתת חסד בבעלי החיים וחנות ב-80 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שימוש, להפשיר ומימה tissue ידי טבילתו בDI-H 2 O למשך 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חוצה את הרקמה למקטעים (2 1 סנטימטר) באמצעות # 10 להב תחת מיקרוסקופ (x10). לשמור על הלחות באמצעות סעיפי DI-H 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הבא את גדמי החתך קרוב זה לזה (סוף הסוף). נגב את עודפי מים מעל פני השטח באמצעות טיפי כותנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח ורדי דבק רצועה (10 6 מ&quot;מ x) על פני החתך בשכבת serosa עם microforceps מבטיח מגע מלא עם המעי (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הידבקות הרקמות של דבק הוורד מופעלת על ידי קרן ליזר דיודה-שאוב מצב מוצק, המצמיד את הסיבים אופטיים multimode (200 מיקרומטר קוטר הליבה) 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את רמת העצמה של הליזר עד 180 mW ולהקרין את הדבק ל~ 6 דקות עם נקודה בגודל אלומה ~ 5 מ&quot;מ, תוך שימוש בפרמטרים המופיעים בטבלה 1. ספוט להקרין הדבק להבטיח כי כל כתם הוא מוקרן ל~ 5 שניות לפני שעבר את הקרן למקום הסמוך. Tהליכו מבטיח כי קרן הליזר סורקת את פני השטח כולו מספר פעמים הדבקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להעריך את עוצמתו מליטת הרקמות, להדק מדגם לtensiometer מכויל אחת עמודה (Instron, מסצ&#39;וסטס, ארה&quot;ב) באמצעות ידיות מכאניות. העבר את האוחז ב22 מ&quot;מ / דקה עד שני גדמי הרקמות 4 הנפרדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח דבק ורדים על הרקמה כמתוארת בשלב 3.5. לא להקרין את הדגימה ולמדוד את עוצמת מליטת רקמות כמתוארות בשלב 3.8. דגימה זו משמשת כביקורת. </li></ol> 4 ביישומי Vivo:. השקת עצב הטיביאלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכברוש Wistar עם 2 תערובת isoflurane / פלט (4% במהלך אינדוקציה, 2% לאחר מכן) 5. תת עורי להזריק Buprenex (0.03 מ&quot;ג / ק&quot;ג) כדי לספק פעילות המשככת כאבים תוך ניתוח ולהקל על כאב או אי נוחות אפשרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הניתוח הבא צריכה להתבצע תחת מיקרוסקופ (x10). הפוך עור אלכסוניחתך כ 3 סנטימטר בחלק dorso-הלטרלי של ירך ימין ולחשוף את עצב הטיביאלי עם גישת שריר פיצול דרך שרירי gluteal 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלקית לבתר ולקצץ adventitia של עצב הטיביאלי באמצעות מייקרו מספריים ישרים ולספוג את עודפי מים עם גזה סטרילית או טיפי כותנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את עצב הטיביאלי עם מייקרו מספרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם chitosan רצועה סטרילית (x 4 מ&quot;מ מידות 5) מתחת לעצב הטיביאלי באמצעות מייקרו מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גדמי העצב מקצה לקצה עם מלקחיים הזעירים מעל הרצועה הדביקה הוורד משוער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרצועה שומרת באופן מלא בעצב להרכיב צווארון, שיכול לסייע ברוטציה של העצב במהלך הקרנת הליזר של הרצועה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל עלה דבק עם הליזר כמתואר בשלבים 3.6) ו -3.7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חתוך את הדבק עלה מיותר מהצווארון של העצב המופעל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את השרירים והעור עם חמישה תפרים 3-0 5. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהלי התאוששות לאחר הניתוח סטנדרטיים צריכים להיות אחרי כולל בדיקה יומית לבקיעה או היווצרות מוגלית וממשל משכך כאבים, אם נדרשו. </li></ol> 5. נציג תוצאות הסרטים שמתקבלים הם בהיר עלו בצבע, רזה ויש לי משטח חלק (איור 1). הם גם גמישים וניתן לגלגלו לתוך צינורות בקוטר קטן ללא דמעות גורמות או כל ניזק אחר נראה לעין (1B איור). דבק הוורדים יש שתי פסגות בקליטת 530 ו562 ננומטר; הליזר הירוק הוא בכך נספג מאוד על ידי הדבק ואורך ההנחתה המקביל ב 532 ננומטר הוא ~ 12 מיקרומטר (איור 3). לעומת זאת, chitosan סרטים ללא RB פוחתים חולשת הליזר (1 / A ~ 162 מיקרומטר), כנראה עקב פיזור. נראה מעלילת הספקטרום שאין הצטברות משמעותית של RB מתרחשת בסרטים. עלה אג&quot;ח דבק בחוזקהלמעי על הקרנת ליזר (איור 2) השיג עומס אופייני מרבי בכישלון של 0.9 ± 0.4 N (n = 30). דבק הכח הוערך כעומס המרבי מחולק בשטח הדבק, כלומר, 15 ± 6 kPa (n = 30). דבק הוורד אינו המוקרן קשור באופן משמעותי פחות לרקמות (2 ± 2 kPa, n = 30, מבחן t המזווג p &lt;10 6). ההשקה ב- vivo של עצב הטיביאלי הושגה בהצלחה בעקבות היישום והמליטה של דבק הוורדים בשיתוף עם הליזר הירוק. שבוע לאחר הניתוח, העצב פעל היה בהמשכיות וכוח התיקון היה 17 ± 9 kPa (n = 10). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/4158/4158fig1.jpg" /> איור 1.) פתרון RB-Chitosan הנו casted על פרספקס עובי שטוח לוח (לוח ~ 5 מ&quot;מ). נייר גרף ממוקם מתחת ללוח כדי להקל על הצעד יבש הגבס. F לא המסיסה במיםILM מתקבל שבועות לאחר יציקה. B) דבק הוורד הוא גמיש ויכול להיות מגולגל לגליל קטן. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/4158/4158fig2.jpg" /> איור 2. דבק הוורד הוא ערובה למעי עגל לאחר הקרנת ליזר. הקרנה אחידה מוחלת על דבק RB במהלך רקמת מליטה; נקודות נבחרות זאת מוצגות בתמונה הזאת כדי להמחיש את השפעת תמונת הלבנה-של הליזר על הדבק. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/4158/4158fig3.jpg" /> איור 3. ספקטרום הבליעה (ביחידות שרירותיות) של דבק הוורד מראה שתי פסגות ב530 ו562 ננומטר. הליזר הירוק (λ = 532 ננומטר) הוא בכך נספג מאוד על ידי הדבק במהלך חשיפת הליזר. Chitosan הדבק בלי RB סופג היטב את קרן הליזר. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td></td><td> n </td><td><sטרונג&gt; שטח (מ&quot;מ 2) </td><td> ספק (W) </td><td> זמן (ים) </td><td> Fluence (J / סנטימטר 2) </td><td> אני (W / סנטימטר 2) </td><td> טען / איזור מקס (kPa) </td></tr><tr><td> דבק + ליזר </td><td> 30 </td><td> 60 ± 10 </td><td> 0.18 ± 0.03 </td><td> 365 ± 5 </td><td> ~ 110 </td><td> ~ 0.9 </td><td> 15 ± 1 </td></tr><tr><td> דבקים </td><td> 30 </td><td> 60 ± 10 </td><td> NA </td><td> NA </td><td> NA </td><td> NA </td><td> 2 ± 2 </td></tr></tbody></table> טבלת 1. מקרא. n, מספר מדגם; שטח, שטח פנים של ורדי הדבק (ממוצע ± שגיאה מרבית); כוח, כוח הליזר (ממוצע ± שגיאה מרבית); זמן, זמן הקרנה (ממוצע ± שגיאה מרבית); Fluence, fluence ליזר הממוצע; אני, IRR המוערךadiance; טען / איזור מקס, עומס מרבי בכישלון של רקמת התיקון מחולקת בשטח הדבק, (ממוצע ± SE).

<ol>
	<li>O'Neill, A. C., Winograd, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvascular+anastomosis+using+a+photochemical+tissue+bonding+technique.">Microvascular anastomosis using a photochemical tissue bonding technique.</a> Lasers Surg. Med. 39, 716-722 (2007).</li><li>Yao, M., Yaroslavsky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phototoxicity+is+not+associated+with+photochemical+tissue+bonding+of+skin.">Phototoxicity is not associated with photochemical tissue bonding of skin.</a> Lasers Surg. Med. 42, 123-131 (2010).</li><li>Lauto, A., Mawad, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemical+Tissue+Bonding+with+Chitosan+Adhesive+Films.">Photochemical Tissue Bonding with Chitosan Adhesive Films.</a> Biomedical Engineering OnLine. 9, 47 (2010).</li><li>Chan, B. P., Kochevar, I. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+porcine+skin+graft+adherence+using+a+light-activated+process.">Enhancement of porcine skin graft adherence using a light-activated process.</a> J. Surg. Res. 108, 77-84 (2002).</li><li>Lauto, A., Faster, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sutureless+nerve+repair+with+laser-activated+chitosan+adhesive:+a+pilot+in+vivo+study.">Sutureless nerve repair with laser-activated chitosan adhesive: a pilot in vivo study.</a> Photomed. Laser Surg. 26, 227-234 (2008).</li><li>Lauto, A., Hook, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan+adhesive+for+laser+tissue+repair:+in+vitro+characterization.">Chitosan adhesive for laser tissue repair: in vitro characterization.</a> Lasers Surg. Med. 36, 193-201 (2005).</li><li>Au, V., Madison, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+singlet+oxygen+on+the+extracellular+matrix+protein+collagen:+oxidation+of+the+collagen+crosslink+histidinohydroxylysinonorleucine+and+histidine.">Effects of singlet oxygen on the extracellular matrix protein collagen: oxidation of the collagen crosslink histidinohydroxylysinonorleucine and histidine.</a> Arch. Biochem. Biophys. 384, 133-142 (2000).</li><li>Encinas, M. V., Rufs, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xanthene+dyes/amine+as+photoinitiators+of+radical+polymerization:+A+comparative+and+photochemical+study+in+aqueous+medium.">Xanthene dyes/amine as photoinitiators of radical polymerization: A comparative and photochemical study in aqueous medium.</a> Polymer. 13, 2762-2767 (2009).</li><li>Pini, R., Rossi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+the+closure+of+the+lens+capsule+by+laser+welding.">A new technique for the closure of the lens capsule by laser welding.</a> Ophtalmic Surgery Lasers &#38; Imaging. 39, 260-2626 (2008).</li><li>Wieken, K., Angioi-Duprez, K., Lim, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+anastomosis+with+glue:+comparative+histologic+study+of+fibrin+and+cyanoacrylate+glue.">Nerve anastomosis with glue: comparative histologic study of fibrin and cyanoacrylate glue.</a> J. Reconstr. Microsurg. 19, 17-20 (2003).</li><li>Menovsky, T., Beek, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser,+fibrin+glue,+or+suture+repair+of+peripheral+nerves:+a+comparative+functional,+histological,+and+morphometric+study+in+the+rat+sciatic+nerve.">Laser, fibrin glue, or suture repair of peripheral nerves: a comparative functional, histological, and morphometric study in the rat sciatic nerve.</a> J. Neurosurg. 95, 694-699 (2001).</li><li>Garc&#237;a, P., Jorge, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+the+mechanical+behavior+of+a+cyanoacrylate+and+a+bioadhesive.">Comparative study of the mechanical behavior of a cyanoacrylate and a bioadhesive.</a> J. Mater. Sci. Mater. Med. 15, 109-115 (2004).</li><li>Lauto, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integration+of+extracellular+matrix+with+chitosan+adhesive+film+for+sutureless+tissue+fixation.">Integration of extracellular matrix with chitosan adhesive film for sutureless tissue fixation.</a> Lasers Surg. Med. 41, 366-371 (2009).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

עלה ייצור דבק מבוסס על תהליך פשוט יבש גבס, אם כי פירוקה של RB בחומצי pH דורש ערבוב ממושך של פתרון chitosan. חשוב לתת הפתרון מתייבש עד שהוא הופך סרט לא מסיס במים. זה קורה כאשר תכולת מים במשקל היא ~ 10% בסרט המיובש 6. סרטים בדרך כלל מסיסים מתקבלים 2 שבועות לאחר יבש ליהוק בתנאי?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם המגיב </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td> תגובות (אופציונלי) </td></tr><tr><td> רוז בנגל </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> 632-69-9 </td><td></td></tr><tr><td> Chitosan (הבינוני MW) </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> 10318AJ </td><td></td></tr><tr><td> חומצה אצטית קרחונית </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> 08050051 </td><td> 2% v / v במי DI </td></tr><tr><td> stirrer המגנטי </td><td> HEIDOLPH </td><td> MR Hei-Mix S </td><td></td></tr><tr><td> סרכזת </td><td> Beckman Coulter </td><td> אלגרה X-12R </td><td></td></tr><tr><td> ספקטרופוטומטר </td><td> ריאן </td><td> קארי 4000-UV לעין </td><td></td></tr><tr><td> ליזר </td><td> CNI ליזר </td><td> MGL-532 </td><td></td></tr><tr><td> מיקרומטר </td><td> Mitutoyo </td><td> סדרת 227 </td><td></td></tr><tr><td> מיקרוסקופ הניתוחי </td><td> Zeiss </td><td> OPMI </td><td></td></tr></tbody></table>

fabrication and application of rose bengal-chitosan films in laser tissue repair

מליטת רקמת פוטו (PTB) היא טכניקת sutureless לתיקון רקמות, אשר מושגים על ידי יישום פתרון של הוורד נגל (RB) בין 1,2 2 רקמות קצוות. אלו מכן הם מוקרנים על ידי קרן ליזר, הנספג באופן סלקטיבי על ידי RB. תגובות פוטו נובעים כביכול Crosslink את סיבי הקולגן ברקמה עם 3 ייצור חום מינימאליים. בדו&quot;ח זה, RB כבר שולב בסרטי chitosan הדקים לפברק דבק רקמות רומן שהוא ליזר פעיל. סרטים דביקים, על בסיס chitosan ומכיל ~ RB 0.1% wt, מיוצרים וקשור למעי עגל ועצבי חולדת tibial ידי ליזר מצב מוצק (λ = 532 nm, Fluence ~ 110 J / 2 סנטימטר, גודל נקודה ~ 0.5 סנטימטר) . Tensiometer טור אחד, ממשק עם מחשב אישי, משמש כדי לבדוק את הכח המלכד. אגרות חוב RB-chitosan הדבקות בתקיפות למעי עם כוח של 15 ± 6 kPa, (n = 30). חוזק ההידבקות יורד ל 2 &amp;plusmn; 2 kPa (n = 30) כאשר הליזר אינו מוחל על הדבק. ההשקה של עצבי tibial ניתן גם סיימה ללא שימוש בתפרים. רומן chitosan דבק כבר מפוברק שאג&quot;ח photochemically לרקמות ואינו דורש תפרים.

Watch this Scientific Journal Video about Fabrication and Application of Rose Bengal-chitosan Films in Laser Tissue Repair at JoVE.com

Fabrication and Application of Rose Bengal-chitosan Films in Laser Tissue Repair

תפרים בדרך כלל יש צורך בתיקון רקמות במהלך ניתוחים. עם זאת, היישום שלהם יכול להיות בעייתי כמו שהם פולשנית ועלולים לגרום ניזק לרקמות. את שיטות הייצור ויישום של דבק רקמות רומן נמצאים כאן דיווח. סרט דבק זה ליזר מופעל ואינו דורש שימוש בתפרים.

ייצור ויישום של רוז בנגל-chitosan סרטים בתיקון רקמות ליזר

Photochemical tissue bonding (PTB) is a sutureless technique for tissue repair, which is achieved by applying a solution of rose bengal (RB) between two ...

fabrication-application-rose-bengal-chitosan-films-laser-tissue

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.1K Views.  University of Western Sydney, NSW Australia. תפרים בדרך כלל יש צורך בתיקון רקמות במהלך ניתוחים. עם זאת, היישום שלהם יכול להיות בעייתי כמו שהם פולשנית ועלולים לגרום ניזק לרקמות. את שיטות הייצור ויישום של דבק רקמות רומן נמצאים כאן דיווח. סרט דבק זה ליזר מופעל ואינו דורש שימוש בתפרים.

Video: Fabrication and Application of Rose Bengal-chitosan Films in Laser Tissue Repair

Fabrication of Biologically Derived Injectable Materials for Myocardial Tissue Engineering

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications. Briefly, decellularized tissue is lyophilized, milled, enzymatically digested, and then brought to physiological pH. The lyophilization removes all water content from the tissue, resulting in dry ECM that can be ground into a fine powder with a small mill. After milling, the ECM powder is digested with pepsin to form an injectable matrix. After adjustment to pH 7.4, the liquid matrix material can be injected into the myocardium. Results of previous characterization assays have shown that matrix gels produced from decellularized pericardial and myocardial tissue retain native ECM components, including diverse proteins, peptides and glycosaminoglycans. Given the use of this material for tissue engineering, in vivo characterization is especially useful; here, a method for performing an intramural injection into the left ventricular (LV) free wall is presented as a means of analyzing the host response to the matrix gel in a small animal model. Access to the chest cavity is gained through the diaphragm and the injection is made slightly above the apex in the LV free wall. The biologically derived scaffold can be visualized by biotin-labeling before injection and then staining tissue sections with a horse radish peroxidase-conjugated neutravidin and visualizing via diaminobenzidine (DAB) staining. Analysis of the injection region can also be done with histological and immunohistochemical staining. In this way, the previously examined pericardial and myocardial matrix gels were shown to form fibrous, porous networks and promote vessel formation within the injection region.

Methods for preparing an injectable matrix gel from decellularized tissue and injecting it into rat myocardium in vivo are described.

ייצור של חומרים בזריקות נגזר ביולוגית של הנדסת רקמות שריר הלב

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications.  ...

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

שדה חשמלי מבוקר בימוי הגירה של ובתאים עצביות בסביבות 2 ד ו 3D

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Engineering Skeletal Muscle Tissues from Murine Myoblast Progenitor Cells and Application of Electrical Stimulation

Engineered muscle tissues can be used for several different purposes, which include the production of tissues for use as a disease model in vitro, e.g. to study pressure ulcers, for regenerative medicine and as a meat alternative 1. The first reported 3D muscle constructs have been made many years ago and pioneers in the field are Vandenburgh and colleagues 2,3. Advances made in muscle tissue engineering are not only the result from the vast gain in knowledge of biochemical factors, stem cells and progenitor cells, but are in particular based on insights gained by researchers that physical factors play essential roles in the control of cell behavior and tissue development. State-of-the-art engineered muscle constructs currently consist of cell-populated hydrogel constructs. In our lab these generally consist of murine myoblast progenitor cells, isolated from murine hind limb muscles or a murine myoblast cell line C2C12, mixed with a mixture of collagen/Matrigel and plated between two anchoring points, mimicking the muscle ligaments. Other cells may be considered as well, e.g. alternative cell lines such as L6 rat myoblasts 4, neonatal muscle derived progenitor cells 5, cells derived from adult muscle tissues from other species such as human 6 or even induced pluripotent stem cells (iPS cells) 7. Cell contractility causes alignment of the cells along the long axis of the construct 8,9 and differentiation of the muscle progenitor cells after approximately one week of culture. Moreover, the application of electrical stimulation can enhance the process of differentiation to some extent 8. Because of its limited size (8 x 2 x 0.5 mm) the complete tissue can be analyzed using confocal microscopy to monitor e.g. viability, differentiation and cell alignment. Depending on the specific application the requirements for the engineered muscle tissue will vary; e.g. use for regenerative medicine requires the up scaling of tissue size and vascularization, while to serve as a meat alternative translation to other species is necessary.

Engineered muscle tissue has great potential in regenerative medicine, as disease model and also as an alternative source for meat. Here we describe the engineering of a muscle construct, in this case from mouse myoblast progenitor cells, and the stimulation by electrical pulses.

רקמות שריר שלד הנדסה מתאי Murine היצמדות מולידו ויישום של גירוי חשמלי

Engineered muscle tissues can be used for several different purposes, which include the production of tissues for use as a disease model in vitro, e.g. to ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

פיגומים דיווח עצמי לתרבית תאים 3-Dimensional

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

ייצור רקמת סחוס אנושי באמצעות שלושה ממדי הזרקת דיו טכנולוגיית הדפסה

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Adapting the Electrospinning Process to Provide Three Unique Environments for a Tri-layered In Vitro Model of the Airway Wall

Electrospinning is a highly adaptable method producing porous 3D fibrous scaffolds that can be exploited in in vitro cell culture. Alterations to intrinsic parameters within the process allow a high degree of control over scaffold characteristics including fiber diameter, alignment and porosity. By developing scaffolds with similar dimensions and topographies to organ- or tissue-specific extracellular matrices (ECM), micro-environments representative to those that cells are exposed to in situ can be created. 
The airway bronchiole wall, comprised of three main micro-environments, was selected as a model tissue. Using decellularized airway ECM as a guide, we electrospun the non-degradable polymer, polyethylene terephthalate (PET), by three different protocols to produce three individual electrospun scaffolds optimized for epithelial, fibroblast or smooth muscle cell-culture. Using a commercially available bioreactor system, we stably co-cultured the three cell-types to provide an in vitro model of the airway wall over an extended time period.
This model highlights the potential for such methods being employed in in vitro diagnostic studies investigating important inter-cellular cross-talk mechanisms or assessing novel pharmaceutical targets, by providing a relevant platform to allow the culture of fully differentiated adult cells within 3D, tissue-specific environments.

Adapting the Electrospinning Process to Provide Three Unique Environments for a Tri-layered In Vitro Model of the Airway Wall

Advancements in biomaterial technologies enable the development of three-dimensional multi-cell-type constructs. We have developed electrospinning protocols to produce three individual scaffolds to culture the main structural cells of the airway to provide a 3D in vitro model of the airway bronchiole wall.

התאמת תהליך Electrospinning לספק שלוש סביבות ייחודיות לTri-שכבתי<em&gt; במבחנה</em&gt; דגם של חומת Airway

Electrospinning is a highly adaptable method producing porous 3D fibrous scaffolds that can be exploited in in vitro cell culture. Alterations to ...

Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped human cell culture facilities. These methods include isolation of cells in single cell suspension and several laborious and time-consuming events before transplantation back to the patient. Previous studies suggest that the body itself could be used as a bioreactor for cell expansion and regeneration of tissue in order to minimize ex vivo manipulations of tissues and cells before transplanting to the patient. The aim of this study was to demonstrate a method for tissue harvesting, isolation of continuous epithelium, mincing of the epithelium into small pieces and incorporating them into a three-layered biomaterial. The three-layered biomaterial then served as a delivery vehicle, to allow surgical handling, exchange of nutrition across the transplant, and a controlled degradation. The biomaterial consisted of two outer layers of collagen and a core of a mechanically stable and slowly degradable polymer. The minced epithelium was incorporated into one of the collagen layers before transplantation. By mincing the epithelial tissue into small pieces, the pieces could be spread and thereby the propagation of cells was stimulated. After the initial take of the transplants, cell expansion and reorganization would take place and extracellular matrix mature to allow ingrowth of capillaries and nerves and further maturation of the extracellular matrix. The technique minimizes ex vivo manipulations and allow cell harvesting, preparation of autograft, and transplantation to the patient as a simple one-stage intervention. In the future, tissue expansion could be initiated around a 3D mold inside the body itself, according to the specific needs of the patient. Additionally, the technique could be performed in an ordinary surgical setting without the need for sophisticated cell culturing facilities.

Tissue engineering often includes in vitro expansion in order to create autografts for tissue regeneration. In this study a method for tissue expansion, regeneration, and reconstruction in vivo was developed in order to minimize the processing of cells and biological materials outside the body.

רקמות טחונות ב הדחוס קולגן: A Biotransplant המכיל נייד עבור תיקון Reconstructive המבוים יחיד

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

תמונה מונחה, ייצור מבוסס-לייזר של רשתות Microfluidic הנגזרות דם

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Fabrication and Characterization of Optical Tissue Phantoms Containing Macrostructure

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By replicating the imaging environment, costly animal experiments to validate a technique may be circumvented. Predicting and optimizing the performance of in vivo and ex vivo imaging techniques requires testing on samples that are optically similar to tissues of interest. Tissue-mimicking optical phantoms provide a standard for evaluation, characterization, or calibration of an optical system. Homogenous polymer optical tissue phantoms are widely used to mimic the optical properties of a specific tissue type within a narrow spectral range. Layered tissues, such as the epidermis and dermis, can be mimicked by simply stacking these homogenous slab phantoms. However, many in vivo imaging techniques are applied to more spatially complex tissue where three dimensional structures, such as blood vessels, airways, or tissue defects, can affect the performance of the imaging system. 
This protocol describes the fabrication of a tissue-mimicking phantom that incorporates three-dimensional structural complexity using material with optical properties of tissue. Look-up tables provide India ink and titanium dioxide recipes for optical absorption and scattering targets. Methods to characterize and tune the material optical properties are described. The phantom fabrication detailed in this article has an internal branching mock airway void; however, the technique can be broadly applied to other tissue or organ structures.

Optical tissue phantoms are essential tools for calibration and characterization of optical imaging systems and validation of theoretical models. This article details a method for phantom fabrication that includes replication of tissue optical properties and three-dimensional tissue structure.

ייצור ואפיון רקמות אופטי הפאנטומים המכיל למפלגות

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By ...

Dual Raster-Scanning Photoacoustic Small-Animal Imager for Vascular Visualization

Imaging of vascular networks on small animals has played an important role in basic biomedical research. Photoacoustic imaging technology has great potential for application in the imageology of small animals. The wide-field photoacoustic imaging of small animals can provide images with high spatiotemporal resolution, deep penetration, and multiple contrasts. Also, the real-time photoacoustic imaging system is desirable to observe the hemodynamic activities of small-animal vasculature, which can be used to research the dynamic monitoring of small-animal physiological features. Here, a dual-raster-scanning photoacoustic imager is presented, featuring a switchable double-mode imaging function. The wide-field imaging is driven by a two-dimensional motorized translation stage, while the real-time imaging is realized with galvanometers. By setting different parameters and imaging modes, in vivo visualization of small-animal vascular network can be performed. The real-time imaging can be used to observe pulse change and blood flow change of drug-induced, etc. The wide-field imaging can be used to track the growth change of tumor vasculature. These are easy to be adopted in various areas of basic biomedicine research.

A dual raster-scanning photoacoustic imager was designed, which integrated wide-field imaging and real-time imaging.

צילום כפול של בעלי חיים קטנים פוטואקוסטיים לסריקת רסטר לפריטים חזותיים של כלי דם

Imaging of vascular networks on small animals has played an important role in basic biomedical research. Photoacoustic imaging technology has great ...