עבודה זו התאפשרה הודות לתמיכה כספית מFondation pour la המשוכלל והנדירה Médicale (FRM), המלגה הבתר מילטון Safenowitz למחקר ALS (ALS אגודה), מענקי NIH NINDS NS05462 וNS034382, וANR גרנט HyperMND.

1. צעד אחד תרופות טרום הרדמה: 10-15 דקות לפני האינדוקציה של הרדמה, להזריק אטרופין (0.20 מ&quot;ג / ק&quot;ג) וmethylprenidsolone (0.05 מ&quot;ג) תת cutaneously למנוע ריור ובצקת, בהתאמה. 2. שלב השני אינדוקציה של הרדמה: להזריק נתרן פנטוברביטל (70 מ&quot;ג / ק&quot;ג) או תערובת של קטמין / xylazine (100 מ&quot;ג / ק&quot;ג ו 10 מ&quot;ג / ק&quot;ג, בהתאמה) התוך peritoneally. בואו העכבר ללכת תחת עד ניתן להשיג שום רפלקס קמצוץ בוהן. אם ההרדמה נראית בהירה מדי, להשלים עם 1/4 מהמנה. 3. שלב שלישי * הערה: הניתוח הזה הוא הליך מסוף. כאשר מטוס כירורגית של הרדמה הושג, להעביר את העכבר על שמיכה חמה גדלה בתנוחת שכיבה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את פרצופו של העכבר עם מסכת האספקה ​​O הטהור 2 בזרימה סביב 100 מ&quot;ל / דקה. </li><lאני&gt; שימוש גוזז שיער, גילוח אזור הגב מהעורף לבסיס הזנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבי גם hindlimb הנכון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תהפוך עכבר למצב שכיבה אבל דואגים להשאיר את מסכת החמצן במקום. </li></ol> 4. שלב רביעי אבטח את העכבר במקום עם תפרים הניחו סביב האיברים ומאובטחים בארבע הפינות של משטח העבודה. 5. השלב החמישי הכנס בדיקת טמפרטורה לניטור טמפרטורת ליבת העכבר. התאם חימום שמיכה / כוח מנורה כדי לשמור על טמפרטורת ליבה בין 36 ° C ו 38 ° C. 6. קנה נשימה והנשמה מלאכותית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מספריים קהים, לעשות חתך מעל קנה הנשימה ולמשוך את העור בשני הצדדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בוטים, לקרוע לגזרים את בלוטות הרוק, כדי לחשוף את שני שרירים דקים (Sternohyoid) המכסים את קנה נשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בוטים, להפריד בין שתיים muscles יחד ההפרדה המדיאלי שלהם כדי לחשוף את קנה הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש של 7 מלקחי דומון, להחליק 2 אורך תפר משי 4.0 מתחת לקנה הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך רוחבי בקנה הנשימה שבבין שתי טבעות סחוס אך היזהר שלא לסעיף קנה הנשימה לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הצינור לקנה הנשימה קנה נשימה יורד, ואז לאבטח אותו משני צדי פתח הכניסה על ידי קשירת התפרים מעליה. קנה נשימת הצינור מחובר למכונת נשמת עכבר (SAR-830/AP, CWE Inc) וcapnograph (μcapstar, CWE Inc). המאוורר מחובר דרך שקית עמידה, למקור הטהור O 2. התאם את הפרמטרים של ההנשמה (100-150 פעימות לדקת קצב נשימה, 170-310 μl נפח סוף הגאות) כך שהעכבר לא נלחם נגד המערכות להנשמה המלאכותיות וPCO סוף גאות 2 הוא יציב בין% 4 ו 5. </li></ol> 7. מיקום של קווים תוך הוורידים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות שימוש בטכניקות נתיחה בוטות, חושף את וריד הצווארוריד בצד אחד של הצוואר. ברמה זו, וריד הצוואר מתפצל לשני גזעים גדולים, עורקים קדמיים ואחוריים פנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את השלבים הבאים פעמים, אחד שנקבע לכל אחד מהגזעים האלה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת 4 או 5 מלקחי דומון, להפריד בזהירות הווריד מהרקמה מקשרת סביבתה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות 7 מלקחי דומון, להחליק 2 אורך של 6.0 תפרי משי תחת הווריד. להפריד ביניהם ככל האפשר לאורכו של הווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח קליפ כלי קטן בצד הפרוקסימלי של הווריד (הצד הקרוב ללב), ולקשור את הצד הדיסטלי של הווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספרי איריס יפים מאוד, עושה חתך רוחבי קטן בווריד, בזהירות רבה, שלא סעיף הווריד לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר 1Fr מראש ו( premicath, Vygon) בפתיחה, עד לקליפ הכלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את הווריד והקטטר יחד ב4 מלקחי דומון, להסיר את סרטון הכלי בזהירות, ואז דוחף את הקטטר כמה מורמילימטרי דואר לווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure את הקטטר על ידי קשירתו בשני התפרים בשני הצדדים של הכניסה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחד מהצנתרים מחובר למזרק או משאבת מזרק להזריק מינונים משלימים של חומרי הרדמה בעת צורך (כל 10-30 דקות בדרך כלל). המנה הרביעית היא גם 6 מ&quot;ג / ק&quot;ג של נתרן פנטוברביטל או 1250 40 מיקרוגרם / ק&quot;ג / דקה של קטמין / 12 xylazine. קטטר האחר מחובר למשאבת מזרק לעירוי תוך ורידים איטי (50 μl / שעה) של 4% פתרון גלוקוז המכיל 3 NaHCO (% 1) וplasmion (14%). </li></ol> 8. סגור את עור הצוואר עם מחט ותפר, והחזר את העכבר לתנוחת שכיבה 9. נתיחה של שרירי הגפה-הינד ועצבים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים, עושה חתך מהחלק העליון של הירך בגיד אכילס. להפריד את העור מהשרירים הבסיסיים, נזהר שלא לפגוע בכלי דם. לצרוב במידת צורך. </li><li&gt; זהה את הקצה הקדמי של Biceps Femoris, המופיע כקו לבן היורד על ירכו. בעזרת מספריים, פתח בזהירות לאורך הקו מהברך עד לעצם הירך. הפרד את השרירים. עצב הירך נראה כעת תחת Biceps Femoris. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות לנתח את Femoris Biceps. לצרוב / קשירה כנדרשת כדי למנוע דימום. Biceps Femoris ניתן להסיר לחלוטין או פשוט נשכב על מנת לחשוף את גיד הנשה ואת שרירי Triceps Surae. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את עצב Sural. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בחוט משי 8/0, לקשור את חלקו האחורי של עצב Peroneal קומון וחתוך לדיסטלי את הקשר. מנתח את העצבים כל הדרך למעלה, קרוב לירך ככל האפשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את עצב הטיביאלי בין עצבי Peroneal וSural הנפוצים. בין הענפים השונים של עצב הטיביאלי, לזהות ענפי innervating Surae Triceps מהענפים שהולכים עמוקים יותר (יקרא להלן עצב הטיביאלי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במשי 8/0חוט, לקשור יחד את כל הסניפים של עצב הטיביאלי תוך שמירה על שלמות הסניפים innervating Surae Triceps. חותך את עצב הטיביאלי distally לקשר ולנתח את העצבים ככל האפשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את כל hindlimb עם גזה ינקה עם מי מלח כדי למנוע dessication בעת הליך בשלב הבא. </li></ol> 10. Laminectomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים, עושה חתך לאורך עמוד השדרה. להפריד את העור מהשרירים הבסיסיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות שני חתכים בכל צד של החוליות להפריד את השרירים תת עורי. ואז חותך כל גיד של השרירים המחברים בצד של חוליות בכל צד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים קהים ומגרדת עדינה, הסר את שארית השרירים בצד הגבי של החוליות סביב תהליכי spinous לזהות בבירור כל חוליה וחוליה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את חוליות T13 וL1. T13 היא החוליה האחרונה שיש לי צלעות מצורפות. עמוד שדרת wחולה להיות משותק באמצעות מהדק קנינגהם חוט השדרה (בחוליות Stoelting ושות). מקם את התפסים בעמוד שדרה בכל צד של T13 וL1. יש להיזהר שלא לדחוס את חוט השדרה, אך הכניס קצת מתח בציר האורך. בדקו שעמוד השדרה מאובטח היטב על ידי לחיצה בעדינות עם מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש rongeurs העדין, מסיר את תהליך השדרה אז רבדים על T13 וL1, ובכך חושף את חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כריכת חוט השדרה נחשף בפיסות קטנות של כותנה או spongel ינקו עם מי מלח למניעת התייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אמבטית מנהג עשה פלסטיק על גבי החלק האחורי, המקיפה את חוט השדרה. אבטח את האמבטיה בדירה באמצעות חוט משי 4/0. ודא שהאמבטיה היא עמידה למים על ידי אטימתה עם האיטום Kwik-יצוק (WPI). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע Kwik-היצוק התייבש, הסר את כיסוי כותנת חוט השדרה, ולמלא את האמבטיה עם שמן מינרלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות 5 מלקחיים דומון ומספרי איריס יפים מאוד, משוך בעדינות על תאומת הדורהr סביב חוט השדרה, ולפתוח אותו במידת ההאפשר הוא בכיוון. מקפל את הדורה בכל צד של עמוד השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיך את הפלטפורמה המוגבהת שעליה את העכבר משקר כדי לשמור אותו הושעה על ידי מהדק השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במהדק חוליות אחרת כדי לצבוט את תהליך spinous של אזור עצם העצה לתומך באזור האחורי של החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מהדק שלישי נועד כדי לשתק hindlimb וקרסול ימין, מתח בזווית של 90 מעלות בברך. </li></ol> 11. Dissection הגיד אכילס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם האיבר הכפוף בזווית של 90 מעלות בברך ובקרסול, להסיר את התחבושת מכסה את אזור hindlimb, ולנתח את הגיד ללא רקמה הסובבת אכילס. לנתח ככל האפשר Surae Triceps מרקמות גם כן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הגיד של שריר Plantaris הקרוב לcalcaneus, חתך אותו שוב כדי להסיר את הגיד לגמרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מחט מושחלת, לצרף חוט משי 6/0 עד הדואר גיד אכילס ולהפוך את קשר משולש סביב הגיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את מתמר הכח הקרוב לפקעת, לחתוך חלק הדיסטלי של הגיד, ולצרף אותו למתמר הכח באמצעות חוט משי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף שני אורכים של חוט נירוסטה מתחת fascia של שרירי Surae triceps. חוטים אלה מחוברים למגבר AC תאי להקלטת EMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את עצב Peroneal המשותף ועצב הטיביאלי על שתי אלקטרודות וו דו קוטביות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את עצב Surae Triceps על הקתודה של האלקטרודה וו, עם האנודה נוגעת שרירים סמוכים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבור את כל אלקטרודות הגירוי ליחידת בידוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אלקטרודה כדור על פני השטח הגבי של חוט השדרה, מחוברים למגבר AC תאי להקליט פוטנציאלי טבורי dorsum. הנח אלקטרודה השוואתית Ag / AgCl במגע עם שריר אחורי. </li></ol> 12. שלב שנתי עשר לגרות את עצבי Surae Tricepsבאמצעות דופק 50 μsec מרובע של עצמה גוברת בתדירות נמוכה (&lt;1 רץ) עד משרעת עווית מרבית הוא ציין. זז לאט את מתמר הכח כדי למתוח את השרירים תוך ניטור המשרעת של תגובת העווית עד משרעת העווית מגיעה למקסימום. 13. הקלטות תאיות של תאי עצב אחראים מנקודה זו ואילך, טכניקות אלקטרו סטנדרטיות משמשות להכנת האלקטרודה תאית, לחדור נוירון בחוט השדרה ולזהות אותו כmotoneuron. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך micropipette זכוכית ל~ טיפ 1 מיקרומטר באמצעות פיפטה חולץ (P-97 micropipette פולר, מכשירי סאטר). מלא את האלקטרודה בתמיסת 3M KCl (התנגדות של האלקטרודה 10-20 MΩ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש micropositioner, לנהוג micropipette, מחובר למגבר תאי (Axoclamp 2B, מכשירי האקסון) לחוט השדרה. פקח את פוטנציאלי השדה המקומיים שהושרו על ידי הגירוי של דוארach עצבים כדי לאתר את הברכה המוטורית של Surae Triceps. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות להתקרב תאי עצב אחראים משוערים תוך ניטור ההתנגדות של microelectrode. כאשר דוחפים נגד קרום, ההתנגדות מגבירה. חדירה מתישהו ניתן להקל באמצעות הפונקציה &quot;הזמזום&quot; של המגבר התאי. </li></ol> 14. נוהל המתת חסד בתום הניסוי, החיה מורדמת במנת יתר של פנטוברביטל (210 מ&quot;ג / קילו IV), ואחרי עריפת ראש.

<ol>
	<li>Liddel, E. G. T., Sherrington, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recruitment+and+some+other+factors+of+reflex+inhibition.">Recruitment and some other factors of reflex inhibition.</a> Proc. R. Soc. London. B, 488-518 (1925).</li><li>Huizar, P., Kuno, M., Miyata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+spinal+motoneurones+of+normal+and+dystrophic+mice.">Electrophysiological properties of spinal motoneurones of normal and dystrophic mice.</a> The Journal of physiology. 248, 231-246 (1975).</li><li>Alstermark, B., Ogawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recordings+of+bulbospinal+excitation+in+adult+mouse+forelimb+motoneurons.">In vivo recordings of bulbospinal excitation in adult mouse forelimb motoneurons.</a> Journal of neurophysiology. 92, 1958-1962 (2004).</li><li>Meehan, C. F., Sukiasyan, N., Zhang, M., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+properties+of+mouse+lumbar+motoneurons+revealed+by+intracellular+recording+in+vivo.">Intrinsic properties of mouse lumbar motoneurons revealed by intracellular recording in vivo.</a> Journal of neurophysiology. 103, 2599-2610 (2010).</li><li>Manuel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+kinetics,+high-frequency+oscillations,+and+subprimary+firing+range+in+adult+mouse+spinal+motoneurons.">Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons.</a> J. Neurosci. 29, 11246-11256 (2009).</li><li>Iglesias, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mixed+mode+oscillations+in+mouse+spinal+motoneurons+arise+from+a+low+excitability+state.">Mixed mode oscillations in mouse spinal motoneurons arise from a low excitability state.</a> The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 5829-5840 (2011).</li><li>Crone, S. A., Zhong, G., Harris-Warrick, R., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+mice+lacking+V2a+interneurons,+gait+depends+on+speed+of+locomotion.">In mice lacking V2a interneurons, gait depends on speed of locomotion.</a> J. Neurosci. 29, 7098-7109 (2009).</li><li>Talpalar, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+minimal+neuronal+networks+involved+in+flexor-extensor+alternation+in+the+mammalian+spinal+cord.">Identification of minimal neuronal networks involved in flexor-extensor alternation in the mammalian spinal cord.</a> Neuron. 71, 1071-1084 (2011).</li><li>Rabe, N., Gezelius, H., Vallstedt, A., Memic, F., Kullander, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Netrin-1-dependent+spinal+interneuron+subtypes+are+required+for+the+formation+of+left-right+alternating+locomotor+circuitry.">Netrin-1-dependent spinal interneuron subtypes are required for the formation of left-right alternating locomotor circuitry.</a> J. Neurosci. 29, 15642-15649 (2009).</li><li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu,Zn+superoxide+dismutase+mutation.">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264, 1772-1775 (1994).</li><li>Cifuentes-Diaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurofilament+accumulation+at+the+motor+endplate+and+lack+of+axonal+sprouting+in+a+spinal+muscular+atrophy+mouse.">Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse.</a> Hum. Mol. Genet. 11, 1439-1447 (2002).</li><li>Simpson, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+(12+hours)+intravenous+anesthesia+in+the+rat.">Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat.</a> Laboratory animal science. 47, 519-523 (1997).</li><li>Burke, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+Unit+Types+-+Functional+Specializations+in+Motor+Control.">Motor Unit Types - Functional Specializations in Motor Control.</a> Trends Neurosci. 3, 255-258 (1980).</li><li>Kerkut, G. A., Bagust, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolated+mammalian+spinal+cord.">The isolated mammalian spinal cord.</a> Prog. Neurobiol. 46, 1-48 (1995).</li><li>Carp, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+protocol+for+recording+from+spinal+motoneurons+of+adult+rats.">An in vitro protocol for recording from spinal motoneurons of adult rats.</a> Journal of Neurophysiology. 100, 474-481 (2008).</li><li>Mitra, P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+In+Vitro+Spinal+Cord+Slice+Preparation+for+Recording+from+Lumbar+Motoneurons+of+the+Adult+Mouse.">An In Vitro Spinal Cord Slice Preparation for Recording from Lumbar Motoneurons of the Adult Mouse.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Husch, A., Cramer, N., Harris-Warrick, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+duration+perforated+patch+recordings+from+spinal+interneurons+of+adult+mice.">Long duration perforated patch recordings from spinal interneurons of adult mice.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Manuel, M., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha,+beta+and+gamma+motoneurons:+functional+diversity+in+the+motor+system's+final+pathway.">Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway.</a> J. Integr. Neurosci. 10, 243-276 (2011).</li><li>Nakanishi, S. T., Whelan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+decerebrate+adult+mouse+model+for+examining+the+sensorimotor+control+of+locomotion.">A decerebrate adult mouse model for examining the sensorimotor control of locomotion.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 500-515 (2012).</li><li>Meehan, C. F., Grondahl, L., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fictive+locomotion+in+the+adult+decerebrate+and+spinal+mouse+in+vivo.">Fictive locomotion in the adult decerebrate and spinal mouse in vivo.</a> The Journal of Physiology. 590, 289-300 (2012).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

ההכנה המתוארת כאן היא הראשונה שמאפשר, בעכבר הבוגר, ההקלטה תאית סימולטני של motoneuron המותני והמדידה של הכח הנוצר על ידי סיבי שריר innervated ידי האקסון שלו. בשל גודלו הקטן של בעלי החיים, את המיומנויות הנדרשות להכנה כירורגית זה יכול להיות מ...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>. There was an error in the name of one author, Marin Manuel. The author's name has been corrected to:
Marin Manuel 
 
instead of: 
 
Manuel Marin

A correction to author list has been made for article <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>.

Erratum: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In Vivo

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם המגיב </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td> תגובות (אופציונלי) </td></tr><tr><td> אטרופין סולפט </td><td> Aguettant </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Methylprenidsolone </td><td> פייזר </td><td> Solu-Medrol </td><td></td></tr><tr><td> pentobarbitone נתרן </td><td> סאנופי אוונטיס </td><td> Pentobarbital </td><td></td></tr><tr><td> קטמין </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xylazine </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> גלוקוז </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> פלזמת הרחבה </td><td> רוג&#39;ר Bellon </td><td> Plasmagel </td><td></td></tr><tr><td> מספריים קהים </td><td> FST </td><td> 14079-10 </td><td></td></tr><tr><td> מספריים מצוינים בלאנט </td><td> FST </td><td> 15025-10 </td><td></td></tr><tr><td> Vannas מספרי האביב </td><td> FST </td><td> 15002-08 </td><td></td></tr><tr><td> פיין מלקחיים משוננים </td><td> FST </td><td> 11370-32 </td><td></td></tr><tr><td> פיין מלקחיים משוננים </td><td> FST </td><td> 11370-31 </td><td></td></tr><tr><td> מתאם שדרת קנינגהם </td><td> Stoelting ושות </td><td></td><td></td></tr><tr><td> איטום Kwik-יצוק </td><td> WPI </td><td> # KWIK-CAST </td><td></td></tr><tr><td> אורר </td><td> CWE Inc </td><td> SAR-830/AP </td><td></td></tr><tr><td> Capnograph </td><td> CWE Inc </td><td> μcapstar </td><td></td></tr><tr><td> שמיכת חימום </td><td> הרווארד Apparatus </td><td> 507221F </td><td></td></tr><tr><td> מגבר תאי </td><td> אקסון instrumeNTS </td><td> Axoclamp 2B </td><td></td></tr><tr><td> פיפטה חולץ </td><td> סאטר מכשירים </td><td> P-97 </td><td></td></tr><tr><td> KCl </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> P9333-500G </td><td></td></tr></tbody></table>

simultaneous intracellular recording of a lumbar motoneuron and the force produced by its motor unit in the adult mouse in vivo

Motoneuron השדרה כבר זמן רב מערכת מודל טובה ללימוד תפקוד עצבי כי זה תא עצב של מערכת העצבים המרכזית עם המאפיינים הייחודיים של (1) יש מטרות לזיהוי בקלות (את סיבי שריר) ויש לו פונקציה מאוד ידועה ולכן (כדי לשלוט בכיווץ שריר), (2) להיות היעד המתכנס של רשתות רבות בעמוד שדרה ויורדות, ומכאן שמו של &quot;מסלול משותף סופי&quot;; ו (3) שסומא גדול המאפשר לחדור אליהם עם אלקטרודות התאית החדה . יתר על כן, כאשר למדו בvivo, ניתן לרשום את הפעילות החשמלית של תאי עצב האחראים ולכח שפותח על ידי מטרותיהם שרירים בו זמנית. ביצוע הקלטות תאיות של תאי עצב אחראים in vivo לכן לשים experimentalist בעמדה הייחודית של להיות מסוגל ללמוד, באותו הזמן, את כל המדורים של &quot;יחידת המנוע&quot; (השם שניתן לmotoneuron, האקסון שלו, וסיבי השריר זה innervates 1): את התשומות שולטו בmotoneuron, את המאפיינים של אלקטרו motoneuron, ואת ההשפעה של מאפיינים אלה על התפקוד הפיזיולוגי של תאי עצב האחראים, כלומר את הכח הנוצר על ידי יחידת המנוע שלה. עם זאת, גישה זו היא מאוד מאתגרת בגלל ההכנה לא יכולה להיות משותקת ובכך היציבות המכאנית להקלטה התאית היא מופחתת. לכן, סוג זה של ניסויים הושג רק בחתולים ובעכברים. עם זאת, המחקר של מערכות מוטוריות בעמוד שדרה יכול לעשות קפיצה אדירה אם זה היה אפשרי לביצוע ניסויים דומים בעכברים נורמלים ומהונדס גנטיים. מסיבות טכניות, המחקר של הרשתות בעמוד השדרה בעכברים יש בעיקר מוגבל לילוד בהכנות חוץ גופייה, שבו תאי עצב האחראים ורשתות השדרה הם לא בוגרים, על תאי עצב האחראים מופרדים מהמטרות שלהם, וכשלמד בפרוסות, מוtoneurons מופרדים ממרבית התשומות שלהם. עד לאחרונה, רק כמה קבוצות הצליחו לבצע הקלטות תאיות של תאי עצב אחראים in vivo 2-4, כולל צוות שלנו שפרסם הכנה חדשה שאפשרה לנו להשיג הקלטות יציבות מאוד של תאי עצב אחראים in vivo בעכברים בוגרים 5,6. עם זאת, הקלטות אלה התקבלו בבעלי חיים משותקים, כלומר ללא האפשרות להקליט את תפוקת הכח של תאי עצב האחראים האלה. כאן אנו מציגים הארכת הכנה מקורית זה, בו הצליח להשיג הקלטות בו זמניות של את המאפיינים אלקטרופזיולוגים של תאי עצב האחראים ושל הכח שפותח על ידי יחידת המנוע שלהם. מדובר בהישג חשוב, שכן היא מאפשרת לנו לזהות את הסוגים השונים של תאי עצב אחראים המבוססים על פרופיל כוחם, ובכך חושף את תפקידם. יחד עם מודלים גנטיים מפריעים מעגלים מגזריים שדרת 7-9, או reproducting disea האנושיse 10,11, אנו מצפים בטכניקה זו כדי להיות כלי חיוני למחקר של מערכת מוטורית בעמוד שדרה.

איור 1 מציג כיצד לזהות motoneuron מקבוצת Surae Triceps לאחר חדירה. בעוצמת גירוי הנמוכה, רק EPSP monosynaptic ניתן לראות (איור 1 א). בעצמה גבוהה יותר, EPSP עשויה להיות גדול מספיק כדי לעורר &quot;orthodromic&quot; ספייק (1B איור). בעוצמת גירוי הגבוהה אף יותר, של הכל או לא antidromic ספ?...

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo at JoVE.com

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

שיטה חדשה זו מאפשרת הקלטה התאית סימולטני של motoneuron אחת מבוגר עכבר והמדידה של הכח הנוצר על ידי סיבי השריר שלה. החקירה בשילוב של תכונות החשמליות ומכאניות של יחידות מוטוריות בבעלי חיים רגילים ועבר שינוי הגנטי היא פריצת דרך בחקר מערכת התוקפת.

הקלטה תאית סימולטני של Motoneuron מותנה והחיל הופק על ידי יחידת המנוע שלה בעכבר למבוגרים<em&gt; בחי</em

The  spinal motoneuron has long been a good model system for studying neural  function because it is a neuron of the central nervous system with the ...

simultaneous-intracellular-recording-lumbar-motoneuron-force-produced

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

14.6K Views.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. שיטה חדשה זו מאפשרת הקלטה התאית סימולטני של motoneuron אחת מבוגר עכבר והמדידה של הכח הנוצר על ידי סיבי השריר שלה. החקירה בשילוב של תכונות החשמליות ומכאניות של יחידות מוטוריות בבעלי חיים רגילים ועבר שינוי הגנטי היא פריצת דרך בחקר מערכת התוקפת.

Video: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Transfection של תאים עכבר רשתית גנגליון על ידי In vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Human primary muscle cells cultured aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of a nerve component, cell differentiation is limited and motor neuron stimulation is missing1. These limitations hamper the in vitro study of many neuromuscular diseases in cultured muscle cells. Importantly, the experimental constraints of monolayered, cultured muscle cells can be overcome by functional innervation of myofibers with spinal cord explants in co-cultures.
Here, we show the different steps required to achieve an efficient, proper innervation of human primary muscle cells, leading to complete differentiation and fiber contraction according to the method developed by Askanas2. To do so, muscle cells are co-cultured with spinal cord explants of rat embryos at ED 13.5, with the dorsal root ganglia still attached to the spinal cord slices. After a few days, the muscle fibers start to contract and eventually become cross-striated through innervation by functional neurites projecting from the spinal cord explants that connecting to the muscle cells. This structure can be maintained for many months, simply by regular exchange of the culture medium.
The applications of this invaluable tool are numerous, as it represents a functional model for multidisciplinary analyses of human muscle development and innervation. In fact, a complete de novo neuromuscular junction installation occurs in a culture dish, allowing an easy measurement of many parameters at each step, in a fundamental and physiological context.
Just to cite a few examples, genomic and/or proteomic studies can be performed directly on the co-cultures. Furthermore, pre- and post-synaptic effects can be specifically and separately assessed at the neuromuscular junction, because both components come from different species, rat and human, respectively. The nerve-muscle co-culture can also be performed with human muscle cells isolated from patients suffering from muscle or neuromuscular diseases3, and thus can be used as a screening tool for candidate drugs. Finally, no special equipment but a regular BSL2 facility is needed to reproduce a functional motor unit in a culture dish. This method thus is valuable for both the muscle as well as the neuromuscular research communities for physiological and mechanistic studies of neuromuscular function, in a normal and disease context.

Cultured muscle cells are an inadequate model to recapitulate innervated muscle in vivo. A functional motor unit can be reproduced in vitro by innervation of differentiated human primary muscle cells using rat embryo spinal cord explants. This article describes how co-cultures of spinal cord explants and muscle cells are established.

יחידת מנוע פונקציונלית בצלחת תרבות: עמית תרבות Explants חוט השדרה לתאי השריר

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

הדמית זמן לשגות הגירת Neuroblast בפרוסות חריפות של המוח הקדמי המאוס למבוגרים

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

מדריך ל<em&gt; בשנת vivo</em&gt; הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

בו זמנית<em&gt; Vivo לשעבר</em&gt; בדיקות פונקציונליות של שתי הרשתיות על ידי<em&gt; In vivo</emמערכת electroretinogram&gt;

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

שני פוטונים סימולטני<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של תשומות Synaptic ויעדי Postsynaptic בקליפת עכבר Retrosplenial

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

שיטת אלקטרו עבור תגובות מתח תאיים הקלטה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; קולטני אור ו interneurons יאירו גירויים<em&gt; In vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.