המחברים מבקשים להודות לגורמים הבאים על מימון עבודה זו: נדיב הזנק כספים מהמחלקה להנדסה ביו רפואית באוניברסיטת וושינגטון, מקדונל מרכז למערכות Neuroscience מענק, משרד מחקר של צי מענק (גרנט #: N000141210089) לBR

1. הכנת ריח ומשלוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל פתרוני ריח בשמן מינרלים לפי נפח כדי להשיג את רמת הריכוז הרצוי. אחסן תערובת 20 מ&quot;ל של שמן מינרלים וodorant בבקבוק 60 מיליליטר זכוכית. הכנס שתי מחטי מזרק לתוך פקק גומי (מד 19), אחד מלמטה והשני מלמעלה, כדי לספק כניסה וקו יציאה. לאטום את בקבוק הזכוכית עם פקק גומי זו ולצרף אישית מעוצבת מסנן פחם לקו היניקה (איור 1 א) מופעל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסנן הפחם נעשה שימוש בשני מזרקים 6 מ&quot;ל. חותך את המזרקים במחצית והשלך את סוף הבוכנה. מלא כל אחד מהחלקים שנותרו עם כותנה ופחם פעיל לפני חיבורם יחדיו באמצעות צינורות כיווץ בחום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את קו היציאה של בקבוק הריח (באמצעות צינורות פוליאתילן, מזהה 0.86 מ&quot;מ) לצינור הפלסטיק (אבובי Nalgene FEP, מזהה 5.8 מ&quot;מ) המספק זרימת אוויר קבועה לאורך האנטנה (התרשים 1B </strong&gt;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ישיר פחם בפילטר, אוויר dehumidified (גז מוביל; ספיקה, 0.75 L / min) לקראת הארבה באמצעות צינור פלסטיק ממוקם בתוך כמה סנטימטרים של אנטנת ארבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגירוי ריח, לתפוס נפח קבוע (0.1 ליטר / דקה) של אמיץ סטטי מעל פתרון הריח בבקבוק. זו מושגת על ידי הזרקת כמות שווה של אוויר dehumidified לבקבוק באמצעות משאבת פיק (WPI, PV-820). האדים מבקבוק הריח מופנים דרך הקו לשקע על צינור זרימת האוויר (1B איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את אדי הריח נמסרו על ידי הצבת משפך ואקום ~ 10 סנטימטרים מאחורי אנטנת ארבה. </li></ol> 2. הכנת אנטנת ארבה להקלטת Sensillum יחידה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר ארבה צעיר בוגר של שני מינים עם כנפיים במלוא גודל, אבל לפני שלב ההזדווגות ממושבה הומה אדם. כדי לרסן את הארבה, לכרות תחילה את רגליה. לאטום את אתרי קטיעה עם דבק רקמות (Vetbond, 3M). לא מאובטחהוא הארבה לחדר מתוכנן מותאם אישית באמצעות פיסה קטנה של סרט חשמל עטופה סביב החזה שלה (איור 2 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ נתיחה, לעשות שקע רדוד בפלטפורמת השעווה (איור 2 א) להצבת אנטנה. הנח את האנטנה לתוך החריץ ולייצב אותו באמצעות שעווה בטיק בשני קצוות של האנטנה (האיור 2B; electrowaxer משמש להמסת השעווה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס האלקטרודה קרקע (חוטי כסף chlorided) לתוך בית החזה (~ 1 סנטימטר מראש). להשתמש בשעווה בטיק לשניהם חותם אתר החתך והחזק את חוט הקרקע במקום (איור 2 א). </li></ol> 3. הקלטת Sensillum יחידה לעקוב אחרי תגובות ריח מעורר מנוירונים קולטניים ריח (ORNs) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את אנטנת הארבה התייצב תחת stereomicroscope (היקה M205C) על שולחן בידוד רעידות (TMC) (איור 3 א). ודא שבסיס sensillum ההקלטה ברורly גלוי (איור 3 ב &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש micropipette חולץ (סאטר P-1000) לפברק אלקטרודות זכוכית (עכבה 3-10 MΩ כאשר התמלא ארבה 9 מלוחים, מיקרומטר 1-3 קוטר קצה) באמצעות צינור נימי זכוכית ורוסיליקט (1.2 מ&quot;מ OD, מזהה 0.69 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את אלקטרודת הזכוכית לבעל micropipette שמצורף לmicromanipulator ממונע (סאטר MP-285). הכנס בעדינות את האלקטרודה לתוך בסיס sensillum (איור 3 ב &#39;). שימו לב שכל sensillum יכול להכיל 3-50 ORNs בארבה 10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביר את האות (10,000 פעמים) באמצעות מגבר AC (גראס P-55). סנן האות בין 0.3-10.0 קילוהרץ ולרכוש בקצב דגימה 15 קילוהרץ (האיור 3D) באמצעות מערכת רכישת נתונים (LabVIEW, PCI-MIO-16E-4 כרטיסי DAQ; מכשירים הלאומיים). </li></ol> 4. נוהל Dissection ארבה לאונת מחושים והקלטות גוף פטריות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עקוב restrainiנהלי ng כמתוארים בסעיף 2.1. מקם את הארבה בחדר מותאם במיוחד כפי שמוצג באיור 4 א &#39;וב&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתנקב מלוח במהלך ולאחר הליך הנתיחה, לבנות כוס שעווה סביב ראש ארבה. כוס השעווה צריכה להתחיל בדיוק מעל לאיברי הפה, ולהרחיב מעבר לעיניים המורכבות המקיפות את האזור שבין שתי האנטנות, כפי שמוצג באיור 4C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאפשר האנטנות לעבור כוס השעווה, ליצור מנהרות קטנות בשני הצדדים באמצעות צינורות (5 מ&quot;מ אורך, 0.86 מ&quot;מ ID) פלסטיק (פוליאתילן). ודא שצינור הפלסטיק יכול להחליק דרך כוס השעווה. האחרונים מושגים באמצעות אטם גומי שעוטף בחוזקה את צינור הפלסטיק אבל מצורפים לשעוות הגביע (האיור 4C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בשרף אפוקסי, לצרף את הבסיס של האנטנות לקצה התחתון של צינור הפלסטיק. צעד זה מבטיח שהמחושים מוחזקים במקום גם לאחר שמסביבציפורן הוסרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור על כוס שעווה מלאה בתמיסת מלח 9 מנקודה זו ואילך. בגין על ידי הסרת אזור מלבני מרכזי בין שתי האנטנות (צד ארוך של המלבן המיושר עם ציר anteroposterior). לאחר מכן, להסיר ציפורן באזורים סמוכים מבלי להפריע לעיניים המורכבות והציפורן בבסיס האנטנה (האיור 4D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים עדינים, בעדינות להסיר צקי אוויר וגופי שומן המקיפים את המוח. בסופו של שלב זה, מוח הארבה צריך לראות בבירור (האיור 4D). שים לב שהאזורים במוח המעבדים את מידע ההרחה (עם פיגמנטציה צהובה בהירה) נמצאים בין שתי האנטנות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בארבה המעיים פועלים מתחת למוח ולאורכו של הגוף. כדי למנוע תנועה של המעי מערעור יציבות בהכנה פוטנציאלית, משוך בעדינות את המעי הקדמי וחותך אותו בעזרת מספריים עדינים. לעשות חתך קטן בבטן פשוטמעל הרקטום ולהסיר את המעיים על ידי משייכת המעי האחורי עם מלקחיים גסים. כדי למנוע דליפה מי מלח, לקשור את הבטן מייד הקדמית לאתר החתך עם נושאי תפר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בפלטפורמה קטנה עשויה מחוט דק מצופה בשכבה דקה של שעווה כדי לרומם את המוח ולייצב אותה במהלך 11 electrophysiology כפי שמוצג באיור 4D. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוח החרקים מכוסה במעטה דקה בידוד שיש להסיר לפני ניסויים. לdesheath המוח, בעדינות להפיץ כמות קטנה של אנזים (0.3-0.4 מ&quot;ג פרוטאז, סיגמה אולדריץ) על פני השטח של המוח באמצעות מלקחיים עדינים 9. לאחר ~ של 5-10 של יישום אנזים, שטיפת המוח ביסודיות עם תמיסת מלח. שימוש במלקחיים ועדינים מאוד בעדינות לצבוט ולמשוך את הנדן ובהמשך יקרע אותו על מקומות ההקלטה (AL וMB; שמוצג באיור 4E, F). </li></ol> 5. קלטות רבות של יחידות מהאונה והמחושיםגוף הפטרייה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הכנת הארבה (האיור 5A) תחת stereomicroscope הושעה מדוכן ום מונח על שולחן בידוד רעידות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור על קצב קבוע מלוח זלוף (כ 0.04 ליטר / שעה) לאורך הניסוי. השתמש בחוט כסף chlorided השקוע בכוס השעווה מלוחה המלאה כהאלקטרודה הקרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקלטות PN, השתמש ערוץ 16-סיליקון חללית (טכנולוגיות NeuroNexus, פריט # A2x2-ט-3mm-150-150-121-A16, 5B איור). לפני כל ניסוי, Electroplate את האלקטרודות בזהב כדי להשיג עכבות בטווח kΩ 200-300. השתמש במעגל שמוצג באיור 7 עבור electroplating. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את האלקטרודה הקרובה לפני השטח של אונת המחושים ועדינות להכניס אותו לתוך הרקמות באמצעות micromanipulator ידני (WPI, M3301R) (האיור 5D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את האלקטרודה ב~ 10 צעדי מיקרומטר. חכה 2-3 דקות בכל שלב ולהעריך לרכושאיכות אות ד. באתר הקלטה אידיאלי, אותות תאיים יהיו נטל על ידי ערוצי הקלטה מרובים ויהיה יחס גבוה אות לרעש (SNR&gt; 3-5 פעמי הרעש SDS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקלטות KC, השתמש tetrode מחוייט שזור חוט (איור 5 ג; הליך ייצור צעד אחר צעד הוצג בסעיף 6). Electroplate אלקטרודות אלה כפי שפורט בשלב 5.3. הנח tetrode על פני השטח של MB (האיור 5E) כKC somata מוגבל לשכבה השטחית של מגה 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן גם הקלטות KC PN ובו זמנית מאותה הכנת ארבה כפי שמוצגים באופן סכמטי 5A איור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה לפחות 15 דקות לאחר שמצא את מיקום ההקלטה כדי לאפשר התייצבות של אלקטרודות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש את כל האותות התאיים ב15 קילוהרץ, ומסנן בין 0.3-6 קילוהרץ, ולהגביר (10,000 פעמים) באמצעות ערוץ 16 AC מגבר (ביולוגית אלקטרוניקת חנות; קלטק בפסדינה, קליפורניה) (איור 6 א &#39;, ב&#39;). </li></ol> 6. הליכים להפוך אלקטרודה תיל המפותלת להקלטות KC <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לעצב האלקטרודה רבה יחידה להקלטות KC, השתמש חוט מבודד ניקל כרום (RO800, 0.0005 &quot;חוט) 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם 8 האלקטרודות רצויות, ואז עוטף את החוט מסביב לחלק ארוך של 10-15 סנטימטר 4 פעמי קרטון. את הקצוות של הקרטון יכולים להיות מכוסים בצינורות פלסטיק כדי למנוע את הקצוות מחיתוך התיל. למרות עטיפה, לוודא שיש קצת רפוי, אך יש לוודא שהחוטים אינם מתוחים. טפל בחוט בזהירות כפי שהוא נשבר בקלות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבורה יחד את החוטים בחלק העליון של הקרטון ולהשתמש בחתיכת הסרט (Tape זמן, T-534-RP) כדי להחזיק אותם יחד. חותך את החוטים בקצה השני. הסר את חוטי תיל וקבוצה את החוטים בסוף לחתוך גם באמצעות קטע אחר של הסרט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בכייל צלחת ייקר (Thermo Scientific, 4625Q דגם), כורכים את החוטים יחד (~ 72 rev / min 3דקות) כדי ליצור חוט שזור אחד. התחתון של קווצות השיער המודבק יכול להיות מקוטע לרוטור צלחת כייל והעליון יכול להיות מקוטע לדוכן בום. במהלך מפותל, החוט צריך להיות רפוי מעט, ובכל זאת לא להיות מתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממס את הבידוד יחד עם אקדח חום (ולר 6966C) לתקוע את הגדילים הבודדים יחד וליצור חוט אחד. עובר איטי 3-4 שניות (3-4 כל אחד) מעל אורך החוט צריך להיות מספיק כדי לחמם ולהתיך את הגדילים ביחד. לאחר מכן שחרר את החוט מהתחתית ולאפשר לו להירגע. חתוך את החוט ליד הקצוות כדי להסיר את הסרט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קצה אחד של החוט דרך צינורית 5-6 סנטימטר, זכוכית נימים (OD 1.0 מ&quot;מ, 0.58 מ&quot;מ ID). ניסיתי להפריד את החוט השזור בקצה אחד באמצעות פינצטה העדינה ולהסיר את הציפוי על ידי הצתה מאוד הסוף באמצעות להבה בקצרה. צעד זה חייב להיעשות בזהירות; לחשוף את החוט ללהבה במשך זמן רב מדי יגרום לגדילים כדי להמס וסבך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות להפריד בין 8 גדילים בקצה flamednd הלחמת גדיל אחד בנפרד לתוך שקע IC 8-PIN. מעייל העליון של שקע IC עם אפוקסי להחזיק את החוטים וזכוכית נימים במקום. גם מקום טיפה קטנה של אפוקסי בקצה השני של הנימים להחזיק את החוט במקום (איור 5 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לחתוך את הקצה של החוט בזווית של 45 מעלות עם מספרי קרביד על 0.5 סנטימטר מקצה הנימים. </li></ol>

<ol>
	<li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+diverse+species,+conserved+principles.">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li><li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network.">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li><li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system.">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li><li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies.">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li><li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning.">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors.">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li><li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body.">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li><li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust.">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li><li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria+(Orthoptera:+Acrididae).">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li><li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ.">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li><li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality.">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li><li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons.">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li><li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles.">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors.">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li><li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning.">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li><li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals.">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li><li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging.">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

גירויים חושיים ביותר לעורר תגובות קומבינטורית המופצים על פני רכבים של נוירונים. לפיכך, ניטור סימולטני של פעילות רב נוירון הוא הצורך להבין כיצד גירוי ספציפי המידע מיוצג ומעובד על ידי מעגלים עצביים במוח. הנה, יש לנו הפגנו טכניקות רבות יחידת הקלטה תאיות לאפיין תגובות ר?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td> תגובות </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> אלקטרופיזיולוגיה ציוד </td></tr><tr><td> AC מגבר </td><td> דשא </td><td> הדגם P55 </td><td> להקלטות sensillum בודדות </td></tr><tr><td> אודים לפקח (מודל 3300) </td><td> מערכות AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> מחוייט ערוץ 16 קדם מגבר ומגבר </td><td> קאל. טק. ביולוגית אלקטרוניקת חנות </td><td></td><td> להקלטות AL ומגה </td></tr><tr><td> יחידת רכישת נתונים </td><td> מכשירים הלאומיים </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> אור סיב אופטי </td><td> WPI </td><td> Si-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> מקור האור 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> micromanipulator הידני </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> להקלטות מוח ארבה </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 על דוכן ום </td><td> ליקה </td><td> M80 </td><td> להקלטות מוח ארבה </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> ליקה </td><td> M205C </td><td> להקלטות sensillum בודדות </td></tr><tr><td> שולחן רטט בידוד </td><td> TMC </td><td> 63-500 סדרה </td><td></td></tr><tr><td> micromanipulator הממונע </td><td> סאטר מכשירים </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> אוסצילוסקופ </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> אלקטרודות / בניית כלים &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> האלקטרודה 16-ערוץ </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-ט-3mm-150-121 </td><td> להקלטות אונת מחושים </td></tr><tr><td> צינורות נימים ורוסיליקט עם חוט להט, מזהה 0.69 מ&quot;מ </td><td> סאטר מכשירים </td><td> BF120-69-10 </td><td> להכנת אלקטרודות זכוכית </td></tr><tr><td> Micropipette חולץ </td><td> סאטר מכשירים </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> הגנרטור פונקציה </td><td> מודד מחסן </td><td> SG1639A </td><td> לאלקטרודות זהב ציפוי </td></tr><tr><td> פתרון ציפוי זהב (לא ציאניד) </td><td> תעשיות SIFCO </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> בוחן אימפדנס </td><td> בק אלקטרוניקה בע&quot;מ </td><td> IMP-2 </td><td> לאלקטרודות זהב ציפוי </td></tr><tr><td> מתג סיבובי </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> לזהב plאלקטרודות ating </td></tr><tr><td> דופק מבודד </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> לאלקטרודות זהב ציפוי </td></tr><tr><td> בעל האלקטרודה סדרה ש </td><td> וורנר מכשירים </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> סילבר חוט 0.010 &quot;קוטר </td><td> מערכות AM </td><td> 782500 </td><td> האלקטרודה קרקע </td></tr><tr><td> 8 פינים מח&quot;ש שקע IC </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> צינורות נימים ורוסיליקט עם חוט להט, מזהה 0.58 מ&quot;מ </td><td> וורנר מכשירים </td><td> 64-0787 </td><td> בניית tetrode תיל מפותלת </td></tr><tr><td> אקדח חום </td><td> ולר </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 חוט </td><td> Kanthal טכנולוגיות Precision </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> כייל הצלחת שייקר </td><td> Thermoמדעי </td><td> 4625Q </td><td> חוטים נפתלים </td></tr><tr><td> מספרי קרביד, 4.5 &quot; </td><td> המחקר ביו Instr </td><td> 25-1000 </td><td> לחיתוך חוטי tetrode מעוותים </td></tr><tr><td> פינצטה נקודה העדינה </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> לחוטי tetrode מתגרים חוץ </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> משלוח ריח </td></tr><tr><td> 6 מזרק מ&quot;ל </td><td> קנדל </td><td> 1180600777 </td><td> למנהג נועד פחם פעיל מסנן </td></tr><tr><td> בקבוקי ריח חומים </td><td> דיג </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> פחם </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48c </td><td></td></tr><tr><td> חומר יבוש </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> גז Drierite ייבוש צנצנת </td><td> הפישר סיינטיפיק </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> מחמם לכווץ צינורות </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> הכנת ריח מסנן </td></tr><tr><td> רכזת מזרק מחט אלומיניום, מד 19 </td><td> קנדל </td><td> 8881-200136 </td><td> למתן כניסה וקווים דואליים לבקבוקי ריח </td></tr><tr><td> שמן מינרלים </td><td> כימיקלי Mallinckrodt </td><td> 6357-04 </td><td> לדילול ריח </td></tr><tr><td> צינורות Nalgene פלסטיק, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> למסירת גז מוביל </td></tr><tr><td> פניאומטיים picopump </td><td> WPI </td><td> sys-pv820 </td><td> למסירת ריח </td></tr><tr><td> 0.86 מ&quot;מ מזהה צינורות פוליאתילן </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> לבקבוק ריח לשקע connectiתוספות וצינורות שפע מי מלח </td></tr><tr><td> פקקים </td><td> מעבדת טהורה </td><td> 97041 </td><td> לאיטום בקבוקי ריח </td></tr><tr><td> קלטת זמן </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> luer אבובים </td><td> קולמן לבן זוג </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> צינור ואקום </td><td> מקמאסטר-קאר </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> הכנה / Dissection </td></tr><tr><td> 100 15 צלחת פטרי מ&quot;מ x </td><td> VWR הבינלאומי </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> חוטי נחושת תקועי AWG 18 </td><td> לאפי Kabel </td><td> 4510013 </td><td> בידוד תיל משמש כאטמי גומי </td></tr><tr><td> התחברות לרשת גדילי חוטים 22 AWG </td><td> AlphaWire </td><td> 1551 </td><td> מוחפלטפורמה </td></tr><tr><td> טיק שעווה </td><td> אקארד </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> שעוות פריפרית שיניים </td><td> הנרי שיין-שיניים </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore הבינלאומי </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> אפוקסי, 5 דקות </td><td> PERMATEX </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> רכזת אלומיניום מזרק </td><td> קנדל </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> פרוטאז מStreptomyces griseus </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> P5147 </td><td> לdesheathing מוח ארבה </td></tr><tr><td> חוט תפירה שאינו סטרילית </td><td> דיג </td><td> NC9087024 </td><td> לקשירת הבטן לאחר הסרת מעי </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> לאיטום amאתרי putation </td></tr><tr><td> דומון # 1 מלקחיים (גס) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> דומון # 5 טיטניום מלקחיים (קנס) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> דומון # 5SF מלקחיים (ועדין) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing מוח ארבה </td></tr><tr><td> 10 סנטימטרים לנתח מספריים </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> להסרת רגליים וכנפיים </td></tr><tr><td> מספרי Vannas (קנס) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> להסרת ציפורן, גזירת המעי הקדמי </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> שפע מי מלח </td></tr><tr><td> סיומת קבוצה עם רגולטור ספיקה </td><td> מור רפואי </td><td> 69136 </td><td> לויסות זרימה מי מלח </td></tr><tr><td> IV ממשל הקים עםאתר ההזרקה Y </td><td> מור רפואי </td><td> 73190 </td><td> לויסות זרימה מי מלח </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

זיהוי ופירוש של רמזי חוש ריח הם קריטיים להישרדות של יצורים רבים. למרבה הפלא, מינים על פני טווח מערכת יש מערכות חוש ריח דומות להפליא שמרמזים כי הגישה הביולוגית כימית לחישה בצורה מיטבית לאורך זמן אבולוציוני 1. במערכת הרחת חרקים, odorants הם transduced ידי נוירונים קולטניים ריח (orn) באנטנה, המשתמשים בגירויים כימיים לרכבות של פוטנציאל פעולה. קלט חושי מORNs אז העביר לאונת מחושים (AL; מבנה דומה לפקעת הרחת חוליות). בAL, ייצוגים עצביים לריחות בצורה של דפוסי ירי חלל ובזמן המופצים על פני רכבים של נוירונים העיקריים (PNS; מכונה גם נוירונים הקרנה) 2,3. פלט AL מעובד לאחר מכן על ידי תאי קניון (KCs) בגוף במורד זרם הפטריות (MB), מבנה הקשור לזיכרון ולמידת הרחת 4,5. שלהדואר, אנו מציגים טכניקות הקלטת אלקטרו לעקוב אחרי תגובות ריח מעורר עצביות במעגלי ריח אלה. ראשית, אנו מציגים שיטת הקלטת sensillum יחידה כדי לחקור את תגובות ריח מעורר ברמה של אוכלוסיות של ORNs 6,7. אנו דנים בשימוש בpipettes המלוח מלא חדד זכוכית כאלקטרודות extracellularly לעקוב אחרי תגובות orn. בשלב הבא, אנו מציגים שיטת extracellularly לעקוב אחרי תגובות PN באמצעות אלקטרודה מסחרית 16-ערוץ 3. גישה דומה באמצעות חוט tetrode ערוץ 8-מעווה אישית הוא הוכיח לתא הקלטות קניון 8. אנו מספקים פרטי ההתקנה הניסיונית שלנו ועקבות הקלטה יציגה נוכחיות לכל אחת מהשיטות הללו.

תגובות ריח של עוררו-orn אחת לשני כהלים שונים מוצגות באיור 3D. בהתאם למיקום ההקלטה (סוג sensilla, מיקום של האלקטרודה) הקלטות מרובות יחידה יכול להיות מושגת. גל תאי גלם מקלטת AL מוצג באיור 6 א. פוטנציאל פעולה או קוצים של אמפל...

Watch this Scientific Journal Video about Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits at JoVE.com

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

אנחנו מדגימים וריאציות של טכניקה רבת יחידת ההקלטה התאית לאפיין תגובות ריח מעורר בשלושת השלבים הראשונים של מסלול ההרחה חסר חוליות. טכניקות אלה יכולים בקלות להיות מותאמות לבחינת פעילות הרכב במערכות עצביות אחרות גם כן.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K Views.  Washington University in St. Louis. אנחנו מדגימים וריאציות של טכניקה רבת יחידת ההקלטה התאית לאפיין תגובות ריח מעורר בשלושת השלבים הראשונים של מסלול ההרחה חסר חוליות. טכניקות אלה יכולים בקלות להיות מותאמות לבחינת פעילות הרכב במערכות עצביות אחרות גם כן.

Video: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

השרשה כירורגית של אלקטרודות עצביות כרוניות להקלטת פעילות יחידה אחת אותות Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

הקלטה אופטית של פעילות עצבית suprathreshold עם רזולוצית תא בודד ויחיד ספייק

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

זיהוי נדיפים חוש ריח באמצעות קלטות כרומטוגרפיה-Multi-יחידת גז (GCMR) באונת מחושי החרקים

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

הקלטה וניתוח של מקצבי יממה בריצת גלגל פעילות במכרסמים

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

הפרעות optogenetic של פעילות עצבית עם תאורת לייזר בחצי ללא פגע<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים בתנועה

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

שימוש יחיד Sensillum הקלטה לזיהוי תגובות חוש הריח Neuron של באגס במיטה לSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

הקלטה תאית של העצבית פעילות משולבת עם Microiontophoretic יישום של חומרי Neuroactive עכברי Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

הקלטת פעילות עצבית הנגרמת טמפרטורה באמצעות ניטור שינויי סידן נורה חוש הריח של<em&gt; Laevis Xenopus</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Quadunple Immunostaining של הנורה חוש הריח עבור ויזואליזציה של חוש הריח חושפת אקסון מולקולרית קודי זהות

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

חַד<em&gt; בויבו</em&gt; הקלטות אלקטרו של הפוטנציאל שדה מקומי פעילות מרובת יחידות מן מסלול Hyperdirect ב חולדות הרדמה

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...