עבודה זו נתמכה על ידי מענקים מהמכון הלאומי לבריאות (AR-49419, DD), ניוון שרירים אגודים (DD), והכשרת NIH מענק T90DK70105 (CH).

1. הערכה של נכסים וההתכווצות פסיביים של vivo לשעבר השריר אדי מאפייני ההתכווצות ופסיביים של שריר האד נמדדים vivo לשעבר באמצעות אורורה המדעית במערכת בדיקת שריר המבחנה. עיין בטבלת המס &#39;1 לחומרים וציוד. הכנת ציוד 1.1 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב את אמבטית רקמות האיבר ידי הבטחת oxytube לאמבטית רקמת מי מעייל. צרף האמבטיה כנסה למנגנון השרירים הגוברים. חבר את קו הגז לoxytube. הדק את קווי זרימת מים לאמבטית רקמת מי מעייל ולמקם את שסתום המחט לניקוז האמבטיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את מי אמבטית המחזור ולהתאים את הטמפרטורה עד 30 מעלות צלזיוס 7. אפשר 5 PSI (ק&quot;ג לסנטימטר רבוע) של 95% O CO 2 -5% 2 לזרום דרך oxytube. מלא את האמבטיה בחיץ רינגר. לאזן חיץ לפחות10 דקות עם זרימת גז קבועה על ידי התאמת שסתום oxytube. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את המכשירים (ממריץ, מערכת מנוף מצב כפול, וממשק אות). טען את השריר השולט על תוכנה הדינמית (DMC) בהתאם להוראתו של היצרן. </li></ol> נתיחת שריר 1.2 אדי כל המחקרים בבעלי החיים חייבים להיות מאושרים על ידי הטיפול בבעלי החיים המוסדיים ועדה ושימוש. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדם עכבר עם הזרקת intraperitoneal של 2.5 μl / משקל גוף גרם קוקטייל ההרדמה (ראה סעיף חומרים). לאורך כל ההליך כירורגי, העומק של הרגעה נבדק על ידי ביצוע קמצוץ בוהן. תוספת של 10% ממינון ההרדמה הראשונית מנוהלת בעת צורך לשמור על בעלי החיים תחת הרדמה. גילוח האיבר האחורי. לשמור על טמפרטורת ליבת הגוף על 37 מעלות צלזיוס לפני הליך נתיחה על ידי צבת העכבר על משטח חימום. טמפרטורת הגוף מבוקרת על ידי המדידה רקטלית temperat כל הזמןיור באמצעות בדיקה תרמית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכבר שכיבה על קרש החיתוך (איור 1). לקלף את עור הרגל לחשוף את שרירי הגפיים האחוריים. אבטח את הרגל ברחוב sylgard באמצעות שתי סיכות תופרות, אחד ברגל והשני בשריר gracilis. מקם מנורת חום מעל גוף העכבר כדי לשמור על טמפרטורת גוף הליבה ב 37 ° C. כל זמן superfuse כל השרירים שנחשפו עם חיץ רינגר. מסנן חיץ עודף באמצעות קו ואקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את גיד ת&quot;א דיסטלי ורצועות פושטים תחת stereomicroscope על ידי ביתור העור לכיוון כף הרגל. בעדינות להסיר את כיסוי fascia שרירי ת&quot;א. חותך את רצועות פושטים לשחרר את גיד ת&quot;א דיסטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את גיד ת&quot;א הדיסטלי ומשתמש בו כדי לקלף את שרירי ת&quot;א. מוציא בזהירות את שרירי ת&quot;א בקובץ המצורף הפרוקסימלי שלה. מניח חתיכה דקה של הכותנה הספוגה החיץ של רינגר ליד שריר אדי לספוג דימום שנגרם על ידי הקרע של כלי דם שרירי ת&quot;א. שימוש בקו הוואקום כדי להסיר חיץ ודם עודף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור קשרים מרובעים כפולים אחרי קשר לולאה באמצעות תפרי משי לחם בצומת שריר הגיד (MTJ) של שריר אדי דיסטלי (איור 2). עושה חתך בחלק הדיסטאלי של שריר biceps femoris לחשוף שרירי אדי הפרוקסימלי. חזור על אותה הקבוצה של קשר (איור 2) בMTJ של גיד אדי הפרוקסימלי. צרף וו זרוע מנוף לאו הפרוקסימלי או את קשרי דיסטלי עם קשר מרובע כפול באמצעות אותו קו התפר. הוא ניתק את קו התפר שנותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את גיד אדי הפרוקסימלי העדיף על קשר התפר הפרוקסימלי. הרם את שריר האד עם הוו ולחתוך את כלי הדם מתחת לשריר. חותך את גיד אדי דיסטלי הנחות קשר התפר דיסטלי כדי להסיר את שריר האד מהאיבר האחורי. כריכה האחורי האיבר החשוף בפיסת הכותנה הספוגה חיץ רינגר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף הקרס לזרוע המנוף. יישר את השרירים אנכייםבין שתי אלקטרודות. לאבטח את קו תפר דיסטלי לתפקיד הקבוע. הרם את אמבטית הרקמה לשקע את השרירים בחיץ רינגר. כוון את מתח המנוחה ל1.0 גרם באמצעות שלב התרגום גס / עדין הכפול ולאפשר לשריר לאזן לפחות 10 דקות. </li></ol> 1.3 מדידת תכונות ההתכווצות ופסיביות של שריר אדי השתמש בטבלה 2 כדי להגדיר את הפרמטרים בתוכנת ד&quot;ש לכל אחת מהמדידות הבאות. לנתח את הנתונים באמצעות ניתוח השרירים הדינמי (DMA) תוכנה. 1.3.1 מדידת תכונות ההתכווצות של שריר אדי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרות את שריר אדי שלוש פעמים ב 150 הרץ עם 60 שניות זו מזו כדי לייצב את השרירים 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרות את שריר האד במתחי מנוחה שונים כדי לקבוע את האורך האופטימלי (Lo). האורך האופטימלי הוא האורך שבו שריר מתפתח מתח עווית מרבית. לאפשר לשרירלהירגע במשך 2 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את מתח המנוחה ללו. מדוד כוח השריר בעווית גירוי יחיד. לקבוע את הכח המוחלט העווית (PT), זמן למתח שיא (TPT) וזמן הרפית מחצית (½ RT) של Pt. לאפשר לשריר לנוח למשך 2 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את מתח המנוחה ללו. מדוד כוח שרירי tetanic נוצר גירוי בתדרים שונים (50, 80, 100, 120, 150 ו 200 הרץ). לקבוע את הכח המוחלט המקסימאלי tetanic השריר (פו) שבו כוח השריר מגיע מקסימאלי. מדוד את TPT ו½ RT של 9 פו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר לשריר לנוח למשך 5 דקות. כוון את מתח המנוחה ללו. החל 10 מחזורים של התכווצויות אקסצנטריות עם מנוחת 2 דקות בין המחזורים. לחשב את אובדן כוחו היחסי של פו אחרי כל מחזור של כיווץ אקסצנטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוק שריר האד מהמכשיר וחתך את הגידים באתר התפר. לקבוע את המשקל הרטוב השריר ולחשב את שטח חתך השריר הנגדי (CSA)6,10. </li></ol> 1.3.2 מדידת התכונות הפסיביות של שרירי אדי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנתח את שרירי אדי הנגדיים ולצרף אותו למכשיר, כמתואר בסעיף 1.2, על שלבי 2 עד 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נושא שרירי האד לפרוטוקול מתיחת שישה שלב שבו השריר מתוח עד 160 Lo% עם תוספת של Lo 10%. נתח 6 פרופיל מתח המתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעריך את הנכס הצמיג של שריר האד על ידי מדידת קצב הרפית המתח (SRR) במסגרות הזמן הבאות לאחר המתיחה ומחזיק את השריר ב10% Lo: מפסגה ל0.1s לאחר השיא (PP), מ -0.1 ל 0.2s עמ &#39;, בין 0.2 ל 0.5s עמ&#39;, בין 0.5 ל 1s pp ובין 1 ל 1.5s עמ &#39; </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסוף המחקר, להרדים את העכבר על ידי נקע צוואר רחם ו / או עריפה בעוד העכבר הוא עדיין מורדם. ניתוק שריר האד מהמכשיר וחתך את הגידים באתר התפר. לקבוע את המשקל הרטוב השריר ולחשב את השריר הנגדי seאזור ctional (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. הערכה של מאפייני ההתכווצות של שריר ת&quot;א באתר מאפייני ההתכווצות של שריר ת&quot;א נמדדים באורורה המדעית במערכת בדיקת שריר אתר. עיין בטבלת המס &#39;1 לחומרים וציוד. הכנת ציוד 2.1 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחמם את השלב החייתי תרם המבוקר עד 37 מעלות צלזיוס שימוש במי האמבטיה במחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את המכשירים (ממריץ, מערכת מנוף מצב כפול, וממשק אות). טען את תוכנת DMC פי ההוראות של היצרן. </li></ol> 2.2 הכנה של השריר בת&quot;א למדידת כוח אתר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדם עכבר, לגלח את האיבר האחורי ולחשוף את שרירי ת&quot;א כמתוארת בשלבי 1 עד 3 בסעיף 1.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור קשר מרובע כפול סביב הרצועה USI הפיקהng תפר משי לחם. לקשור קשר מרובע כפול אחרי קשר לולאה בMTJ של שריר ת&quot;א דיסטלי (איור 2), לקשור קשר מרובע כפול נוסף עוזב ~ לולאת 10 מ&quot;מימ מפקעת גיד ת&quot;א דיסטלי באמצעות אותו קו התפר. הנח את הקשר המרובע הכפול השני בצד של הלולאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הסיכות מהאיבר האחורי ולמקם את החיה מועדת. לחשוף את שרירי femoris רירי. עושה חתך בקו האמצע כדי לחשוף את גיד הנשה. לקשור קשר מרובע כפול סביב הקצה הפרוקסימלי של עצב הירך. חתוך צד אחד מקווי התפר וחותך את העצבים העדיפים על הקשר. בעדינות, מושך את גיד הנשה לכיוון הברך באמצעות קו התפר ולנקות את הרקמה הסובבת חיבור לחופשי ~ 5 מ&quot;מ אורכו. אל תמתח עצב במהלך הליך זה וכל זמן superfuse העצב עם חיץ צלצול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את שרירי ת&quot;א הנגדיות כמתוארים בשלבים 1 עד 3. כריכה אחת הגפיים האחוריים החשופים בפיסת הר&quot;י<html> החיץ של nger ספוג כותנה. כל זמן superfuse שני גפיים אחוריים עם מראש התחמם (37 ° C) חיץ רינגר. הסר חיץ עודף באמצעות קו ואקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את בעלי החיים נוטים על הפלטפורמה של בעלי החיים. צרף בעל מהדק הברך לפלטפורמת החיה ולאבטח את שתי ברכיים לסיכת המתכת עם קשרים כפולים מרובעים באמצעות קווי תפר רצועות הפיקה. הצמד את שתי רגליו על בלוק sylgard באמצעות סיכות תופרות. אבטח את פלטפורמת חיה על הבמה תרמה המבוקרת. מקם מנורת החום כדי לשמור על טמפרטורת גוף ליבת חיה על 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את מחזיק האלקטרודה לפלטפורמת החיה ולהניח את גיד הנשה על האלקטרודה באמצעות קו התפר. שמור את האלקטרודה הרחק מרירי הגפיים האחוריים. חותך את גיד ת&quot;א הדיסטלי של הגפיים האחוריים שנחשפו באתר MTJ התפר. צרף לולאת תפר גיד ת&quot;א דיסטלי לוו זרוע המנוף. כסה את שרירי הגפיים האחוריים החשופים עם הכותנה הספוגה החיץ של רינגר חם. </li></ol>&gt; 2.3 מדידת תכונות ההתכווצות של שריר ת&quot;א <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בטבלה 2 להגדיר את הפרמטרים בתוכנת DMC. עקוב באותו הפרוטוקול שתואר בסעיף 1.3.1 כדי לקבוע את תכונות ההתכווצות של שריר ת&quot;א. לנתח את הנתונים באמצעות תוכנת DMA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מדידת רכוש כויץ, לנתק את לולאת דיסטלי ת&quot;א גיד התפר מוו זרוע הפלס. הסר את שרירי ת&quot;א. לקבוע את המשקל הרטוב השריר ולחשב CSA 10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד את תכונות ההתכווצות של השריר הנגדי ת&quot;א לפי שלבים 1 עד 3 שתואר לעיל. להרדים את העכבר על פי הנחיות מוסדיות בסוף המחקר. </li></ol>

<ol>
	<li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite:+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb.">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li><li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle.">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li><li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin:+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus.">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li><li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction.">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li><li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age.">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li><li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice.">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li><li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro.">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li><li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress.">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li><li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle.">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li><li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy.">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

בפרוטוקול זה, יש לנו מאויר מבחנים פיסיולוגיים למדידת שריר edl ואת מאפייני ההתכווצות של שריר ת&quot;א את מאפייני התכווצות ופסיביים. דאגה עיקרית בלימודי פיזיולוגיה של שרירים היא החמצון של שריר המטרה. לשרירים גדולים (כגון שרירי ת&quot;א), בגישה באתרו עדיף מכיוון דיפוזיה חמצן מהמאגר של רינגר לא יכולה להגיע למרכז של השריר בבדיקת מבחנה. בגישת אתרו לא מפריע לאספקת דם נורמלית והיפוקסיה הקשורים השפעות מלאכותיות הם נמנעו. שרירי האד הוא אחד מהשרירים הנפוצים ביותר במחקר פיזיולוגיה. חמצון נאות של כל השרירים יכול להיות מושג במערכת במבחנה בגלל הגודל הקטן של השרירים. יתר על כן, במערכת המבחנה מספקת סביבה סגורה כדי לתפעל את הריכוזים של יונים (Ca 2 +, Na + ו K +) וחמיםרישיונות CAL (ATP וגלוקוז) הנדרשים לייצור כוח שריר אופטימלי. זה מציע הזדמנות מצוינת לבחון את ההשפעה של משתנים אלו על ייצור כוח. מדידה מדויקת של תכונות התכווצות ופסיביות של שרירי הגפה היא קריטית כדי ללמוד לתפקד שריר שלד. שינויים אופייניים של נכסים אלה נחשבים לעתים קרובות כסימני ההיכר של מחלות שרירים שונות. שינויים בפרמטרים אלה הם גם מדדים חשובים כדי לקבוע אם טיפול ניסיוני הוא יעיל או לא.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> חומר </td><td> יצרן </td><td></td><td> מפרטים והערות </td></tr><tr><td> אמבטית רקמות איבר </td><td> מיקלוש רדנוטי כבר LLC, קליפורניה, ארה&quot;ב </td><td></td><td> אמבט מים-מעייל רקמה (מק&quot;ט 158351-LL), צינור חמצן disperser (Cat # 160192), שסתום luer (חתול # 120722) </td></tr><tr><td> במחזור אמבט מים </td><td> הפישר סיינטיפיק, Waltham, מסצ&#39;וסטס, ארה&quot;ב </td><td></td><td></td></tr><tr><td> תערובת גז </td><td> Airgas הלאומי, שרלוט, צפון קרוליינה, ארה&quot;ב </td><td></td><td> 95% O 2 ו 5% CO 2 </td></tr><tr><td> במנגנון בדיקת תפקוד שרירי המבחנה </td><td> אורורה המדעית, אורורה, ON, קנדה </td><td></td><td> המערכת מורכבת ממערכת מנוף מצב הכפול (דגם # 300C או 305C) ממריץ (דגם # 701A), ממשק אות (דגם # 604B) ומבחן apparatus (דגם # 800A) להר אנכי אמבטית איבר רקמה </td></tr><tr><td> בתוכנת בדיקת תפקוד שרירי מבחנה </td><td></td><td></td><td> שריר שליטת תוכנה דינמית (DMC) וניתוח נתוני שליטה בשרירים דינמי (DMA) תוכנה </td></tr><tr><td> קוקטייל הרדמה מאוסה מעורב ב0.9% NaCl </td><td> עיין בהנחיות המוסדיות </td><td></td><td> קטמין (25 מ&quot;ג / מ&quot;ל), xylazine (2.5 מ&quot;ג / מ&quot;ל) וacepromazine (0.5 מ&quot;ג / מ&quot;ל). לאורך כל ההליך כירורגי, תוספת של 10% מהמינון ההתחלתי עשויה להיות נחוצה כדי לשמור על בעלי חיים תחת הרדמה. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> מכשיר דיוק העולם </td><td> חתול # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> קרש חיתוך פרספקס מחוייט </td><td> בבית תוכנן </td><td></td><td> עיין באיור 1 </td></tr><tr><td> מנורת חימום </td><td> חברת תאורה מותחת,בוסטון, מסצ&#39;וסטס, ארה&quot;ב </td><td></td><td> מנורת 15 ואט כדי לשמור על חם במהלך נתיחת העכבר </td></tr><tr><td> המאגר של רינגר </td><td> כימיקלים נרכשים מפישר סיינטיפיק, Waltham, מסצ&#39;וסטס, ארה&quot;ב </td><td></td><td> רכב במ&quot;מ: 1.2 nah 2 PO 4 (חתול # S369), 1 MgSO 4 (חתול # M63), 4.83 KCl (Cat # P217), 137 NaCl (מק&quot;ט 217), 24 3 NaHCO (Cat # S233), 2 CaCl 2 (החתול # C79) וגלוקוז 10 (מק&quot;ט D16). ממס כימיקלים בנפרד ולערבב לפי הסדר הרשום לעיל. לאחסן ב 4 ° C. </td></tr><tr><td> מיקרוסקופ לנתח סטריאו </td><td> ניקון, מלוויל, ניו יורק, ארה&quot;ב </td><td></td><td></td></tr><tr><td> כלי נתיחה </td><td> כלי מדע פיין, הפוסטר סיטי, קליפורניה, ארה&quot;ב </td><td></td><td> מלקחיים גסים, מספריים גסים, מלקחיים עדינים (סטרייט וזווית של 45 °) </td></tr><tr><td> תפר משי קלוע # 4-0 </td><td> SofSilk USSC סוtures, Norwalk, CT, ארה&quot;ב </td><td> חתול # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> וו נירוסטה בהזמנה אישית </td><td> חלקים קטנים, Inc </td><td></td><td> 2&#39;&#39; ארוך S / S 304V (0.18&#39;&#39; קוטר) למתמר הכח 305C או 2.5&#39;&#39; הארוך S / S 304V (0.012&#39;&#39; קוטר) למתמר 300C (Cat # ASTM A313) </td></tr><tr><td> במערכת assay תפקוד שרירי אתר </td><td> אורורה המדעית, אורורה, ON, קנדה </td><td></td><td> המערכת (809B, במנגנון עכבר אתר) מורכבת ממערכת מנוף מצב הכפול (דגם # 305C) ממריץ (דגם # 701B), ממשק אות (דגם # 604A) ומנגנון אדן מבוקר תרם (דגם # 809A ) </td></tr><tr><td> בתוכנת בדיקת תפקוד שרירי מבחנה </td><td> אורורה המדעית, אורורה, ON, קנדה </td><td></td><td> שריר שליטת תוכנה דינמית (DMC) וניתוח נתוני שליטה בשרירים דינמי (DMA) תוכנה </td></tr><tr><td> פלטפורמת חית מחוייט ת&quot;א assay </td><td> בבית תוכנן </td><td></td><td> עיין באיור 2 </td></tr><tr><td> וו נירוסטה בהזמנה אישית </td><td> חלקים קטנים, Inc </td><td> החתול # ASTM A313 </td><td> 0.5&#39;&#39; הארוך S / S 304V (0.18&#39;&#39; קוטר) </td></tr><tr><td> אלקטרודות פלטינת 25G מחוייט </td><td> Enterprises Chalgren, גילרוי, קליפורניה </td><td></td><td> הלחמת 2 0.016&#39;&#39; חוטי פלטינה עבה לשני 24G חוטי חשמל </td></tr></tbody></table> טבלת 1. חומרים וציוד.

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

תנועות גוף ניתנות בעיקר על ידי תפקוד מכאני של שריר השלד. שרירי שלד מורכבים מצרורות רבות של myofibers המכוסים ברקמות חיבור תוך שרירית. כל myofiber מכיל הרבה myofibrils הפועל longitudinally לאורך myofiber. Myofibrils הם מנגנון ההתכווצות של שריר והם מורכבים מיחידות חוזרות המכונות התכווצות sarcomeres. יחידת sarcomere מכילה סיבית יקטין ומיוזין שהם מרווחים על ידי דיסקי Z וחלבון titin. תפקוד מכאני של שריר השלד מוגדר על ידי מאפייני התכווצות ופסיביים של שרירים. מאפייני ההתכווצות משמשים כדי לאפיין את כמות הכח שנוצרה במהלך התכווצות שרירים, שעת יצירת כוח והזמן של הרפיית שרירים. כל גורם המשפיע על התכווצות שרירים (כגון אינטראקציה בין סיבי מיוזין, הומאוסטזיס של סידן, יחס ATP / ADP, וכו &#39;ותקטין) משפיע על נכס כויץrties. המאפיינים הפסיביים מתייחסים לתכונות האלסטיות וצמיגות (נוקשות וצמיגות) של השריר בהעדר ההתכווצות. נכסים אלו נקבעים על ידי תאיים והרכיבים המבניים התאיים (כגון titin) ורקמות חיבור (בעיקר קולגן) 1-2. מאפייני ההתכווצות ופסיביים הם שני היבטים בלתי נפרדים מתפקוד שרירים. לדוגמה, כיפוף מרפק מושג על ידי התכווצות של שרירים בתא הקדמי של הזרוע העליונה ומתיחה פסיבית של שרירים בתא האחורי של הזרוע העליונה. כדי להבין באמת תפקוד שרירים, שני מאפייני ההתכווצות פסיביים וצריכים ללמוד. התכונות המכאניות ההתכווצות ו / או פסיביות של שרירים לעתים קרובות נפגעים במחל שרירים. דוגמה טובה היא ניוון שרירים דושנו (DMD), שרירים חמורים מבזבזים את המחלה הנגרמת על ידי המחסור בדיסטרופין 3. הדיסטרופין הוא prote cytoskeletalשבמייצב את קרום תא השריר (sarcolemma) במהלך 4 התכווצות שרירים. בהעדר דיסטרופין, sarcolemma ניזוק על ידי כוח הגזירה שנוצר במהלך העברת כוח. קרום זה קורע יוזם תגובת שרשרת שמובילה למוות ואובדן של מכונות התכווצות תאי שריר. כתוצאה מכך, כוח השרירים מצטמצם וmyofibers המת מוחלפים על ידי רקמות fibrotic 5. שינוי זה מגדיל מאוחר נוקשות שרירים 6. מדידה מדויקת של שינויים אלה מספקת מדריך חשוב להעריך את התקדמות מחלה ולקבוע את היעילות טיפולית של גן הרומן / תא / התערבויות תרופתיות. כאן, אנו מציגים שתי שיטות להערכה של שתי התכונות מכאניות וההתכווצות פסיביות של longus extensor digitorum (אדי) שריר ואת מאפייני ההתכווצות של שריר tibialis הקדמי (ת&quot;א).

את התוצאות הבאות הן ייצוג מהדוחות הקודמים שלנו 6,9. נתונים מוצגים כשגיאה מתכוון ± תקן של ממוצע. טבלה 3 מציגה את מאפייני מורפומטריות של שרירי האד בBL10 הנורמלי ועכברים דיסטרופין-לקויים (MDX) ב4 עד 6 חודשים של גיל. איור 4 מראה תכונות התכווצות פסיביות ומייצגות של שרירי edl מ BL10 וMDX עכברים. מאפייני ההתכווצות של שריר אדי מתוארים לתנאים הבאים כוללים (כוח המוחלט מחולק בCSA) הספציפי כוח העווית (איור 4 א), כוח tetanic מקסימאלי מסוים (איור 4 ב), וTPT ½ RT של כוח tetanic המקסימאלי המוחלט (האיור 4C ו-D). TPT ו½ RT ניתן גם לחשב מכוח העווית המוחלטת. פרופיל מתח המתח (4E איור) וSRR (4F איור)מחדש המשמש לתיאור המאפיינים הפסיביים של שרירי האד. היעדר דיסטרופין יש השפעה משמעותית על תכונות התכווצות ופסיביות של שריר אדי 6,9. עווית מסוימת וכוחות tetanic מופחתים באופן משמעותי בשריר אדי MDX. TPT הוא באופן משמעותי מהר יותר תוך ½ RT הוא איטי באופן משמעותי בשריר אדי MDX. פרופיל מתח המתח עולה כי קשיחותו גדלה באופן משמעותי בשריר אדי MDX. שרירי אדי MDX גם תשואות כוח התנגדות משמעותית הרבה יותר גבוה (מתח פסיבי) לפני שהגיע לשיא המתח, ואילו לחצים לאחר השיא לרדת הרבה יותר מהר. יתר על כן, SRR היה גבוה באופן משמעותי בשריר אדי MDX בהשוואה לזו של שריר אדי BL10. ניתוח סטטיסטי מובהקות סטטיסטיות בין שתי קבוצות מנותחות על ידי מבחן t סטודנטים. ליםמשמעות tatistical בקרב קבוצות מרובות, לכיוון אחד או ניתוח ANOVA דו כיוונית ואחרי ניתוח שלאחר הוק Bonferroni מומלצת באמצעות תוכנת SAS (SAS Institute Inc, Cary, NC). הבדל נחשב משמעותי כאשר p &lt;0.05. טבלת 1. חומרים וציוד. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> ניסיון </td><td class="jove_content_small"> מתח מנוחה (גרם) </td><td class="jove_content_small"> דופק תדר (רץ) </td><td class="jove_content_small"> רוחב פולס (ms) </td><td class="jove_content_small"> משך גירוי (ms) </td><td class="jove_content_small"> אורך למתוח </td><td class="jove_content_small"> למתוח משך (ms) </td><td class="jove_content_small"> שיעור למתוח </td><td class="jove_content_small"> תגובות </td></tr><tr><td colspan="9"> 1. הערכה של נכסים והתכווצות פסיביים של השרירים vivo לשעבר אדי </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1 מדידת תכונות ההתכווצות של שריר אדי </td></tr><tr><td> 1. להתחמם </td><td> 1.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> הנח את השרירים עבור 60 שניות בין כל גירוי. התכווצויות tetanic ראשוניות אלה לייצב את השרירים למדידות באות. </td></tr><tr><td> 2. אורך שריר אופטימלי (Lo) </td><td> 0.5, 1.0, 1.5 ו -2.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> לאפשר לשריר לנוח למשך 30 שניות בין כל גירוי. מדוד את אורך השריר האופטימלי באמצעות קליפר דיגיטלי. </td></tr><tr><td> 3. טוויים יחידיםtch כוח (PT) </td><td> התאם מתח מנוחה ללו </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. כוח השרירים Tetanic </td><td> התאם מתח מנוחה ללו </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 ו 200 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> לאפשר לשריר לנוח לדקה 1 בין כל גירוי. לקבוע את התדירות שיוצרת tetanic הכח המוחלט המקסימאלי (פו). </td></tr><tr><td> 5. כיווץ אקסצנטרי </td><td> התאם מתח מנוחה ללו </td><td> השתמש בתדר שיוצר כוח tetanic המרבי (פו) </td><td> 0.2 </td><td> 700 </td><td> 10% Lo </td><td> אחרונות 200 מילישניות של משך הגירוי </td><td> 0.5 Lo / שני </td><td> חזור על הכיווץ האקסצנטרי במשך 10 מחזורים עם 2 דקות מנוחה בין המחזורים. </td></tr><tr><td> 6. CSA של שריר אדי </td&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (מסת שריר (ז) / [1.06 גר &#39;/ 3 סנטימטר (Lo x 0.44)]. 1.06 / סנטימטר גרם 3 הוא צפיפות השריר ו0.44 הם אורך סיבי שריר אדי ללו יחס. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2 מדידת התכונות הפסיביות של שרירי אדי </td></tr><tr><td> 1. שישה צעד מתיחת פרוטוקול </td><td> התאם מתח מנוחה ללו </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 סנטימטר / שני </td><td> חזור על פרוטוקול מתיחות עם תוספת של 10% עד Lo Lo 160% הוא הגיע. Alow 1.5 שניות בין מחזורי מתיחה. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> התאם מתח מנוחה ללו </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 סנטימטר / שני </td><td> SSR מחושב על ידי חלוקת ההבדל במתח עם tIME חלף בין שתי נקודתי זמן במסגרת זמן. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2.3 מדידת תכונות ההתכווצות של שריר ת&quot;א </td></tr><tr><td> 1. להתחמם </td><td> 4.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> הנח את השרירים עבור 60 שניות בין כל גירוי. </td></tr><tr><td> 2. אורך שריר אופטימלי (Lo) </td><td> 3.0, 4.0, 5.0, 6.0 ו -7.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> לאפשר לשריר לנוח למשך 30 שניות בין כל גירוי. מדוד את אורך השריר האופטימלי באמצעות קליפר דיגיטלי. </td></tr><tr><td> 3. CSA של שריר ת&quot;א </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (מסת שריר (ז) / [1.06 גר &#39;/ 3 סנטימטר (Lo x 0.6)]. 0.6 הם אורך סיבי שריר ת&quot;א לLo raTio. </td></tr></tbody></table> טבלת 2. פרמטרים להערכה של התכונות המכאניות של שרירי edl ות&quot;א. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> להתאמץ </td><td> גיל (חודש) </td><td> משקל גוף (ז) </td><td> אדי משקל (מ&quot;ג) </td><td> אדי Lo (מ&quot;מ) </td><td> אדי CSA (מ&quot;מ 2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32.03 ± 0.57 </td><td> 13.90 ± 0.77 </td><td> 14.09 ± 0.04 </td><td> 2.12 ± 0.12 </td></tr><tr><td> MDX </td><td> 6 </td><td> 35.44 ± 0.42 * </td><td> 16.73 ± 0.42 * </td><td> 13.93 ± 0.05 * </td><td> 2.57 ± 0.07 * </td></tr></tbody></table> לוח 3. מאפייני מורפומטריות של שרירי האד. *, הערך בmdעכברי x הם שונים באופן משמעותי מזה של גיל המתאים-BL10 עכברים. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="איור 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> איור 1. תרשים סכמטי של קרש חיתוך עכבר מחוייט. קרש החיתוך עשוי מפרספקס עבה סנטימטר וחצי והיה מפוברק בחנות המוסדית. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.</a> <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="איור 2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; איור 2. סדרה של תמונות דיגיטליות המציגות את השלבים של קשירת קשר מרובע כפול אחרי קשר לולאה בMTJ. אסטריסק,<html> שרירי אד; חץ, הגיד הדיסטלי של שריר האד. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="איור 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; איור 3. תרשים סכמטי של הפלטפורמה אישית לבדיקת תפקוד שרירי ת&quot;א אתר. פלטפורמת חית פרספקס ובעל ברך הנירוסטה תוכננו לעלות על 809B במנגנון עכבר אתר. *, מוט נירוסטה (מק&quot;ט MPR-2.0 , Siskiyou, Pass מענקים, OR); # בעל, יוניברסל האלקטרודה (Cat # MXB, Siskiyou, Pass מענקים, OR); §, מוט מצורף האלקטרודה (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Pass מענקים, OR); ** Sylgard בלוק. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.</a> ge = &quot;תמיד&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="איור 4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; איור 4. תוצאות נציג למאפייני ההתכווצות ופסיביים של שריר האד. מאפייני ההתכווצות של שריר אדי מתאפיינים בכח הספציפי העווית (), כוח tetanic הספציפי (ב &#39;), הזמן למתח שיא (C) וזמן הרפית המחצית (ד&#39;). התכונות הפסיביות של שרירי אדי מוערכות על ידי פרופיל מתח המתח (E) וממסר. *, עכברי MDX שונים באופן משמעותי מגיל מתאים BL10 עכברים.

Watch this Scientific Journal Video about Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice at JoVE.com

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

שינויים בנכסים והתכווצות שרירי גפיים מכאניים פסיביים הם סמנים חשובים למחל שרירים. כתב יד זה מתאר מבחנים פיסיולוגיים למדידת נכסים אלה בlongus העכברי extensor digitorum ושרירים קדמיים tibialis.

הערכה של תפקוד שרירים של שריר extensor digitorum Longus<em&gt; גופיים</em&gt; ושריר קדמי tibialis<em&gt; באתר</em&gt; בעכברים

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

evaluation-muscle-function-extensor-digitorum-longus-muscle-ex-vivo

Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K Views.  University of Missouri. שינויים בנכסים והתכווצות שרירי גפיים מכאניים פסיביים הם סמנים חשובים למחל שרירים. כתב יד זה מתאר מבחנים פיסיולוגיים למדידת נכסים אלה בlongus העכברי extensor digitorum ושרירים קדמיים tibialis.

Video: Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

מיו מכני ניתוח בשרירי השלד מבודדת

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Medicine

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

יישומים של<em&gt; In vivo</em&gt; בדיקות פונקציונליות של עכברוש השוקה הקדמי להערכת רקמות מהונדסות תיקון שרירי שלד

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Bioengineering

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

<em&gt; במבחנה</emהכנת שרירים עצבים&gt; עכבר למבוגרים ללימוד מאפייני ירי afferents השריר

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

Neuroscience

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

ניתוח חצי אוטומטי של מורפולוגיה שרירי השלד העכבר והרכב סיבים מסוג

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

הערכת Vivo לשעבר של התכווצות, ועיפנות Alternans בשרירי שלד מבודדים

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

הערכת דור חיל איזומטרי והאקסצנטרית של שרירי שלד מבודד ממודלים עכבריים של ניוון שרירים

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

הערכה בלתי פולשני של תפקוד השרירים Dorsiflexor בעכברים

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

אימוני התנגדות מותאמים למינון בעכברים עם סיכון מופחת לפגיעה בשרירים

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

מדידת ספיגת גלוקוז מגורה באינסולין ובהתכווצות בשרירי שלד בוגרים מבודדים ומדגרים מעכברים

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

In vivo מדידה של שריר המתיר הברך תפקוד שריר בעכברים

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

הערכה של תפקוד שרירים של שריר extensor digitorum Longus

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video