גרנט הצטיינות מהמחלקה לענייני ותיקים ומענק T32-HL098062 מNHLBI של המכונים הלאומיים לבריאות נתמכת על עבודה זו. ברצוננו להודות לעצתו של רנדולף H. הייסטינגס, MD, Ph.D. בהכרת תודה והייעוץ ותמיכה של היחידה לרפואת הווטרינרית של מערכת בריאות VA סן דייגו.

1. הכנת בעלי החיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג עכברים, כי הם מבוגרים יותר מגיל 8 שבועות ויותר מ 20 g (יכולים להיות מחוברים לצינורות עכברים קטנים יותר על ידי מומחה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק עכברים עם 20 מ&quot;ג / קילוגרם, כל אחת, של קטמין ו xylazine intraperitoneally כpreanesthetic. (מינון זה אינו מספיק על מנת להרדים את העכבר באופן מלא, אך מאפשר העברה בטוחה, לאחר אינטובציה, להנשמה מלאכותית.) עם זאת, התאמה של המינונים עשויה להיות נחוצה על פי תגובת ההרדמה בהתייעצות עם הווטרינר המוסדי.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום הרדמה בעכברים עם .3.5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה ל90-120 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב לקצב הנשימה בזהירות. זה צריך להאט בהדרגה כדי לא פחות מ 45 פעימות לדקה. </li></ol></li></ol> 2. הכנה לאינטובציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את העכבר מתא האינדוקציה ועורפו בחוזקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בסדר מרופדים לגנטly להאריך את הלשון מהפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על סיומת של הלשון על ידי החזקת הלשון בין שתי אצבעות והפעלת כוח עדין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את העכבר על ספקולום של Otoscope בתנועה אנכית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תראה דרך העיניים של Otoscope תוך scruffing בחוזקה ולמשוך את העכבר בעדינות על ידי הלשון ועורפו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חפש בזהירות את מיתרי קול. הם צריכים להיות גלויים לעין בשלב זה. Aditus laryngis (המבנה של הפתח בגרון) צריך להיראות יחסית לבן. לא צריך להיות תנועה של מיתרים עם כל נשימה. אם המיתרים לא זזים או הם דמיינו בצורה גרועה, לסובב את החיה מעט ובעדינות hyperextend הצוואר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם היד הדומיננטית, להחזיק 20 G, 1 בקטטר, באורך 1 סנטימטר של צינורות PE10 הרחבת דרך קצה הצנתר, כמו עיפרון והכנס אותה לצד השני של המשקפת. צינורות PE משמש כstylet או פתילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את Tubi PE10ng (stylet) דרך מיתרי קול ולקדם 20 קטטר G (הטובוס) מעל צינורות PE עד הרכזת הוא ברמה של השן החותכת התחתונה. הסר stylet זה במהירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לקחת את בעלי החיים משל ספקולום ולאמת את מיקום הצינור על ידי הצבת את החיה על מאוורר מכאני עם 2% isoflurane הרציף כדי לשמור על הרדמה כללית לאורך כל הניסוי. דמיינו אוויר שפג תוקפם (בועות) עובר מלכודת PEEP כדי לאשר אינטובציה. למרות אינטובציה הוושט עלולה לגרום לכמה בועות, זה לא יהיה בולט או עקבי עם אינטובציה endotracheal כ. כמו כן, הקפד על מעקב לחץ אוויר לסטיות שליליות (איור 1). אלה מאשרים מיקום נכון של הצינור. לחלופין, הנח כמות קטנה של מים לצינורות עירוי ולחבר אותו לצינור ET. אימות תנועה מהעכבר עם נשימה 2. במקרה של אינטובציה הוושט, עמ &#39;התחקות ressure תגלה לחצים ואין סטיות שליליות גבוהים יותר באופן משמעותי. למרות CO סוף הגאות 2 יהיה מועיל, מבחינה טכנית זה יהיה קשה מאוד בהתחשב בכמויות קטנות של גאות ושפל (~ μl 200) והציוד לעשות את זה יהיה מאוד יקר. הטכניקות פשוטות שתוארו מספיקות באופן מלא והרבה פחות יקר. אם ההרדמה isoflurane אינה זמינה, ניתן לבצע את כל ההליכים באמצעות קטמין 80-120 מ&quot;ג / קילוגרם בשיתוף עם xylazine 10-20 מ&quot;ג / קילוגרם להרדמה כללית. </li></ol> 3. טכניקה אלטרנטיבית: ישיר laryngoscopy עם טכניקת Otoscope משמשת בקלות למטרות אחרות, בעיקר להחדרה ישירה של חומרי לימוד לריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום הרדמה בבעלי החיים עם isoflurane לבד להליך זה ב.3.5% ל90-120 שניות בחדר האינדוקציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עורף החיה בחוזקה בבסיס הגולגולת ולהאריך את הלשון בעדינותעם מלקחיים בסדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את הלשון בעדינות, מושך את בעלי החיים ישר בספקולום (ללא שינוי) עד שהחיה לא יכולה להיות משך למעלה עוד יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן דמיינו את מיתרי הקול בתדירות הגבוהה ביותר על ידי טכניקה זו בלבד, אלא לסובב את בעלי החיים ומורחבים היפר הצוואר כדי להביא אותם לתצוגה מלאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את פיפטה ג&#39;ל טעינה המכילה instillate למייתרי הקול ולהחדיר את הנוזל. בגלל ספקולום עושה חותם עם hypopharynx העכבר יהיה לשאוב כל נוזל שיורית שלא עובר את המיתרים. זה מאומת בקלות על ידי rhonchorous נשמע את העכבר עכשיו עושה כאשר נשימה עד שהנוזל מופץ באופן מלא בתוך הריאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, להתחבר לצינורות PE10 מזרק 0.5 מיליליטר מכיל 50 μl של נוזל עם בולוס אוויר מאחורי נוזלי. לקדם את צינורות PE בזהירות דרך מיתרי קול ל0.5 סנטימטר ולפרוק את התוכן אל תוך דרכי הנשימה באיטיות. עם זאת, מדי פעם טראומה לדרך הנשימה התחתונה מתרחשת uלשיר בטכניקה זו ללא אספקה ​​טובה יותר של המדגם. </li></ol>

<ol>
	<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy.">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li><li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice.">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li><li>Orebaugh, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Succinylcholine:+adverse+effects+and+alternatives+in+emergency+medicine.">Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine.</a> Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).</li><li>Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cardiac+electrophysiology+studies+in+the+mouse.">In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse.</a> Circulation. 94, 2641-2648 (1996).</li><li>Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclosporin+A+attenuates+genetic+airway+hyperresponsiveness+in+mice+but+not+through+inhibition+of+CD4++or+CD8++T+cells.">Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).</li><li>Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+hyperresponsiveness+to+acetylcholine:+segregation+analysis+and+evidence+for+linkage+to+murine+chromosome+6.">Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab. 41, 128-135 (2007).</li><li>Boll, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+single-breath-hold+micro-computed+tomography+of+thoracic+and+abdominal+structures+in+mice+using+a+simplified+method+for+intubation.">High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>De Vleeschauwer, S. p. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+invasive+lung+function+measurements+in+intubated+mice:+an+approach+for+longitudinal+lung+research.">Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research.</a> Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).</li><li>Singer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left-sided+mouse+intubation:+description+and+evaluation.">Left-sided mouse intubation: description and evaluation.</a> Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li></ol>

החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

בדו&quot;ח זה אנו מתארים טכניקה פשוטה ואמינה לצנרר עכברים שהוא לא טראומטי וניתן להשתמש בם שוב ושוב באותה החיה. טכניקה זו יכולה להיות מושלמת עם מעבדה פשוטה או ציוד רפואי שניתן לרכוש תמורת סכום צנוע. הטכניקה של laryngoscopy הישיר, שפורסמה לראשונה בהייסטינגס ועמיתי 4, יכול?...

עכבר המעבדה החליף כמעט את כל המינים כמודל יונקים העיקריים של ביולוגיה וpathobiology. עכבר המעבדה הוא מיני היונקים הקטנים ביותר, כי הוכח באופן ברור ונרחב כדי להיות בעל ערך כמודל למחלה אנושית והוכיח לא יסולא בפז בהתקדמות של ההבנה של ביולוגיה ומחלות האנושיות שלנו. זמן ההריון הקצר והעלות נמוכה באופן משמעותי אפשר פיתוח ומחקר של עכברי null ומהונדסים ככלי שבשגרה במחקר ביו. עם זאת, גודלו של עכבר המעבדה הממוצע (20-25 גר &#39;) הגביל את המחקר שלהם במחקרים המבוססים מבחינה פיזיולוגית או בניתוח, וכתוצאה מכך, כמה חוקרים ללמוד מיני יונקים גדולים יותר. מכשול לשימוש בעכברים במחקרים אלה הוא הקושי שנתקל עם טכניקות אינטובציה שתאפשר מדידות פיסיולוגיות או פרוצדורות כירורגיות נרחבות בהרדמה עמוקה. ההנשמה 1 שמשה כte סטנדרטיchnique במקום אינטובציה בגלל קלות רבה יותר של ביצוע טכניקה זו ומיומנות צנועה הנדרשת. עם זאת, ההנשמה היא לא תורם למחקרי ניתוח כרוניים או שחזור; וכך, הוא מוגבל לניסויים חריפים. ההנשמה יכולה להיות גם משתנה בלבול במחקר שבו דלקת או רפלקסים פיסיולוגיים רגישים הן חשובות. המעבדה שלנו ניסתה את רוב הטכניקות שתוארו על ידי חוקרים אחרים ומצאה את מספק עבור מגוון רחב של סיבות. ההנשמה היא טראומטית מדי וגורמת לדימום ודלקת בדרכי הנשימה. הרבה יותר בעייתי הוא שזה לא יכול להיות חוזר ונשנה יתכן. טכניקות פולשנית יחסית רבות הדורשות השקעה צנועה בציוד לא מספיק אמינות. טכניקות אחרות דורשות ציוד יקר שקשה להצדיק מבלי לדעת אם הציוד יעבוד ביישום ספציפי. לפיכך, אנו מבקשים לפתח טכניקה לא טראומטית שלא נדרשת יותר tהאן השקעה צנועה בציוד מיוחד, יכול להתבצע במהירות ובאופן אמין, יכול להיות חוזר ונשנה במודלים כרוניים, ויכול לשמש במספר רב של בעלי חיים. כאן אנו מדווחים טכניקה כזו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="706">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:411px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:144px;">Welch Allyn</td>
			<td align="right" style="width:83px;">21700</td>
			<td style="width:69px;">&#160;$188.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Otoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">71000</td>
			<td>&#160;$112.20</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Reuseable Speculum</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">22002</td>
			<td>&#160;$ 3.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fine Forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>18-779</td>
			<td>&#160;$107.18</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Small clamp stand to hold otoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Optional Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td>
			<td>Summit Medical</td>
			<td></td>
			<td align="right">$3,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Flexivent (Animal Ventilator)</td>
			<td>SCIREQ</td>
			<td></td>
			<td align="right">$35,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Intravenous catheter (20 ga x 1 inch)</td>
			<td>BD</td>
			<td align="right">381233</td>
			<td>&#160;$&#160; 9.62</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft</td>
			<td>Intramedic, Clay-Adams</td>
			<td align="right">427401</td>
			<td>&#160;$115.70</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td>
			<td>Butler</td>
			<td align="right">23061</td>
			<td>&#160;$10.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Xylazine (100 ml bottle)</td>
			<td>Vedco</td>
			<td align="right">24105</td>
			<td>&#160;$20.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane (250 ml bottle)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>&#160;$15.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NDC 0069-0094-01</td>
			<td align="right">$15.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope

עכברים, שניהם wildtype ומהונדס, הם המודל של היונקים העיקריים במחקר ביו כרגע. אינטובציה והנשמה מלאכותית נחוצות לניסויים בבעלי חיים שלמים שדורשים ניתוח בהרדמה או מדידות של תפקודי ריאות עמוקות. ההנשמה כבר את התקן לintubating את דרכי הנשימה בעכברים אלה כדי לאפשר אוורור מכאני. אינטובציה orotracheal כבר דיווחה, אך לא נוצלה בהצלחה במחקרים רבים בשל הקושי הטכני משמעותי או דרישה לציוד מיוחד ויקר מאוד. כאן אנו מדווחים טכניקה של laryngoscopy הישיר באמצעות מצויד עם ספקולום 2.0 מ&quot;מ Otoscope ובאמצעות קטטר לוריד 20 G כמו הטובוס. אנחנו השתמשנו בטכניקה זו בהרחבה ובאמינות לצנרר ולבצע הערכות מדויקות של תפקוד ריאות בעכברים. טכניקה זו הוכיחה בטוחה, ללא מהות אובדן בעלי חיים בידיים מנוסים. יתר על כן, בטכניקה זויכול לשמש למחקרים חוזרים ונשנים של עכברים במודלים כרוניים.

אינטובציה עם הטכניקה הנ&quot;ל היא אמינה ומהירה. המיקום המתאים של הטובוס מאומת בקלות על ידי התבוננות מבעבעת גז שפג תוקפו מאיבר הנשיפה מתחת למים של של מעגל המאוורר (בדרך כלל במלכודת PEEP) וסטיות שליליות על לחץ אוויר התחקות (איור 1). הסטיות השליליות על מעקב לחץ אוויר...

Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope at JoVE.com

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

אנחנו פיתחנו שיטה פשוטה, אמינה, וזולה יחסית לאינטובציה endotracheal בעכברים באמצעות laryngoscopy הישיר באמצעות אוטוסקופ עם ספקולום 2.0 מ&quot;מ. טכניקה זו היא atraumatic ויכולה לשמש למדידות חוזרות בניסויים כרוניים. אנחנו מוצאים את זה מעולה להנשמה או בעבר דיווח טכניקות נזקקה לניתוח.

Endotracheal אינטובציה בעכברים<em&gt; דרך</em&gt; ישיר laryngoscopy באמצעות אוטוסקופ

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

endotracheal-intubation-mice-via-direct-laryngoscopy-using-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

30.8K Views.  VA San Diego Healthcare System.  אנחנו פיתחנו שיטה פשוטה, אמינה, וזולה יחסית לאינטובציה endotracheal בעכברים באמצעות laryngoscopy הישיר באמצעות אוטוסקופ עם ספקולום 2.0 מ"מ. טכניקה זו היא atraumatic ויכולה לשמש למדידות חוזרות בניסויים כרוניים. אנחנו מוצאים את זה מעולה להנשמה או בעבר דיוו?...

Video: Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

באמצעות PCR כמוני בזמן אמת לקביעת engraftment תא התורם במודל תחרותי Murine מח עצם השתלה

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

Heterotopic הרירי Engrafting נוהל העברת תרופות ישיר למוח בעכברים

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

גרימת פציעה חריפה של הריאה בעכברים על ידי הישירה ליפופוליסכראסטיליאלגרלציה

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

וחזר אורוקנה אל בעכברים

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

אינטובציה אנדוטרצ'יאלית עיוורת בארנבים יילודים

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

משלוח תרופות ישיר לכליות דרך עורק הכליה

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות אנדוסקופ אינטובציה גמיש כמודל סטנדרטי לניהול בטוח של דרכי הנשימה בחזירים

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

<meta charset="utf8"></head><body>פרוטוקול אינטובציה אנדוטרכאלית מבוסס טרכאוטומיה עבור מודלים של חולדות שאינן הישרדותיות

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...