המחברים מבקשים להודות לNSERC (מדעי טבע והנדסת מועצה של קנדה) למימון, קתרין Pagiatikis על עזרתה בריצות ראשוניות, סורה אבו Mallouh ופרדריק פהים לבדיקת הפרוטוקול, ריצ&#39;רד פרבו של LaVision, Inc לקבלת תמיכה טכנית, וגיא קלוטייה מאוניברסיטת מונטריאול להלוואה של המצלמה במהירות גבוהה DALSA.

1. שבב ייצור הצעד הראשון הוא ליצור או לרכוש microchannel שלך. ישנן אפשרויות רבות עבור חומר שבב אלקטרוני. אחד החומרים הנפוצים ביותר שנבחרו הוא פולי (dimethylsiloxane) (PDMS). ישנם פרסומים רבים על הכיוונים לPDMS ייצור באמצעות יתוגרפיה הרכה 16,17,18. ברגע שערוץ PDMS הוא מפוברק, ישנם מספר טיפולי שטח העומדים לרשות להפוך hydrophobicity הטבעי שלה. טיפול פלזמה חומצן הוא אפשרות נפוצה. ואו, אליס, וVoelcker (2009) נותנים סקירה של טיפולי שטח וכיצד הם משפיעים על PDMS. תוצאות אלו הן למים לעומת זאת, ויש לו דם מאפיינים שונים. מחקר על מה שאומר על טיפול במשטח דם נעשה על ידי פיטס et al. (2012a). לקבלת התוצאות שהוצגו כאן, משטחי שבבים ושקופיות הזכוכית הם היוערובה לשניהם נחשפו לפלזמת חומץ למשך 45 שניות ולאחר מכן לחץ יחד כתוצאה היטב בקשר קבוע. 2. הכנת דם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף דגימות דם ממתקן מוכר. לדוגמא דם חזירי ניתן להשתמש בחומצת ethylenediaminetetraacetic (EDTA) כנוגד קרישה. הוסף 1 גרם EDTA עם 4 מ&quot;ל של מים, ולאחר מכן להוסיף את הפתרון לכל 1 ליטר של הדם, ערבוב בעדינות 10x. </li></ol> כשתרימו את דגימות דם, לאפשר להם להתקרר באיטיות לRT. דגימות דם צריכה להיות טריות, ומשמשות באופן אידיאלי היום הם נאספים כדי לשמר את מאפייני rheological של הדם. דגימות עשויות להיות בקירור פעם אחת ב RT; דם כל זאת ללא נוגד קרישה יהיה שמיש לאחר קירור. בהתאם לנוגד הקרישה, יכול להישמר בקירור RBCs לתקופה של עד 42 ימים, וכולו דם יכול להישמר בקירור במשך 35 ימים, אך הזיהום יהיה אפשרי שבאינם מ &#39;מתקן edical 21. בנוסף, יש להיזהר משיטת איסוף דגימות עם שור או חזיריות, ולמנוע זיהום על ידי מח עצם. <ol start="2" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה דגימות דם 3x בסל&quot;ד 3000 למשך 10 דקות בכל פעם. לאחר צנטריפוגה הראשונה, הסר את הפלזמה ומעיל באפי, זורקים. זה בדרך כלל הקל ביותר כדי להסיר את הפלזמה ראשונה, ולאחר מכן למחוק או לשמור לשימוש עתידי, ולאחר מכן להסיר את מעיל באפי לבד. </li></ol> להציג את פיפטה לאט, כדי שלא לערבב את מעיל באפי חזרה אל הדם. לאחר הסרת מעיל באפי, להוסיף כ -20 מ&quot;ל של בופר פוספט (PBS) ומערבבים בעדינות, recentrifuge. חזור על השלב אחרון. לאחר צנטריפוגה השלישית, הסר את מעיל באפי PBS ונותר, זורקים. כמו כן ניתן להשתמש בפלזמת היליד במקום PBS אם אתה רוצה לשמור את מאפייני הצבירה של הדם. הקפד לא לערבב כל אפי מעיל או לבןתאי דם לתוך הפלזמה. <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את תאי דם אדומים (RBCs ניקו) ולהשעות בPBS או פלזמה בריכוזים רצויים (hematocrits). בדקו hematocrits עם microcentrifuge (CritSpin FisherSci, ארה&quot;ב). </li></ol> דם ב -10 עד 20% המטוקריט צריך להיות קל יותר לדמיין מאשר 40 או 50% (המטוקריט פיסיולוגי). בזרימת הדם, הדם הוא בדרך כלל חצי המטוקריט של מחזור מאקרו, ולכן H = 20 הוא נאות 15. <ol start="4" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף fluorescing חלקיקים נותבים בריכוז הרצוי לדגימות הדם. הכלל הוא שיש 10 חלקיקים בחלון מתאם, אשר יכול להיות מחושבים מראש. </li></ol> לדוגמה, 30 μl של חלקיקים מתווספים ל1 מ&quot;ל של תמיסת דם להגדרה המתוארת בסרטון. לחלופין, את RBCs עצמם יכולים להיות מתויג fluorescently. <ol start="5" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בנוסף לכך, להפוך את פתרון כיול עם מים ושפעתorescing חלקיקים. יהיה צורך לכייל את המערכת עם פתרון הניוטונית. </li></ol> לדוגמה, בעת שימוש במטרת 10X עם ערוץ בקנה המידה של 100 מיקרומטר, ריכוז מתאים הוא 300 μl של חלקיקים מעורבבים עם 15 מ&quot;ל של מים מזוקקים. אפשרות נוספת היא להשתמש בגליצרול מדולל במים מזוקקים לצמיגות של 3cP, שהוא קרוב יותר לצמיגות המאקרו של הדם. 3. מדידות μPIV <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בטיחות לייזר: בדקו טמפרטורה ולחות. להרכיב משקפיים בטיחות לייזר מתאימים. סגור את וילון לייזר או להדליק את סימן לייזר על דלת המעבדה על כדי למנוע מאנשים אינם מוגנים מלהיות חשוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הליך עם תוכנת דייוויס מוצג בסרטון. לפרטים נוספים עיין במדריך למשתמש של מערכת ספציפית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שלקח את הנתונים, היקף המצלמה צריך להיות מכויל באמצעות מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להקטין את התאימות של המערכת, השתמש בכמות הקצרה ביותר של צינורותד המזרק הנוקשה הקטן ביותר האפשרי, כגון מזרק 15 או 50 μl המילטון gastight. כדי להפחית זליגה של דם או צריכת אוויר למערכת, לאטום צינור למזרק ולשבב. ניתן לעשות זאת עם דבק, PDMS או וזלין (נזהר שלא לזהם את הדם). </li></ol> כדי למלא את מזרק מיקרו עם מים מהולים חלקיקים נותב להשתמש בשיטת backflow מכיוון שעוצמת השמע של מזרק מיקרו היא בדרך כלל הרבה יותר קטנה מאשר הנפח למלא. השיטה שלנו מורכבת backflow למלא את מזרק מיקרו וערוץ יחד באמצעות הפלט של הערוץ באמצעות מזרק פלסטיק משני. לשם כך, תחילה להסיר את מזרק מיקרו הבוכנה, ואז לדחוף את הנוזל באמצעות מזרק הפלסטיק הקלסית שצורף ליציאה של הערוץ, לאפשר את זרימת הנוזל מתוך מזרק מיקרו עד שכל microbubbles נמצא מחוץ למייקרו מזרק, צינורות או שבב, סוף סוף החזיר את הבוכנה, ונתק את מזרק הפלסטיק. נוכחות oהיעדר R של microbubbles ניתן לאמת עם מיקרוסקופ. <ol start="5" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רמת משאבת המזרק כדי להשיג צינורות אופקי. לתכנת את משאבת המזרק לקצב זרימה רצויה. </li></ol> להיות מודע להשפעות המעבר האפשריות, כמו &quot;אפקט צוואר הבקבוק&quot;, למערכת נוקשה או התאימות של המערכת שמשנה את קצב הזרימה בפועל. פעמים אופייניות של מערכת יכולות להיות מוערכות כפונקציה של החומרים והממדים של המערכת. (פרק 2, עמ &#39;77-81, Tabeling, 2005) <ol start="6" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח שבב על הבמה מיקרוסקופ ולהתחיל את המשאבה. השתמש במים עם חלקיקים לכייל את המערכת לפרופיל המהירות הבינונית ולכייל את dT (הזמן בין תמונות פעמו). </li></ol> החלקיקים צריכים לנוע בין 5 ל 10 פיקסלים בין מסגרות למתאם טוב 11. כאשר הכיול, להיות זהיר כדי למדוד באמצע הערוץ. מטוס ההתמקדות באמצע יש הגבוה ביותרמהירות 8. אם להשתמש בערוץ עגול, להיות זהיר של הצללה אפקטים. תמונת מדגם מוצגת באיור 2, תוך שימוש במצלמת פעם, ואילו בתמונה העליונה היא הדופק הראשון והתמונה התחתונה היא הדופק השני. ניתן לראות באיור שהנקודות הבהירות (fluorescing חלקיקים) הן הכי בפוקוס. <ol start="7" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונלי: על ידי לקיחת נתונים בגבהים שונים ניתן לשחזר פרופיל מהירות 3D על ידי הוספת הווקטורים השונים לתמונה אחת. הווידאו מציג את שגרה שפותחה עבור האוטומציה של התהליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר לוקחים נתונים עם הדם, למלא את המזרק עם כמות רצויה של דם באותה השיטה כמו מים. לתכנת את משאבת המזרק לקצב הזרימה הרצויה, ולקחת את הנתונים רצויים. דוגמה לתמונות גולמיות המתקבלות מוצגת באיור 2. היזהר של שקיעת RBC גם כן. מילוי במזרק כל ריצה או כלריצה אחרת תפחית את יישוב RBC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר רכישת תמונות, מתאם הצלב מבוצע על זוגות התמונה לקבל שדות וקטור מהירות בין תמונות. זה חשוב לנו תמונות טובות שיש מתאם טוב. לפני תתאים, אפשר לעשות עיבוד מראש כדי להסיר רעשי רקע. </li></ol> מתאם הצלב נעשה בין חלונות בתמונות הסמוכות, אשר יכולה להיות מגוונות בגודל ובצורה להשפיע על הקשר. לאחר מתאם צלב, אפשר לעשות את עיבוד תמונה להודעה להסיר וקטורים או חריגים שגויים. ניתן למצוא תיאור מפורט של האפשרויות הזמינות השונות ודיוקיהם בפיטס et al. (2012b), שבו העיבוד הטוב ביותר עבור דם נמצא כי השיטה של &quot;תמונת חפיפה&quot; עם החלונות הוארך באורך ומיושר עם הזרם . ניתן לעשות פעולות אלו באופן ידני בתכנית כמו MATLAB, או בתוך חבילת תוכנה עם המערכת שלך.<html> תוכנה היא לא חשובה, את המתמטיקה שמאחורי הפעילות היא חשובה יותר וכל פעולה יכולה להשפיע על הדיוק של פרופיל המהירות הסופי. יכולים להיות בממוצע הווקטורים וכתוצאה מכך השטח מעבר לתעלה כדי להשיג פרופילי מהירות רגעיים, ולאחר מכן שוב בממוצע בזמן כדי להשיג את פרופיל מהירות ממוצע, נציג. Kloosterman et al. (2011) נותן הסבר לשגיאה במדידות μPIV בי עומק השדה הוא גדול. ניתן למצוא דיונים על השגיאה של עיבוד נתונים שהוצג כאן בפיטס et al. (2012b) למדידות ופעמו Chayer et al. (2012) למדידות במהירות הגבוהות. דוגמאות לפרופילי מהירות מוצגות באיורים 3 ו -4. איור 3 מציג פרופיל מהירות אחת לאמצע של זרימת 10 μl / שעה של RBC ב-H = 10 בערוץ 140 מיקרומטר רחב. אוהל &quot;&gt; פרופיל יחיד זו מושגת על ידי חישוב ממוצע וקטורי קורלציה מעבר לתעלה כדי לקבל פרופיל מהירות, ולאחר מכן בממוצע בזמן כדי לקבל מדידה מייצגת. במקרה זה, 100 זוגות היו בממוצע בזמן על פני שדה הראייה. דוגמה לפרופיל המשוחזר 3D נלקח לכיול זרימת מים בערוץ מרובע 100 מיקרומטר עם קצב זרימה מתוכנת של 30 μl / שעה נמצאת באיור 4. באיור 4, את הפרופילים נמדדים במרווחים של 1 מיקרומטר. <ol start="10" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונלי: בתמונות המתוארות הגדרת המהירות הגבוהות שניתן לנקוט באותם תנאים על ידי מיתוג מצלמות (ורכישת מערכות מידע). זה יכול להיות שימושי עבור לדמיין את שכבת תא ללא בערוץ, וצבירה לכימות. ניתוח הנתונים הוא שונה במקצת (Chayer et al., 2012). </li></ol> דוגמאות של תמונות אור לבנות עם ובלי RBC צבירה הן presented באיור 5 ב-H = 20. את התמונות למעלה מראה H = 20 ב-PBS, אשר מסיר את היכולת של RBC לצבירה, בμl 1 / שעה. התמונה התחתונה היא H = 20 בפלזמה האם ברמה של 0.5 μl / שעה. בתמונה התחתונה, הצבירה גלויה. <ol start="11" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לסגור את המערכת בצורה בטוחה כאשר הושלמו מדידות. השתמש בנהלי בטיחות לייזר מתאימים עד לייזר מקור כוח הוא לסגור לחלוטין. </li></ol>

<ol>
	<li>Santiago, J. G., Wereley, S. T., Meinhart, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+particle+image+velocimetry+system+for+microfluidics.">A particle image velocimetry system for microfluidics.</a> Experiments in Fluids. 25, 316-319 (1998).</li><li>Sugii, Y., Okamoto, K., Nishio, S., Nakano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Velocity+Measurement+in+Micro+Tube+by+Highly+Accurate+PIV+Technique.">Evaluation of Velocity Measurement in Micro Tube by Highly Accurate PIV Technique.</a> , 1-5 (2001).</li><li>Park, J. S., Choi, C. K., Kihm, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optically+sliced+micro-PIV+using+confocal+laser+scanning+microscopy+(CLSM).">Optically sliced micro-PIV using confocal laser scanning microscopy (CLSM).</a> Exp. Fluids. 37 (1), 105-119 (2004).</li><li>King, M. R., Bansal, D., Kim, M. B., Sarelius, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+hematocrit+and+leukocyte+adherence+on+flow+direction+in+the+microcirculation.">The effect of hematocrit and leukocyte adherence on flow direction in the microcirculation.</a> Ann. of Biomed. Eng. 32 (6), 803-814 (2004).</li><li>Lima, R., Wada, S., Tsubota, K., Yamaguchi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confocal+micro-PIV+measurements+of+three-dimensional+profiles+of+cell+suspension+flow+in+a+square+microchannel.">Confocal micro-PIV measurements of three-dimensional profiles of cell suspension flow in a square microchannel.</a> Meas. Sci. Tech. 17 (4), 797-808 (2006).</li><li>Wereley, S. T., Santiago, J. G., Chiu, R., Meinhart, C. D., Adrian, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-resolution+particle+image+velocimetry.">Micro-resolution particle image velocimetry.</a> Micro- and Nanofabricated Structures and Devices for Biomedical Environmental Applications. 3258, 122-133 (1998).</li><li>Meinhart, C. D., Wereley, S. T., Gray, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Volume+illumination+for+two-dimensional+particle+image+velocimetry.">Volume illumination for two-dimensional particle image velocimetry.</a> Measurement Science and Technology. 11, 809-814 (2000).</li><li>Chayer, B., Pitts, K. L., Cloutier, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Velocity+measurement+accuracy+in+optical+microhemodynamics:+experiment+and+simulation.">Velocity measurement accuracy in optical microhemodynamics: experiment and simulation.</a> Physiological Measurement. , (2012).</li><li>Tabeling, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Introduction to Microfluidics. , (2005).</li><li>Olson, M. G., Adrian, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Out-of-focus+effects+on+particle+image+visibility+and+correlation+in+microscopic+particle+image+velocimetry.">Out-of-focus effects on particle image visibility and correlation in microscopic particle image velocimetry.</a> Experiments in Fluids. 29, S166-S174 (2000).</li><li>Wereley, S. T., Meinhart, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+advances+in+micro-particle+image+velocimetry+techniques.">Recent advances in micro-particle image velocimetry techniques.</a> Ann. Rev. Fluid Mech. 42, 557-576 (2010).</li><li>Williams, S. J., Park, C., Wereley, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+and+applications+on+microfluidic+velocimetry.">Advances and applications on microfluidic velocimetry.</a> Microfluid. Nanofluid. 8 (6), 709-726 (2010).</li><li>Chiu, J. J., Chen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+disturbed+flow+on+vascular+endothelium:+Pathophysiological+basis+and+clinical+perspectives.">Effects of disturbed flow on vascular endothelium: Pathophysiological basis and clinical perspectives.</a> Physiol. Rev. 91 (1), 327-387 (2011).</li><li>Secomb, T. W., Pries, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microcirculation:+Physiology+at+the+mesoscale.">The microcirculation: Physiology at the mesoscale.</a> J. Physiol. 589 (5), 1047-1052 (2011).</li><li>Popel, A. S., Johnson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcirculation+and+hemorheology.">Microcirculation and hemorheology.</a> Annual Review of Fluid Mechancis. 37, 43-69 (2005).</li><li>Xia, Y. N., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+Lithography.">Soft Lithography.</a> Angewandte Chemie International Edition England. 37, 551-577 (1998).</li><li>Whitesides, G. M., Stroock, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flexible+methods+for+microfluidics.">Flexible methods for microfluidics.</a> Physics Today. , 42-48 (2001).</li><li>Sia, S. K., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+devices+fabricated+of+poly(dimethylsiloxane)+for+biological+studies.">Microfluidic devices fabricated of poly(dimethylsiloxane) for biological studies.</a> Electrophoresis. 24, 3563-3576 (2003).</li><li>Zhou, J., Ellis, A. V., Voelcker, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+developments+in+PDMS+surface+modifications+for+microfluidic+devices.">Recent developments in PDMS surface modifications for microfluidic devices.</a> Electrophoresis. 31, 2-16 (2009).</li><li>Pitts, K. L., Abu-Mallouh, S., Fenech, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+angle+study+of+blood+dilutions+on+common+microchip+materials.">Contact angle study of blood dilutions on common microchip materials.</a> Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. , (2012).</li><li>Hovav, T., Yedgar, S., Manny, N., Barshtein, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alteration+of+red+blood+cell+aggregability+and+shape+during+blood+storage.">Alteration of red blood cell aggregability and shape during blood storage.</a> Transfusion. 39, 277-281 (1999).</li><li>Pitts, K. L., Mehri, R., Mavriplis, C., Fenech, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-particle+image+velocimetry+measurement+of+blood+flow:+validation+and+analysis+of+data+pre-processing+and+processing+methods.">Micro-particle image velocimetry measurement of blood flow: validation and analysis of data pre-processing and processing methods.</a> Measurement Science and Technology. 23, 105302 (2012).</li><li>Kloosterman, A., Poelma, C., Westerweel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+rate+estimation+in+large+depth-of-field+micro-PIV.">Flow rate estimation in large depth-of-field micro-PIV.</a> Exp. Fluids. 50 (6), 1587-1599 (2011).</li><li>Goldsmith, H. L., Skalak, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics.">Hemodynamics.</a> Annual Review of Fluid Mechanics. 7, 213-247 (1975).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

שימוש μPIV למדידות זרימת דם בקנה המידה של זרימת הדם יכול לתת תובנה מספר רב של תהליכי הנדסה ביו רפואית, מכאני וכימיים הנוגעים בדבר. חלק מגורמי המפתח לחשבון להוא הצפיפות של RBC עצמם, וצבירת deformability של RBC, הצבירה או התנועה של חלקיקי מייקר fluorescing, ויישובם של RBC בערוצים. כל אלה יכולים להיות אחראים אם ההנחיות הכלליות שהותוו לעיל הן אחריו. יש רשימה בסיסית שכדאי לזכור למדידות טובות באמצעות מערכת זו. קודם כל, לקבוע כמה עמידה היא במערכת או המערכת מוצעת. כדי למזער את העמידה להשתמש בכמות של צינורות הקצר ביותר אפשרי והמזרק הקטן ביותר האפשרי. יש מערכות נוקשות פחות עמידה, אבל יכולות להוביל לצווארי בקבוק. למרות קנה המידה הקטנה של המדידות, כוח המשיכה תשפיע על RBC. שמירה על מזרק, צינורות וערוץ באותו הגובה אניאידיאלי של. שנית, קביעת הריכוזים של ההשעיות. ודא שיש מספיק fluorescing חלקיקים נותבים בפתרון ולא יותר מדי גבוהה של ריכוז של RBC. הגדלת הצפיפות של חלקיקים נותבים של מדגם לא להתגבר על האטימות הגלומות של RBCs. כמות החלקיקים נותב תשפיע על הקשר, אבל יש RBCs רבים מדי תגרום הנוזל האטום ואת החלקיקים נותב קשה לתמונה. המטוקריט הכולל של המדגם חייב להישמר נמוך מספיק שמטוס אמצע הערוץ יכול להיות צילמו בצורה ברורה. זוהי פשרה בין המטוקריט וגודל ערוץ. בעומק גדל, הסכום של RBC בין העדשה והמטוס של מדידה גדל, אפילו בhematorcrit הנמוך. כדי דגימות hematorcrit גבוהות יותר תמונה או ערוצים גדולים יותר, יכולה להיות מנוצל בשיטת &quot;תאי רפאים&quot;, ואילו פנים אטומים של RBC מוחלף בנוזל שקוף עבור חלק מRBC (גולדסמית וSkalak, 1975). שלישית, יש לוודא כי microscoPE הוא התמקדות במטוס אמצע הערוץ. ידיעת הגובה של הערוץ המדויק היא חיונית למציאת המטוס באמצע. זכור את הגודל של החלקיקים בגודל של הערוץ, ולחשב את עומק הקשר (DOC) במערכת שלך (Wereley et al., 1998). DOC יכול מאוד להשפיע על הדיוק הנחוץ כדי להשיג במציאת המטוס באמצע. הבדל של מיקרון אחד יכול להשפיע לרעה על הדיוק. ברגע שכמות החלקיקים, בגודל של הערוץ, וDOC נמצאים, ההבדל בזמן בין תמונות פעמו (DT) צריך להיות נחוש. הקפד על 5 עד 10 פיקסלים של תנועה של החלקיקים בין החלונות. התנועה של החלקיקים חייבת להתאים את חלונות המתאם המתוארים בסעיף 3.9. לבסוף, להחליט על השיטה מראש עיבוד, עיבוד או לאחר העיבוד של נתוני וקטור. שיטות רבות זמינות בספרות, אך חלקם מוצלחים יותר מאחרים כשהם מיושמים לדם. השיטה של ​​&quot;תמונה חופפת&quot; היא עו&quot;דised לתזרים דם (פיטס et al., 2012b). גורם נוסף שיש לזכור הוא השכבה &quot;החופשית תא&quot;, שמתועדת היטב בmicrohemodynamics. זהו חוסר RBCs בקיר של הערוץ או הכלי. בבעקבות החלקיקים נותב fluorescing, המשתמש הוא למעשה בעקבות התנועה של הפלזמה. במרכזו של הערוץ או הכלי, המהירות היא מקסימאלי והן יהיו נעים באותה המהירות. בקיר, הפלזמה עדיין תהיה תנועה בזמן תהיה כמה, אם בכלל, RBCs הווה. בקנה המידה שהוצגה כאן עם הגדלה 10X, השכבה ללא תא היא לא measureable אבל בהגדלות גדולות יותר הוא חייב להיות מטופלת. וידאו במהירות גבוהה יאפשר מדידה של עובי השכבה ללא תא. מסקנות μPIV שימש במשך hemorheology ומחקרים ביו מאז זמן קצר לאחר התפתחותה. כאשר מוחלים על הדם זורם בקנה המידהשל זרימת הדם, את ההתנהגות המורכבת של הדם יש בחשבון. פרוטוקול למדידות μPIV של דם זורם בmicrochannels הוצג כאן יחד עם עצות להתמודדות עם האופי המורכב של דם. אפשרויות הדמיה כמה הותוו, כולל תמונות, תמונות פעמו במהירות גבוהה ואפשרות 3D, כמו גם מידע לעיבוד הנתונים. בבאמצעות μPIV למחקר microflow דם, ניתן לנתח את ההשפעה של תרופות, מחלות וטיפולים טיפוליים בצורה של פרופיל המהירות. מדידות אלה שימושיים לרפואה המודרנית והנדסה מאז את הספיגה של חומרים מזינים ותרופות היא גזירה תלויה.

גוף האדם מכיל כלי רבים עם הקוטר פחות מ 50 מיקרומטר, שהם אתר הבורסה הראשי בין דם וברקמות. המחקר של זרימת דם בכלים האלה מייצג אתגר משמעותי הן בשל קנה המידה של מדידות ואת המאפיינים של נוזל דם. מדידות אלה, כוללים שיפוע הלחץ, הגזירה בקיר, ופרופילי מהירות בעורקים קטנים וvenules, הם גורמים מרכזיים הקשורים בתגובות פיסיולוגיות. כיום יש הזדמנויות חסרות תקדים לפתרון אתגרי מדידה אלה, הודות לניסיוני בטכניקות חדשות בקנה מידת מיקרו כדי ללמוד את זרימת הדם ולפתור את הבעיה multiscale זה. velocimetry תמונת מיקרו חלקיקים (μPIV) הוא טכניקת הדמיה המבוססת על זרימת חלקיקים המשמש להערכת פרופילי מהירות זרימת דם בmicrochannels באמצעות מתאם צלב. μPIV, פותח לראשונה על ידי סנטיאגו et al., כבר בשימוש עם hemorheologyמחקרים מאז Sugii et al. בשנת 2001 השתמשו בטכניקה כדי למדוד את זרימת דם ב100 מיקרומטר צינורות זכוכית עגול 1,2. קיימות גישות שונות לμPIV. מצלמות מהיר יכולות לשמש כדי לתאם את תנועתם של תאי דם אדומים (RBCs), ותמונות פעמו יכולות לשמש כדי לתאם את תנועתם של חלקיקים נותבים. אחת מהאפשרויות אלה יכולים להיות בשילוב עם מיקרוסקופ זקוף או הפוך, בהתאם ליישום. בשני המקרים, התוצאה היא פרופיל מהירות 2D. גישה אחרת היא להשתמש במיקרוסקופ confocal להשיג פרופילי 2D and 3D. שיטה זו יושמה לדם 3,4,5. יש מיקרו בקנה מידה PIV כמה סיבוכים בהשוואה למאקרו PIV. במאקרו PIV יכולים להיות מוגבלים את הנתונים למטוס בודד באמצעות גיליונות של אור, אבל בקנה מידת מיקרו נפח התאורה הוא הכרחי. תאורת נפח היא בעיה גדולה יותר להדמיה של זרימת דם מיקרו, כמו את RBCs עצמם הם גדולים בהשוואה לגhannels, והשימוש בRBCs כמו החלקיקים נותב מוביל עד לעומק של מתאם (DOC) אשר יכול להפחית באופן משמעותי את הדיוק של התוצאות חוצות קשר 6,7,8. בעקבות Wereley et al. (1998) DOC לערוץ 40 מיקרומטר גבוה עם RBC כקליעים נותבים הוא 8.8 מיקרומטר, ואילו עם חלקיקים נותב 1 מיקרומטר DOC הוא 6.7 מיקרומטר. הבדל זה הופך להיות בולט יותר בעת שינוי גובה ערוץ וגדלה. בנוסף, RBCs הם אטומים, והגדלת הצפיפות של RBCs בזרימה גורמת לקשיי הדמיה. חלקיקים נותב fluorescing, שימוש לראשונה על ידי סנטיאגו et al. (1998), כבר דגלו ככלי כדי להקטין את ההשפעה של חלקיקים מחוץ למיקוד, בעת שימוש בחלקיקים הקטנים ביותר האפשריים. שימוש fluorescing קוטר 1 מיקרומטר microparticles יחד עם לייזר הוא גישה אחת שעשוי להקטין את עומק הבעיה במיקוד מיקרו זרימת דם הדמיה 10. ישנן מספר ביקורות שוטפות של מדינת μPIV טקhnology, כל אחד מהם מדגיש את החשיבות של μPIV למחקרי זרימת דם 11,12. כמה שיקולים חשובים חייבים להילקח בחשבון בעת ​​שימוש μPIV לדם. ברמת המיקרו, בקנה המידה של זרימת הדם, אינו יכול להיחשב דם נוזל הומוגני, כפי שהיא השעיה של תאים גמישים דם אדום (RBCs), תאי דם לבנים גדולים, טסיות דם וחלבונים אחרים המצויים בנוזל הניוטונית (פלזמה) . את פרופילי המהירות שנמדדו כאן ניתן להשתמש כדי למדוד את מאפיינים מסוימים של את הדם זורם מיקרו. הגורמים החשובים בmicrohemorheology הם קצב הזרימה של הדם, את הצורה של פרופיל המהירות, ומאמץ הגזירה בקיר של כלי השיט. מידע זה יש השלכות קליניות, כמו זרימת הדם הוא האתר להמרת חומרי מזון בגוף, וחילופי הדברים הוא גזירה תלויה. ישנם מספר מחקרי סקירה שוטפים על מצב מחקר בזרימת הדם, כמו גם 13,14,15. מוצג כאן הוא פרוטוקול למדידות μPIV של דם זורם בpolydimethylsiloxane (PDMS) microchannels. ערוצי PDMS היו מפוברקים בתוך הבית בעקבות המקורות בסעיף 1 לפרוטוקול. דגימות דם נלקחו מחזיריים מטבחיים מוכר וניקו סעיף 2 לפרוטוקול הבא. כל הנתונים הושגו באמצעות LaVision Mitas μPIV המערכת, כפי שתוארה בסעיף 3 לפרוטוקול. ההגדרה מורכבת מNd: YAG לייזר (גל חדש מחקר, ארה&quot;ב) ומצלמת CCD (תמונה אינטנסיבית, Lavision) הנשלט על ידי יחידה לתכנות מפעילה, מיקרוסקופ פלואורסצנטי יחד עם שלב 3 שנע בצירים, ומחשב, בנוסף למצלמה במהירות גבוהה (DALSA 1M150, הולנד) נוספה להדמיה של RBCs עצמם. שתי המצלמות מחוברות לתיבה אופטית יציאת 2 (מותאם אישית על ידי Zeiss, גרמניה). בטיפוסי במדידות vivo של זרימת דם, משמש מיקרוסקופ זקוף כדי לעקוב אחר RBCsmselves, ואילו ביישומים טיפוסיים במבחנה משמשת מיקרוסקופ הפוכה כדי לעקוב אחר החלקיקים נותבים. בייחודי כפולה זו ההגדרה, תיבת אופטיקה מאפשרת לשני קליעים נותבים להיות צילמו באמצעות מיקרוסקופ ההפוך. דם הוכנס לשבבים באמצעות משאבת מזרק דיוק גבוהה (Nexus3000, Chemyx Inc, ארה&quot;ב). תרשים של המערכת מוצג באיור 1, שבו החלק העליון של הדמות מייצג את 140 מיקרומטר ידי 40 ערוצים מלבניים מיקרומטר מפוברק של PDMS, ואת החלק התחתון מייצג את המערכת כולה כולל שתי המצלמות, לייזר, משאבת המזרק ו מיקרוסקופ. μPIV הנוכחי להגדיר קופצים זמין, בדרך כלל עם תוכנת קניינית, כולל TSI, Dynamics Dantec, וLaVision. ניתן להשיג אלגוריתמים חוצים קשר רגילים דרך אפשרויות תוכנה רבות, כולל MATLAB. התוכנה היא לא המפתח, להבין מה את תיבות הדיאלוג מתאימות לבחינה מתמטית ישמשו שימושR הרבה יותר טוב. בפרוטוקול זה דיוויס, תוכנת הקניינית של LaVision או MATLAB מנוצלות. הפרוטוקול הוא לא תוכנה ספציפית, אבל האפשרויות בתפריט יכולות להיות במקומות שונים בחבילות תוכנה שונות.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly(dimethylsiloxane) (PDMS), i.e. Sylgard-184</td>
			<td>Dow-Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E9884-100G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poshpate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P5368-10PAK</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescing micro particles</td>
			<td>Microgenics/FisherSci</td>
			<td>R900</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glycerol (OPTIONAL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G6279-500 ml</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microcentrifuge, i.e. CritSpin</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>22-269-291</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe, i.e. 50 &mu;l Gastight</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera, i.e. Imager Intense, high speed</td>
			<td>LaVision, Dalsa</td>
			<td>Imager Intense</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope, i.e. MITAS</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>MITAS</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nd:YAG laser</td>
			<td>New Wave Research</td>
			<td>Solo-II</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe pump, i.e. Nexus3000</td>
			<td>Chemyx, Inc.</td>
			<td>Nexus-3000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible tubing, i.e. Tygon</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>data processing software, i.e. DaVis</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>DaVis</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge, i.e. Thermo Scientific CL2</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>004260F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

micro-particle image velocimetry for velocity profile measurements of micro blood flows

velocimetry תמונת מיקרו חלקיקים (μPIV) משמש כדי לחזות תמונות לזווג של חלקיקי מיקרו נזרעו בדם זורם. התמונות הן בין קורלציה לתת פרופיל מהירות מדויקת. פרוטוקול מוצג למדידות μPIV של דם זורם בmicrochannels. בקנה המידה של זרימת הדם, אינו יכול להיחשב דם נוזל הומוגני, כפי שהוא השעיה של חלקיקים המרחפים גמישים בפלזמה, נוזל הניוטונית. שיעור גזירה, מהירות המרבית, צורת פרופיל מהירות, וקצב זרימה יכולים לנבוע ממידות אלו. כמה פרמטרים מרכזיים כגון עומק מוקד, ריכוז חלקיקים, ותאימות מערכת, מוצגים כדי להבטיח נתונים מדויקים ושימושיים יחד עם דוגמאות ותוצאות עבור נציג hematocrits השונים ותנאי זרימה.

בכל הדמויות, זרימה היא משמאל לימין בתמונות גולמיות, ומעלה במהירות פרופילים מחושבים. דוגמה של הנתונים הגולמיים שהושגו בדם במטוקריט H = 10 זורמים ב10 μl / שעה מוצגת באיור 2. הנתונים גולמיים ניתן לחצות-מתואמים ללא כל עיבוד נתונים כדי להשיג פרופילי מהירות. ההשפעה של שיטות עיבוד מראש ועיבוד נתונים נדונה בפיטס, et al., (2012b). דוגמה לפרופילי מהירות כתוצאה מנתונים דומים לאיור 2 בhematorcrit H = 10 וקצב זרימה של 10 μl / שעה מוצגים באיור 3, פרופיל 3D מכיול מים מוצג איור 4. איור 3 ו -4 נכללים סטנדרטי עיבוד נתונים. פרופילי מהירות אלה יכולים לשמש כדי לבצע מדידות כגון מהירות המרבית במרכזו של הערוץ, קצב הזרימה בערוץ, ושיעור הגזירה בקיר לתנאי זרימה שונים, ערוץ שיתוףnfigurations, ופיזיולוגיה. איור 5 נותן דוגמה של תמונה במהירות גבוהה עם ובלי צבירה של RBC. תמונות במהירות גבוהות כמו אלה באיור 5 יכולות לשמש גם כדי לחשב פרופילי מהירות באמצעות מתאם צלב. <img alt="איור 1" fo:content-src="/files/ftp_upload/50314/50314fig1highres.jpg" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50314/50314fig1.jpg" /> איור 1. תרשים של μPIV הגדרה שם () מייצג את 140 מיקרומטר ב -40 מיקרומטר ערוצים מלבניים מפוברקים של PDMS עם התזרים נע משמאל לימין וכן (ב) מייצג את המערכת כולה. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/50314/50314fig2.jpg" /> איור 2. כתוצאה מנתוני תמונה פעמו גולמיים ממערכת μPIV עם H = 10 ב PBS בקצב זרימה מתוכנת של 10μl / שעה (זורם משמאל לימין). תמונה למעלה היא הדופק ראשון. <img alt="איור 3" fo:content-src="/files/ftp_upload/50314/50314fig3highres.jpg" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50314/50314fig3.jpg" /> איור 3. כתוצאה מפרופיל מהירות ממערכת μPIV עם H = 10 ב PBS בקצב זרימה מתוכנת של 10 μl / שעה. פרופיל הוא הסתובב כדי להראות זרימה כלפי מעלה. <img alt="איור 4" fo:content-src="/files/ftp_upload/50314/50314fig4highres.jpg" fo:content-width="4.25in" src="/files/ftp_upload/50314/50314fig4.jpg" /> איור 4. דוגמה לפרופיל מהירות 3D משוחזר של כיול מים בערוץ מרובע 100 מיקרומטר עם פרופילים מרובים מפורק 1 מיקרומטר. פרופיל הוא הסתובב כדי להראות זרימה כלפי מעלה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50314/50314fig4large.jpg" target="_blank">לחץ</a>כאן לצפייה בדמות גדולה. <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/50314/50314fig5.jpg" /> איור 5. דוגמה של תמונות במהירות גבוהות שבי למעלה) היא H = 20 PBS ב μl 1 / שעה (ללא צבירה) ותחתון) היא H = 20 בפלזמה האם ברמה של 0.5 μl / שעה (צבירה). בשתי תמונות הזרימה הוא משמאל לימין .

Watch this Scientific Journal Video about Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows at JoVE.com

Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

velocimetry תמונת מיקרו חלקיקים (μPIV) משמש כדי לחזות תמונות לזווג של חלקיקי מיקרו נזרעו בזורם דם אשר חוצה קורלציה לתת פרופיל מהירות מדויקת. שיעור גזירה, מהירות המרבית, צורת פרופיל מהירות, וקצב זרימה, כל אחד מהם יש יישומים קליניים, ניתן לגזור ממדידות אלה.

Velocimetry תמונת מיקרו חלקיקים למדידות בפרופיל מהירות של מיקרו זורם דם

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

micro-particle-image-velocimetry-for-velocity-profile-measurements

Universidad San Sebastian

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Mechanical Engineering

Bioengineering

Unit 1

An Introduction to Statics

SCIENTISTS IN ACTION

17.1K Views.  University of Ottawa. velocimetry תמונת מיקרו חלקיקים (μPIV) משמש כדי לחזות תמונות לזווג של חלקיקי מיקרו נזרעו בזורם דם אשר חוצה קורלציה לתת פרופיל מהירות מדויקת. שיעור גזירה, מהירות המרבית, צורת פרופיל מהירות, וקצב זרימה, כל אחד מהם יש יישומים קליניים, ניתן לגזור ממדידות אלה.

Video: Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as oceanography, ecology, biology, and fluid mechanics. Field measurements introduce practical challenges such as environmental conditions, animal availability, and the need for field-compatible measurement techniques. To avoid these challenges, scientists typically use controlled laboratory environments to study animal-fluid interactions. However, it is reasonable to question whether one can extrapolate natural behavior (i.e., that which occurs in the field) from laboratory measurements. Therefore, in situ quantitative flow measurements are needed to accurately describe animal swimming in their natural environment.
We designed a self-contained, portable device that operates independent of any connection to the surface, and can provide quantitative measurements of the flow field surrounding an animal. This apparatus, a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), can be operated by a single scuba diver in depths up to 40 m. Due to the added complexity inherent of field conditions, additional considerations and preparation are required when compared to laboratory measurements. These considerations include, but are not limited to, operator motion, predicting position of swimming targets, available natural suspended particulate, and orientation of SCUVA relative to the flow of interest. The following protocol is intended to address these common field challenges and to maximize measurement success.

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

This protocol provides instructions on how to use a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), which is designed for quantification of in situ animal-generated flows. In addition, this protocol addresses challenges posed by field conditions, and includes operator motion, predicting position of animals, and orientation of SCUVA.

ולמדוד באופן כמותי באתרו תזרימי באמצעות מנגנון עצמאי velocimetry תת (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

הדפסה מישוריים תלת ממדי של דיו מוליך

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in vitro analysis are well suited to study of large numbers of cells (&ge;105) in milliliter-scale volumes (&ge;0.1 ml). However, there are many instances in which it is necessary or desirable to scale down culture size to reduce consumption of the cells of interest and/or reagents required for their culture, stimulation, or processing. Unfortunately, conventional approaches do not support precise and reproducible manipulation of micro-scale cultures, and the microfluidics-based automated systems currently available are too complex and specialized for routine use by most laboratories. To address this problem, we have developed a simple and versatile technology platform for automated culture, stimulation, and recovery of small populations of cells (100 - 2,000 cells) in micro-scale volumes (1 - 20 &mu;l). The platform consists of a set of fibronectin-coated microcapillaries ("cell perfusion chambers"), within which micro-scale cultures are established, maintained, and stimulated; a digital microfluidics (DMF) device outfitted with "transfer" microcapillaries ("central hub"), which routes cells and reagents to and from the perfusion chambers; a high-precision syringe pump, which powers transport of materials between the perfusion chambers and the central hub; and an electronic interface that provides control over transport of materials, which is coordinated and automated via pre-determined scripts. As an example, we used the platform to facilitate study of transcriptional responses elicited in immune cells upon challenge with bacteria. Use of the platform enabled us to reduce consumption of cells and reagents, minimize experiment-to-experiment variability, and re-direct hands-on labor. Given the advantages that it confers, as well as its accessibility and versatility, our platform should find use in a wide variety of laboratories and applications, and prove especially useful in facilitating analysis of cells and stimuli that are available in only limited quantities.

We have developed an automated cell culture and interrogation platform for micro-scale cell stimulation experiments. The platform offers simple, versatile, and precise control in cultivating and stimulating small populations of cells, and recovering lysates for molecular analyses. The platform is well suited to studies that use precious cells and/or reagents.

פלטפורמה אוטומטית צדדי לניסויים בגירוי תא מיקרו בקנה מידה

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in ...

Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has been implied in the etiology of many brain pathologies, creating a need for development of human in vitro BBB models to assist in clinically-relevant research. Among the numerous BBB models thus far described, a static (without flow), contact BBB model, where astrocytes and brain endothelial cells (BECs) are cocultured on the opposite sides of a porous membrane, emerged as a simplified yet authentic system to simulate the BBB with high throughput screening capacity. Nevertheless the generation of such model presents few technical challenges. Here, we describe a protocol for preparation of a contact human BBB model utilizing a novel combination of primary human BECs and immortalized human astrocytes. Specifically, we detail an innovative method for cell-seeding on inverted inserts as well as specify insert staining techniques and exemplify how we use our model for BBB-related research.

Establishment of human models of the blood-brain barrier (BBB) can benefit research into brain conditions associated with BBB failure. We describe here an improved technique for preparation of a contact BBB model, which permits coculturing of human astrocytes and brain endothelial cells on the opposite sides of a porous membrane.

שיפר שיטה להכנה מבוססת תאים, דגם מגע אנושי של מחסום דם המוח

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Isolation of Primary Human Colon Tumor Cells from Surgical Tissues and Culturing Them Directly on Soft Elastic Substrates for Traction Cytometry

Cancer cells respond to matrix mechanical stiffness in a complex manner using a coordinated, hierarchical mechano-chemical system composed of adhesion receptors and associated signal transduction membrane proteins, the cytoskeletal architecture, and molecular motors1, 2. Mechanosensitivity of different cancer cells in vitro are investigated primarily with immortalized cell lines or murine derived primary cells, not with primary human cancer cells. Hence, little is known about the mechanosensitivity of primary human colon cancer cells in vitro. Here, an optimized protocol is developed that describes the isolation of primary human colon cells from healthy and cancerous surgical human tissue samples. Isolated colon cells are then successfully cultured on soft (2 kPa stiffness) and stiff (10 kPa stiffness) polyacrylamide hydrogels and rigid polystyrene (~3.6 GPa stiffness) substrates functionalized by an extracellular matrix (fibronectin in this case). Fluorescent microbeads are embedded in soft gels near the cell culture surface, and traction assay is performed to assess cellular contractile stresses using free open access software. In addition, immunofluorescence microscopy on different stiffness substrates provides useful information about primary cell morphology, cytoskeleton organization and vinculin containing focal adhesions as a function of substrate rigidity.

A protocol is described to extract primary human cells from surgical colon tumor and normal tissues. The isolated cells are then cultured on soft elastic substrates (polyacrylamide hydrogels) functionalized by an extracellular matrix protein, and embedded with fluorescent microbeads. Traction cytometry is performed to assess cellular contractile stresses.

בידוד של תאי גידול במעי גס אנושיים ראשוניים מרקמות כירורגי וCulturing אותם ישירות על מצעים אלסטיים רכים לגרירה Cytometry

Cancer cells respond to matrix mechanical stiffness in a complex manner using a coordinated, hierarchical mechano-chemical system composed of adhesion ...

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to assess the biodistribution of novel probes and to assess disease progression using established molecular probes or reporter genes. The combination with an anatomical modality, e.g., micro computed tomography (&#181;CT), is beneficial for image analysis and for fluorescence reconstruction. We describe a protocol for multimodal &#181;CT-FMT imaging including the image processing steps necessary to extract quantitative measurements. After preparing the mice and performing the imaging, the multimodal data sets are registered. Subsequently, an improved fluorescence reconstruction is performed, which takes into account the shape of the mouse. For quantitative analysis, organ segmentations are generated based on the anatomical data using our interactive segmentation tool. Finally, the biodistribution curves are generated using a batch-processing feature. We show the applicability of the method by assessing the biodistribution of a well-known probe that binds to bones and joints.

Hybrid  &#181;CT-FMT imaging and image analysis

We describe a protocol for hybrid imaging, combining fluorescence-mediated tomography (FMT) with micro computed tomography (&#181;CT). After fusion and reconstruction, we perform interactive organ segmentation to extract quantitative measurements of the fluorescence distribution.

הדמיה μCT-FMT היברידי וניתוח תמונה

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

Microfluidic מאגר Exchange להנדסת תאים ללא התערבות מיקרו / Nanoparticle

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

רשת כלי הדם perfusable עם דגם רקמה במכשיר Microfluidic

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Biological Compatibility Profile on Biomaterials for Bone Regeneration

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such lesions, there are potential complications with their use. Thus, material scientists are developing synthetic, biocompatible biomaterials to overcome these problems. In this study, we present a multidisciplinary platform for evaluating biomaterials for bone repair. We combined expertise from bone biology and immunology to develop a platform including in vitro osteoclast (OC) and osteoblast (OB) assays and in vivo mouse models of bone repair, immunogenicity, and allergenicity. We demonstrate how to perform the experiments, summarize the results, and report on biomaterial biocompatibility. In particular, we tested OB viability, differentiation, and mineralization and OC viability and differentiation in the context of &#946;-tricalcium phosphate (&#946;-TCP) disks. We also tested a &#946;-TCP/Collagen (&#946;-TCP/C) foam which is a commercially available material used clinically for bone repair in a critical-sized calvarial bone defect mouse model to determine the effects on the early phase of bone healing. In parallel experiments, we evaluated immune and allergic responses in mice. Our approach generates a biological compatibility profile of a bone biomaterial with a range of parameters necessary for predicting the biocompatibility of biomaterials used for bone healing and repair in patients.

The number of novel biomaterials engineered for repairing large bone lesions is continuously expanding with the aim to enhance bone healing and overcome the complications associated with bone transplantation. Here, we present a multidisciplinary strategy for pre-clinical biocompatibility testing of biomaterials for bone repair.

פרופיל תאימות ביולוגית על Biomaterials עבור התחדשות העצם

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

Meso-גודל החלקיקים תמונה Velocimetry מחקרים של נוירו-וסקולריים זורם במבחנה

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...