Les auteurs tiennent à remercier le CRSNG (en sciences naturelles et en génie du Canada) pour le financement, Catherine Pagiatikis pour son aide dans les essais initiaux, Sura Abu-Mallouh et Frederick Fahim pour tester le protocole, Richard Prevost de LaVision, Inc pour le support technique, et Guy Cloutier de l&#39;Université de Montréal pour le prêt de la caméra à grande vitesse Dalsa.

1. Microchip Fabrication La première étape consiste à créer ou acheter votre microcanaux. Il ya plusieurs options pour le matériel puce. L&#39;un des matériaux les plus couramment choisie est poly (diméthyl) (PDMS). Il existe de nombreuses publications sur les orientations pour PDMS fabrication par lithographie douce 16,17,18. Une fois le canal PDMS est fabriqué, il existe plusieurs traitements de surface disponibles pour renverser son hydrophobie naturelle. Traitement de plasma oxygéné est une option courante. Zhou, Ellis, et Voelcker (2009) donnent un avis sur les traitements de surface et comment ils affectent PDMS. Ces résultats sont toutefois pour l&#39;eau, et le sang a des propriétés différentes. Une étude sur ce qui signifie que le traitement de surface de sang a été faite par Pitts et al. (2012a). Pour les résultats présentés ici, les surfaces puce et les lames de verre, ils étaientlié à la fois ont été exposés à plasma oxygéné pendant 45 secondes, puis pressées fermement résultant en une liaison permanente. 2. Préparation de sang <ol><li> Prélever des échantillons de sang provenant d&#39;une installation accréditée. Par exemple le sang de porc peut être utilisé avec de l&#39;acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) comme anticoagulant. Ajouter 1 g EDTA avec 4 ml d&#39;eau, puis ajouter la solution à 1 L de sang total, en mélangeant doucement 10x. </li></ol> Pour ramasser des échantillons de sang, laissez-les refroidir lentement à température ambiante. Les échantillons sanguins doivent être frais, et idéalement utilisé le jour où elles sont collectées afin de conserver les propriétés rhéologiques du sang. Les échantillons peuvent être réfrigérés une fois à température ambiante, mais le sang entier sans anticoagulant sera inutilisable après réfrigération. Selon l&#39;anticoagulant, globules rouges peuvent être conservés au réfrigérateur pendant 42 jours, et le sang total peut être conservé au réfrigérateur pendant 35 jours, mais la contamination serait possible dans un non-minstallation édicale 21. De plus, soyez vigilant sur la méthode de collecte des échantillons bovine ou porcine, et d&#39;éviter la contamination par la moelle osseuse. <ol start="2"><li> Centrifuger les échantillons de sang 3x à 3000 rpm pendant 10 minutes à chaque fois. Après la première centrifugation, retirer le plasma et la couche leucocytaire, jetez-le. Il est généralement plus facile de retirer le plasma d&#39;abord, puis les jeter ou les conserver pour un usage ultérieur, puis de retirer la couche leuco-plaquettaire seul. </li></ol> Introduire la pipette lentement, afin de ne pas mélanger la couche leuco-plaquettaire nouveau dans le sang. Après avoir enlevé la couche leuco-plaquettaire, ajouter environ 20 ml de tampon phosphate salin (PBS) et mélanger doucement, recentrifuger. Répétez l&#39;étape précédente. Après la troisième centrifugation, retirer la couche leuco-plaquettaire et PBS restant, jetez-le. Il est également possible d&#39;utiliser le plasma natif au lieu de PBS si vous souhaitez conserver les propriétés d&#39;agrégation du sang. Assurez-vous de ne pas mélanger toute couche leuco-plaquettaire ou blanccellules sanguines dans le plasma. <ol start="3"><li> Prendre des globules rouges (hématies nettoyées) et suspendre dans PBS ou de plasma à des concentrations souhaitées (hématocrite). Vérifiez hématocrites avec une micro (CritSpin FisherSci, USA). </li></ol> Le sang de 10 à 20% d&#39;hématocrite devrait être plus facile à visualiser que 40 ou 50% (hématocrite physiologique). Dans la microcirculation, le sang est généralement la moitié de l&#39;hématocrite de la circulation macro, si H = 20 est suffisant 15. <ol start="4"><li> Ajouter fluorescence des particules de traceur à la concentration souhaitée pour les échantillons de sang. Une règle générale est d&#39;avoir 10 particules dans une fenêtre de corrélation, qui peuvent être calculées à l&#39;avance. </li></ol> Par exemple, 30 pl de particules sont ajoutés à 1 ml de solution de sang pour le set-up représenté dans la vidéo. Alternativement, les globules rouges eux-mêmes pourraient être marquées par fluorescence. <ol start="5"><li> En outre, préparer une solution d&#39;étalonnage avec de l&#39;eau et de la grippeorescing particules. Il sera nécessaire de calibrer le système avec une solution newtonienne. </li></ol> Par exemple, lorsque vous utilisez un objectif 10X avec un canal à l&#39;échelle de 100 um, une concentration appropriée est de 300 pi de particules mélangées avec 15 ml d&#39;eau distillée. Une autre option est d&#39;utiliser le glycérol dilué avec de l&#39;eau distillée à une viscosité de 3Cp, qui est plus proche de macro de la viscosité du sang. 3. μPIV mesures <ol><li> Sécurité laser: Vérifier la température et de l&#39;humidité. Portez des lunettes de sécurité laser appropriés. Fermez le rideau de laser ou d&#39;allumer le signe du laser sur la porte du laboratoire à empêcher les personnes non protégées contre toute exposition. </li><li> Procédure avec le logiciel Davis est montré dans la vidéo. Pour plus de détails reportez-vous au manuel d&#39;utilisation d&#39;un système spécifique. </li><li> Avant de prendre des données, l&#39;échelle de l&#39;appareil doit être calibré à l&#39;aide d&#39;un micromètre. </li><li> Pour réduire la conformité de l&#39;installation, utiliser le court laps de tubes d&#39;und le plus petit de seringue rigide possible, comme un ul Hamilton Gastight seringue 15 ou 50. Pour réduire les fuites de sang ou d&#39;admission d&#39;air dans le système, sceller le tube de la seringue et à la puce. Cela peut être fait avec de la colle, PDMS ou de la vaseline (en faisant attention de ne pas contaminer le sang). </li></ol> Pour remplir la micro-seringue avec de l&#39;eau lacé avec des particules traçantes utiliser la méthode de reflux parce que le volume de la micro-seringue est généralement beaucoup plus faible que le volume à remplir. Notre procédé de reflux consiste à remplir le micro-seringue et le canal ainsi que par l&#39;intermédiaire de la sortie du canal à l&#39;aide d&#39;une seringue en matière plastique secondaire. Pour cela, retirez d&#39;abord le micro-piston de la seringue, puis pousser le liquide en utilisant la seringue en plastique classique fixé à la sortie du canal, laisser couler de liquide sur la micro-seringue jusqu&#39;à ce que tous les microbulles sont hors de la micro-seringue, tube ou puce, a finalement mis sur le piston, et débranchez la seringue en plastique. La présence or absence de microbulles peut être vérifiée avec un microscope. <ol start="5"><li> Niveler le pousse-seringue pour atteindre tube horizontal. Programmer la pompe à seringue à débit souhaité. </li></ol> Soyez conscient des effets transitoires possibles, comme l&#39;effet «goulot d&#39;étranglement», pour le système rigide ou la conformité du système qui modifient le débit réel. Temps caractéristiques d&#39;un système peuvent être évalués en fonction des matériaux et des dimensions du système. (Chapitre 2, pp 77-81, Tabeling, 2005) <ol start="6"><li> Placez puce sur la platine du microscope et de démarrer la pompe. Utiliser l&#39;eau avec des particules d&#39;étalonner le système pour le profil de vitesse du milieu et calibrer le dT (le temps entre les images pulsées). </li></ol> Les particules doivent passer entre 5 et 10 pixels entre les images pour une bonne corrélation 11. Lors de l&#39;étalonnage, veillez à mesurer dans le milieu du chenal. Le plan de mise au point au milieu a le plus hautvitesse 8. Si vous utilisez un canal tour, soyez vigilant sur les effets d&#39;ombre. A l&#39;image de l&#39;échantillon est illustré à la figure 2, en utilisant un appareil à impulsions, alors que l&#39;image supérieure est la première impulsion et de l&#39;image de fond est la seconde impulsion. On peut voir sur la figure que les points les plus clairs (fluorescence des particules) sont les plus in-focus. <ol start="7"><li> OPTION: En prenant des données à différentes hauteurs un profil de vitesse 3D peut être reconstruit en additionnant les différents vecteurs en une seule image. La vidéo présente une routine qui a été développé pour l&#39;automatisation du processus. </li><li> Lors de la prise de données avec le sang, remplir la seringue avec la quantité désirée de sang dans la même méthode que celle de l&#39;eau. Programmer la pompe à seringue pour le débit souhaité, et de prendre les données souhaitées. Un exemple d&#39;images brutes obtenues est présenté Figure 2. Soyez prudent de sédimentation RBC ainsi. Remplissage de la seringue chaque course ou chaqueautre terme permettra de réduire le tassement de la RBC. </li><li> Après l&#39;acquisition d&#39;images, une corrélation croisée est effectuée sur les paires d&#39;images pour obtenir des champs de vecteurs de vitesse entre les images. Il est important d&#39;avoir de bonnes images pour avoir une bonne corrélation. Avant de corrélation, de pré-traitement peut être fait pour éliminer le bruit de fond. </li></ol> Corrélation croisée est effectuée entre les fenêtres dans les images adjacentes, qui peuvent varier en taille et en forme pour affecter la corrélation. Après corrélation croisée, le post-traitement de l&#39;image peut être fait pour éliminer les vecteurs ou aberrantes erronées. Une description détaillée des différentes options disponibles et leurs précisions peuvent être trouvées dans Pitts et al. (2012b), où le meilleur traitement pour le sang a été trouvé à être la méthode de «l&#39;image de chevauchement&quot; avec des fenêtres étendu en longueur et aligné avec le flux . Ces opérations peuvent être effectuées manuellement dans un programme comme MATLAB, ou dans le logiciel avec votre système. Le<html> logiciel n&#39;est pas important, les maths derrière les opérations est plus important et chaque opération peut affecter la précision du profil de vitesse finale. Les vecteurs ainsi obtenus peuvent être en moyenne dans l&#39;espace, à travers le canal d&#39;obtenir des profils de vitesse instantanée, et ensuite à nouveau en moyenne dans le temps pour obtenir un profil de vitesse moyenne représentative. Kloosterman et al. (2011) donnent une explication de l&#39;erreur dans les mesures μPIV où la profondeur de champ est grande. Les discussions sur l&#39;erreur du traitement des données présentées ici peuvent être trouvés dans Pitts et al. (2012b) pour les mesures pulsées et Chayer et al. (2012) pour les mesures à haute vitesse. Des exemples de profils de vitesse sont présentés dans les figures 3 et 4. Figure 3 présente un profil de vitesse unique pour l&#39;axe d&#39;un ul / h de débit de RBC 10 à H = 10 dans un large canal 140 um. tente &quot;&gt; Ce profil unique est obtenue en faisant la moyenne des vecteurs corrélés à travers le canal pour obtenir un profil de vitesse, puis en moyenne dans le temps pour obtenir une mesure représentative. Dans ce cas, 100 paires ont été moyennées dans le temps à travers le champ de vision. Un exemple de profil 3D reconstruite pris pour un débit d&#39;étalonnage de l&#39;eau dans un canal carré de 100 um avec un débit programmé de 30 pl / h se trouve dans la figure 4. Dans la figure 4, les profils sont évalués à intervalles de 1 um. <ol start="10"><li> Facultatif: Dans les images à haute vitesse représentés set-up peut être pris dans les mêmes conditions par les caméras de commutation (et les systèmes d&#39;acquisition de données). Cela peut être utile pour visualiser la couche acellulaire dans le canal, et pour quantifier l&#39;agrégation. L&#39;analyse des données est légèrement différente (Chayer et al., 2012). </li></ol> Exemples d&#39;images lumineuses blanches avec et sans RBC agrégation sont presented à la figure 5 à H = 20. Les images du haut montre H = 20 dans PBS, qui supprime la capacité de la RBC au total, au 1 pl / h. L&#39;image du bas est H = 20 dans le plasma natif à 0,5 pi / h. A l&#39;image de fond, l&#39;agrégation est visible. <ol start="11"><li> Arrêtez le système d&#39;une manière sécuritaire lorsque les mesures ont été effectuées. Utilisez les procédures appropriées de sécurité laser jusqu&#39;à ce que la source de la puissance du laser est complètement éteint. </li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Utiliser μPIV pour les mesures de débit sanguin à l&#39;échelle de la microcirculation peut donner un aperçu d&#39;un grand nombre de processus d&#39;ingénierie biomédicale, mécaniques et chimiques pertinents. Certains des facteurs clés pour tenir compte de la densité sont de la RBC eux-mêmes, l&#39;agrégation et la déformabilité de la RBC, l&#39;agrégation ou le mouvement des micro-particules fluorescentes, et le règlement de la RBC dans les canaux. Tous ces éléments peuvent être comptabilisées si l...

Le corps humain contient de nombreux vaisseaux ayant un diamètre inférieur à 50 pm, qui sont le site principal d&#39;échange entre le sang et les tissus. L&#39;étude du débit sanguin dans ces vaisseaux représente un défi considérable en raison à la fois de l&#39;ampleur des mesures et les propriétés des fluides de sang. Ces mesures, y compris le gradient de pression, le cisaillement à la paroi, et les profils de vitesse dans les artérioles et veinules, sont des facteurs clés liés aux réactions physiologiques. Il ya maintenant des possibilités sans précédent pour résoudre ces problèmes de mesure, grâce à de nouvelles techniques expérimentales à l&#39;échelle micro d&#39;étudier la microcirculation et de résoudre ce problème multi-échelle. Vélocimétrie d&#39;image micro-particule (μPIV) est une technique de visualisation écoulement à base de particules qui est utilisé pour évaluer les profils de vitesse du débit sanguin dans des microcanaux par l&#39;intermédiaire de la corrélation croisée. μPIV, d&#39;abord développé par Santiago et al., a été utilisé avec hémorhéologieétudes depuis Sugii et al., en 2001 ont utilisé la technique pour mesurer le débit sanguin dans 100 um de cuves rondes 1,2. Différentes approches d&#39;exister μPIV. Caméras à haute vitesse peut être utilisé pour établir une corrélation entre le mouvement de globules rouges (GR), et les images pulsées peuvent être utilisées pour établir une corrélation entre le mouvement des particules de traceur. Chacune de ces options peut être couplé avec un microscope droit ou inversé, selon l&#39;application. Dans les deux cas, le résultat est un profil de vitesse 2D. Une autre approche consiste à utiliser un microscope confocal à obtenir des profils 2D et 3D. Cette méthode a été appliquée pour le sang 3,4,5. Micro échelle PIV a plusieurs complications par rapport aux macro PIV. En macro PIV les données peuvent être limités à un seul plan à travers des feuilles de lumière, mais à l&#39;échelle du volume illumination micro est nécessaire. illumination du volume est un problème plus important pour l&#39;imagerie des flux sanguins micro, comme les globules rouges eux-mêmes sont grandes par rapport à la channels, et en utilisant les globules rouges que les particules traçantes conduit à une profondeur de corrélation (DOC) qui peut diminuer de manière significative la précision des résultats de corrélation croisée 6,7,8. Après Wereley et al. (1998), le DOC pour un grand canal de 40 um avec RBC comme traceurs est de 8,8 um, alors qu&#39;avec une um 1 traceur le DOC est de 6,7 um. Cette différence s&#39;accentue lors du changement de hauteur du canal et l&#39;agrandissement. En outre, les globules rouges sont opaques, et l&#39;augmentation de la densité des globules rouges dans la circulation entraîne des difficultés d&#39;imagerie. Fluorescentes particules traçantes, d&#39;abord utilisé par Santiago et al. (1998), ont été préconisées comme un outil pour réduire l&#39;influence des particules out-of-focus, lorsque vous utilisez les plus petites particules possibles. Utilisation de 1 um de diamètre microparticules fluorescent couplé à un laser est une approche qui peut diminuer la profondeur de problème de mise au point en micro imagerie de débit sanguin 10. Il ya plusieurs critiques actuelles de l&#39;état de μPIV technology, dont chacun souligne l&#39;importance de μPIV à des études de flux sanguin 11,12. Plusieurs facteurs importants doivent être pris en compte lors de l&#39;utilisation μPIV de sang. Au niveau microéconomique, l&#39;ampleur de la microcirculation, le sang ne peut pas être considéré comme un fluide homogène, car elle est une suspension de cellules flexibles rouges du sang (globules rouges), les grands globules blancs, les plaquettes et d&#39;autres protéines en suspension dans un fluide newtonien (plasma) . Les profils de vitesse mesurés ici peuvent être utilisés pour mesurer certaines caractéristiques des flux sanguins micro. Les facteurs importants dans microhemorheology sont le taux d&#39;écoulement du sang, de la forme du profil de vitesse, et la contrainte de cisaillement à la paroi de la cuve. Cette information a des implications cliniques, comme la microcirculation est le site d&#39;échange des nutriments dans le corps, et cet échange est dépendant du cisaillement. Il existe plusieurs études d&#39;évaluation sur l&#39;état actuel de la recherche dans la microcirculation et 13,14,15. Présenté ici est un protocole de mesures μPIV des flux sanguins dans polydiméthylsiloxane (PDMS) microcanaux. Chaînes PDMS ont été fabriqués en interne après les sources de l&#39;article 1 du protocole. Des échantillons de sang de porc ont été obtenues à partir d&#39;un abattoir agréé et nettoyés après l&#39;article 2 du protocole. Toutes les données ont été obtenues en utilisant le système μPIV MITAS LaVision, comme décrit dans l&#39;article 3 du protocole. Le set-up est constitué d&#39;un laser Nd: YAG (New Wave Research, USA) et d&#39;une caméra CCD (image Intense, Lavision) commandé par une unité programmable de déclenchement, un microscope à fluorescence couplé avec une scène en mouvement sur 3 axes, et un ordinateur, en plus d&#39;une caméra à haute vitesse (Dalsa 1M150, Pays-Bas) a été ajouté pour la visualisation des globules rouges eux-mêmes. Les deux caméras sont reliées à un boîtier optique 2 ports (personnalisée par Zeiss, Allemagne). Dans typique des mesures in vivo de la circulation sanguine, un microscope droit est utilisé pour suivre les globules rouges dumselves, tandis que dans typique des applications in vitro d&#39;un microscope inversé est utilisé pour suivre les particules traçantes. Dans cette unique à double set-up, la boîte optique permet à la fois traceurs à imager en utilisant le microscope inversé. Le sang a été introduit dans les puces via une pompe seringue à haute précision (Nexus3000, Chemyx Inc., USA). Un schéma du système est illustré à la figure 1, où la partie supérieure de la figure représente le 140 um par 40 um canaux rectangulaires fabriquées de PDMS, et la partie inférieure représente l&#39;ensemble du système, y compris les deux appareils, le laser, la pompe de la seringue et le microscope. ΜPIV actuel set-up disponibles, généralement avec les logiciels propriétaires, comprendre STI, Dantec Dynamics, et LaVision. Algorithmes de corrélation croisée standard peuvent être atteints grâce à de nombreuses options de logiciels, y compris le MATLAB. Le logiciel n&#39;est pas la clé, la compréhension de ce que les boîtes de dialogue correspondent à la volonté de servir mathématiquement l&#39;utilisationr beaucoup mieux. Dans ce protocole Davis, logiciel propriétaire ou MATLAB de LaVision sont utilisés. Le protocole n&#39;est pas un logiciel spécifique, mais les options de menu peut-être à des endroits différents dans différents progiciels.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly(dimethylsiloxane) (PDMS), i.e. Sylgard-184</td>
			<td>Dow-Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E9884-100G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poshpate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P5368-10PAK</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescing micro particles</td>
			<td>Microgenics/FisherSci</td>
			<td>R900</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glycerol (OPTIONAL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G6279-500 ml</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microcentrifuge, i.e. CritSpin</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>22-269-291</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe, i.e. 50 &mu;l Gastight</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera, i.e. Imager Intense, high speed</td>
			<td>LaVision, Dalsa</td>
			<td>Imager Intense</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope, i.e. MITAS</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>MITAS</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nd:YAG laser</td>
			<td>New Wave Research</td>
			<td>Solo-II</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe pump, i.e. Nexus3000</td>
			<td>Chemyx, Inc.</td>
			<td>Nexus-3000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible tubing, i.e. Tygon</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>data processing software, i.e. DaVis</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>DaVis</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge, i.e. Thermo Scientific CL2</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>004260F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

micro-particle image velocimetry for velocity profile measurements of micro blood flows

Vélocimétrie d&#39;image micro-particule (μPIV) est utilisé pour visualiser des images paires de micro-particules ensemencées dans des écoulements sanguins. Les images sont en corrélation croisée pour donner un profil précis de la vitesse. Un protocole est présenté pour les mesures μPIV des flux sanguins dans les microcanaux. À l&#39;échelle de la microcirculation, le sang ne peut pas être considéré comme un fluide homogène, car il s&#39;agit d&#39;une suspension de particules souples suspension dans le plasma, un fluide newtonien. Taux de cisaillement, de la vitesse maximale, la forme du profil de vitesse, et la vitesse d&#39;écoulement peut être déduit de ces mesures. Plusieurs paramètres clés tels que la profondeur focale, la concentration de particules, et de la conformité du système, sont présentés afin d&#39;assurer, des données utiles précises avec des exemples et des résultats représentatifs des différents hématocrites et des conditions d&#39;écoulement.

Dans toutes les figures, le débit est de gauche à droite dans les images brutes, et vers le haut dans les profils de vitesse calculée. Un exemple des données brutes obtenues avec du sang à hématocrite H = 10 circulant à 10 l / h est montré à la figure 2. Les données brutes peuvent être en corrélation croisée sans aucun traitement de données pour réaliser des profils de vitesse. L&#39;impact des méthodes de pré-traitement et le traitement des données est discuté par Pitts, et al.,<...

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Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

Vélocimétrie d&#39;image micro-particule (μPIV) est utilisé pour visualiser des images paires de micro-particules ensemencées dans des flux sanguins qui sont en corrélation croisée pour donner un profil de vitesse précise. Taux de cisaillement, de la vitesse maximale, la forme du profil de vitesse, et la vitesse d&#39;écoulement, dont chacun a des applications cliniques, peuvent être obtenus à partir de ces mesures.

Micro-particules vélocimétrie par image de profil de vitesse pour mesures de débits Micro sang

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

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17.1K vues.  University of Ottawa. Vélocimétrie d'image micro-particule (μPIV) est utilisé pour visualiser des images paires de micro-particules ensemencées dans des flux sanguins qui sont en corrélation croisée pour donner un profil de vitesse précise. Taux de cisaillement, de la vitesse maximale, la forme du profil de vitesse, et la vitesse d'écoulement, dont chacun a des applications cliniques, peuvent être obtenus à partir de ces mesures.

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Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as oceanography, ecology, biology, and fluid mechanics. Field measurements introduce practical challenges such as environmental conditions, animal availability, and the need for field-compatible measurement techniques. To avoid these challenges, scientists typically use controlled laboratory environments to study animal-fluid interactions. However, it is reasonable to question whether one can extrapolate natural behavior (i.e., that which occurs in the field) from laboratory measurements. Therefore, in situ quantitative flow measurements are needed to accurately describe animal swimming in their natural environment.
We designed a self-contained, portable device that operates independent of any connection to the surface, and can provide quantitative measurements of the flow field surrounding an animal. This apparatus, a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), can be operated by a single scuba diver in depths up to 40 m. Due to the added complexity inherent of field conditions, additional considerations and preparation are required when compared to laboratory measurements. These considerations include, but are not limited to, operator motion, predicting position of swimming targets, available natural suspended particulate, and orientation of SCUVA relative to the flow of interest. The following protocol is intended to address these common field challenges and to maximize measurement success.

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

This protocol provides instructions on how to use a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), which is designed for quantification of in situ animal-generated flows. In addition, this protocol addresses challenges posed by field conditions, and includes operator motion, predicting position of animals, and orientation of SCUVA.

Mesurer quantitativement In situ Flux aide d&#39;un appareil autonome à la vélocimétrie subaquatique (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

Recherche

Bio-ingénierie

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

Impression Planar et en trois dimensions des encres conductrices

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in vitro analysis are well suited to study of large numbers of cells (&ge;105) in milliliter-scale volumes (&ge;0.1 ml). However, there are many instances in which it is necessary or desirable to scale down culture size to reduce consumption of the cells of interest and/or reagents required for their culture, stimulation, or processing. Unfortunately, conventional approaches do not support precise and reproducible manipulation of micro-scale cultures, and the microfluidics-based automated systems currently available are too complex and specialized for routine use by most laboratories. To address this problem, we have developed a simple and versatile technology platform for automated culture, stimulation, and recovery of small populations of cells (100 - 2,000 cells) in micro-scale volumes (1 - 20 &mu;l). The platform consists of a set of fibronectin-coated microcapillaries ("cell perfusion chambers"), within which micro-scale cultures are established, maintained, and stimulated; a digital microfluidics (DMF) device outfitted with "transfer" microcapillaries ("central hub"), which routes cells and reagents to and from the perfusion chambers; a high-precision syringe pump, which powers transport of materials between the perfusion chambers and the central hub; and an electronic interface that provides control over transport of materials, which is coordinated and automated via pre-determined scripts. As an example, we used the platform to facilitate study of transcriptional responses elicited in immune cells upon challenge with bacteria. Use of the platform enabled us to reduce consumption of cells and reagents, minimize experiment-to-experiment variability, and re-direct hands-on labor. Given the advantages that it confers, as well as its accessibility and versatility, our platform should find use in a wide variety of laboratories and applications, and prove especially useful in facilitating analysis of cells and stimuli that are available in only limited quantities.

We have developed an automated cell culture and interrogation platform for micro-scale cell stimulation experiments. The platform offers simple, versatile, and precise control in cultivating and stimulating small populations of cells, and recovering lysates for molecular analyses. The platform is well suited to studies that use precious cells and/or reagents.

Une plate-forme automatisée polyvalent pour micro-échelle expériences de stimulation cellulaire

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in ...

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain central aspects of cellular physiology. To easily combine cell patterning with Multi-Electrode Arrays (MEAs) and silicon-based &#8216;lab on a chip&#8217; technologies, a microfabrication-compatible protocol is required. We describe a method that utilizes deposition of the polymer parylene-C on SiO2&#160;wafers. Photolithography enables accurate and reliable patterning of parylene-C at micron-level resolution. Subsequent activation by immersion in fetal bovine serum (or another specific activation solution) results in a substrate in which cultured cells adhere to, or are repulsed by, parylene or SiO2 regions respectively. This technique has allowed patterning of a broad range of cell types (including primary murine hippocampal cells, HEK 293 cell line, human neuron-like teratocarcinoma cell line, primary murine cerebellar granule cells, and primary human glioma-derived stem-like cells). Interestingly, however, the platform is not universal; reflecting the importance of cell-specific adhesion molecules. This cell patterning process is cost effective, reliable, and importantly can be incorporated into standard microfabrication (chip manufacturing) protocols, paving the way for integration of microelectronic technology.

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

This protocol describes a microfabrication-compatible method for cell patterning on SiO2. A predefined parylene-C design is photolithographically printed on SiO2 wafers. Following incubation with serum (or other activation solution) cells adhere specifically to (and grow according to the conformity of) underlying parylene-C, whilst being repulsed by SiO2 regions.

Cellule structuration par photolithographie sur Défini Parylene-C: SiO<sub&gt; 2</sub&gt; Substrats

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain ...

Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has been implied in the etiology of many brain pathologies, creating a need for development of human in vitro BBB models to assist in clinically-relevant research. Among the numerous BBB models thus far described, a static (without flow), contact BBB model, where astrocytes and brain endothelial cells (BECs) are cocultured on the opposite sides of a porous membrane, emerged as a simplified yet authentic system to simulate the BBB with high throughput screening capacity. Nevertheless the generation of such model presents few technical challenges. Here, we describe a protocol for preparation of a contact human BBB model utilizing a novel combination of primary human BECs and immortalized human astrocytes. Specifically, we detail an innovative method for cell-seeding on inverted inserts as well as specify insert staining techniques and exemplify how we use our model for BBB-related research.

Establishment of human models of the blood-brain barrier (BBB) can benefit research into brain conditions associated with BBB failure. We describe here an improved technique for preparation of a contact BBB model, which permits coculturing of human astrocytes and brain endothelial cells on the opposite sides of a porous membrane.

Amélioration de la méthode pour la préparation d&#39;une base de cellules humaines, Contactez modèle de la barrière hémato-encéphalique

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to assess the biodistribution of novel probes and to assess disease progression using established molecular probes or reporter genes. The combination with an anatomical modality, e.g., micro computed tomography (&#181;CT), is beneficial for image analysis and for fluorescence reconstruction. We describe a protocol for multimodal &#181;CT-FMT imaging including the image processing steps necessary to extract quantitative measurements. After preparing the mice and performing the imaging, the multimodal data sets are registered. Subsequently, an improved fluorescence reconstruction is performed, which takes into account the shape of the mouse. For quantitative analysis, organ segmentations are generated based on the anatomical data using our interactive segmentation tool. Finally, the biodistribution curves are generated using a batch-processing feature. We show the applicability of the method by assessing the biodistribution of a well-known probe that binds to bones and joints.

Hybrid  &amp;#181;CT-FMT imaging and image analysis

We describe a protocol for hybrid imaging, combining fluorescence-mediated tomography (FMT) with micro computed tomography (&#181;CT). After fusion and reconstruction, we perform interactive organ segmentation to extract quantitative measurements of the fluorescence distribution.

Imagerie hybride μCT-FMT et l&#39;analyse d&#39;image

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

Microfluidique Buffer Exchange pour sans interférence Micro / Nanoparticules ingénierie cellulaire

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Irrigables réseau vasculaire avec un modèle de tissu dans un dispositif microfluidique

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Biological Compatibility Profile on Biomaterials for Bone Regeneration

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such lesions, there are potential complications with their use. Thus, material scientists are developing synthetic, biocompatible biomaterials to overcome these problems. In this study, we present a multidisciplinary platform for evaluating biomaterials for bone repair. We combined expertise from bone biology and immunology to develop a platform including in vitro osteoclast (OC) and osteoblast (OB) assays and in vivo mouse models of bone repair, immunogenicity, and allergenicity. We demonstrate how to perform the experiments, summarize the results, and report on biomaterial biocompatibility. In particular, we tested OB viability, differentiation, and mineralization and OC viability and differentiation in the context of &#946;-tricalcium phosphate (&#946;-TCP) disks. We also tested a &#946;-TCP/Collagen (&#946;-TCP/C) foam which is a commercially available material used clinically for bone repair in a critical-sized calvarial bone defect mouse model to determine the effects on the early phase of bone healing. In parallel experiments, we evaluated immune and allergic responses in mice. Our approach generates a biological compatibility profile of a bone biomaterial with a range of parameters necessary for predicting the biocompatibility of biomaterials used for bone healing and repair in patients.

The number of novel biomaterials engineered for repairing large bone lesions is continuously expanding with the aim to enhance bone healing and overcome the complications associated with bone transplantation. Here, we present a multidisciplinary strategy for pre-clinical biocompatibility testing of biomaterials for bone repair.

Profil de compatibilité biologique sur les biomatériaux pour la régénération osseuse

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

Méso-échelle Particle Image Velocimetry études de neurovasculaire Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...