המחברים מבקשים להודות לבני זוג. הפינג נג, Huiliang ז&#39;אנג וסטיבן Kolwicz על הערותיהם מועילות ותמיכה טכנית בפיתוח בשיטה זו. מחקר זה נתמך על ידי מענקי NIH ומדען הפיתוח גרנט מאיגוד לב האמריקאי למלחמת העולם.

1. ניסוי הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את התמיסה איזוטונית מאוזנת מלח (50 מיליליטר) המכילה: 140 mM NaCl, 5 מ&quot;מ KCl, 2.5 מ&quot;מ CaCl 2, 2 מ&quot;מ MgCl 2 ו10 HEPES מ&quot;מ (pH 7.2) עבור in vivo הדמיה שרירי שלד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 1 ליטר של חיץ קרבס-Henseleit (KHB) המכיל: 118 mM NaCl, 5.3 מ&quot;מ KCl, 1.2 מ&quot;מ MgSO 4, 0.5 mM EDTA ו25 מ&quot;מ NaHCO 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בועת KHB עם 95% O גז המכיל 2/5% CO 2 למשך 10-15 דקות לפני התוספת של 2 מ&quot;מ CaCl 2. הוספת מצעים מטבולים (למשל 10 גלוקוז מ&quot;מ ו0.5 פירובט מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את מכשירי ניתוח על ידי חיטוי המהדק, מספריים, מלקחיים ב70% אתנול ולאחר מכן לשטוף בDDH 2 O. מעוקר </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את מערכת זלוף לב, להתאים את הטמפרטורה באמבט המים וסירקולטור, לקבוע את המהירות של משאבת peristaltic עד 6 מיליליטר / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בועת KHB עם 95% O 2גז / 5% CO 2, ולנטר את קצב זרימה ואת הטמפרטורה (37 מעלות צלזיוס, על ידי בדיקה טמפרטורת סיבים אופטית) של השפכים. המערכת צריכה על 20 דקות לאיזון גז וטמפרטורה. </li></ol> 2. ההדמיה confocal של שרירי שלד בVivo <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר עם pentobarbital (80 מ&quot;ג / קילוגרם, ip). בעלי החיים יגיעו להרדמה כירורגית (אין תגובה לקמצוץ הבוהן) בתוך 10-15 דקות ולהישאר במצב זה עבור 1-1.5 שעות, מספיק לvivo ההדמיה של שרירי שלד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר שערות על אחד hindlimbs ולעקר את העור עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך בעור בצד החיצוני של האיבר כדי לחשוף את שרירי הגסטרוקנמיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תרים epimysium בעדינות עם מלקחיים חדים ועושה חתך דרכו במספריים. בהמשך לנתח כדי להסיר את epimysium ולחשוף את סיבי השריר שמתחתיו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטעינת vivo של TMRM לתוך השלדשריר, כולל TMRM (500 ננומטר) בתמיסת מלח מאוזנת איזוטוני לטבול שרירים ל30 דקות ולאחר מכן לשטוף החוצה על ידי פתרון ללא חיווי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את העכבר בצד שלה במיקרוסקופ confocal (Zeiss LSM 510) השלב ולרסן את האיבר האחורי במצב שרירי שלד החשוף פונים נגד coverslip שמהווה את החלק התחתון של החדר. Coverslip הוא בין רקמת השריר והמטרה ההפוכה (שמן 40X). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הרגל בעדינות כדי ליצור קשר הדוק בין הרקמות וcoverslip. לטבול את השרירים החשופים בתמיסת מלח מאוזנת איזוטוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא שני (2D, XY) תמונות confocal ממדיות בקצב דגימה של שנייה אחת לכל מסגרת. האינטנסיביות של כל פיקסל דיגיטציה בעומק של 8 ביט. בדרך כלל, סריקה סידורי מכילה 100 מסגרות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף תמונות רציפים על ידי ראשון מרגש ב405 ננומטר ואיסוף ב&gt; 505 ננומטר אז ב488 ננומטר תוך איסוף ב&gt; 505 ננומטר לexcitatio אורך גל כפולההדמיה n של MT-cpYFP. השתמש עירור רציף ב405, 488 ו543 ננומטר, ולאסוף פליטה ב 505-545, 505-545, ו&gt; 560 ננומטר, בהתאמה, עבור הדמיה עירור גל משולשת של MT-cpYFP וTMRM. </li></ol> 3. ההדמיה confocal של לב perfused מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר vivo ההדמיה של שרירי שלד, להזריק את העכבר עם 200 יחידות של הפרין (IP). עשר דקות מאוחר יותר, להרדים את העכבר על ידי פתיחת בית החזה ובמהירות להסיר את הלב עם ריאות ובלוטת התימוס קשורות אליו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר במהירות את הריאות במאגר קר כקרח. זהה את האונות של בלוטת התימוס ולקלף בעדינות לאחור כדי לחשוף את אב העורקים עולים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את בלוטת התימוס ולבודד את אב העורקים על ידי הסרת כל רקמה הסובבת בזהירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך בקצה העליון של אב העורקים עולים לפני הסניף הראשון של קשת אב העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את הקיר של אב העורקים בעדינות עם שני מלקחיים תפירת מיקרו כדי לחשוף את לומן ומניח בזהירות את אב העורקים על cannula (PE50 צינור). אב העורקים הוא נערך במקום עם מהדק כלי מיקרו בזמן שתפרים קשורים במהירות ברחבי אב העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המהדק, לבדוק היטב את הצינורית עם מלקחיים כדי לוודא שהקצה של הצינורית הוא מעל שורש אב העורקים. קשרים נוספים מתווספים ככל שיידרשו כדי להחזיק את הלב במקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את משאבת peristaltic ותנקב לב ב1 מיליליטר / דקה. הלב יתחדש מכה על זלוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתאים את המיקום של מערכת זלוף ולשים לב על הבמה מיקרוסקופ. יש שלב מתאם המאפשר חימום של החדר שמחזיק את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מיליליטר של תמיסת זלוף KHB בתא עד להטביע את הלב באופן חלקי. לפקח על טמפרטורה של החדר על 37 ° C. הסר את השפכים מהתא באמצעות משאבת peristaltic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגדיל את המהירות של משאבת peristaltic בהדרגה כדי לספק זרימה מספקת (כ 2 מיליליטר / דקה) ללב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 10 דקות של התייצבות, תנקב heart עם 10 blebbistatin מיקרומטר ו100-500 TMRM ננומטר. פעימת לב תהיה להאט לאחר 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפעיל לחץ עדין על הלב כדי להבטיח קשר הדוק של הלב עם coverslip בחלק התחתון של החדר ולדכא את פעימות לב נוסף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את אותו תהליך הדמיה confocal של שריר הלב שלם כמתואר בשלב 2.8 לעיל. להתאים את מישור המוקד בזהירות כדי לחשוף את התמונה הברורה ביותר האפשרית. </li></ol> 4. עיבוד תמונה וניתוח נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בכלים המסופקים על ידי מודול &quot;פיזיולוגי ניתוח&quot; של תוכנת confocal לנתח שינויי חום וקרום המיטוכונדריה בודדים פוטנציאליים. מודול זה נכלל לעתים קרובות בתוכנת תמונת רכישה של מערכת confocal ומאפשר קביעה של אזורים מסוימים בתמונה, כמו גם תפוקה של עוצמת הקרינה עם תוויות זמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את מסד הנתונים ולאחר מכן את קובץ התמונה 2D הסידורי להיות מנותחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &quot;האזורשל העניין (ROI) אומר &quot;כדי לעבור ל&quot; ממוצע של ROIs&quot; המצב. לחץ על &quot;האזור של העניין (ROI) אומר&quot; כדי לעבור למצב &quot;אומר של ROIs&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבטל את התצוגה של ערוצים אחרים מלבד ערוץ cpYFP 488 ננומטר לבחירת ההבזקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זום בתמונה באופן ידני להעביר פס שקף לשחק תמונות 2D סדרתי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות הבזקי סופראוקסיד המיטוכונדריה אחת על ידי איתור האתר שבו עליות אות ניאון transiently. השתמש בכלי ROI המתאים כדי לסמן את ההבזקים. העקבות מראים שינוי הקרינה תלוי זמן של כל החזר על השקעה תופיע לצד התמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר בחירת כל ההבזקים, להפעיל את התצוגה של ערוצים אחרים. בחר את ההחזר על ההשקעה על התמונה חיצונית של התא לחיסור אות רקע. פלט הקרינה הממוצעת של כל החזר על השקעה יחד עם תוויות הזמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מספר ההבזקים בכל אחד מקובץ תמונת הסריקה הסידורי יחד עם הזמן ושטח של הסריקההתא. השימוש ב-Excel כדי לחשב הבזק תדירות כמו מספר הבזקים לכל 100 שניות / שטח תא 1,000 מיקרומטר 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתכנית שפותחה במיוחד עבור כתובה בנתונים אינטראקטיביים שפה (IDL, ResearchSystems) כדי לחשב את הפרמטרים של כל פלאש (אמפליטודה, זמן להגיע לשיא וזמן דעיכה). תוכנת IDL היא זמינה באופן מסחרי וניתן לקבל את התכנית שפותחה במיוחד עבור ניתוח לבזק פרמטר מן המחבר על פי דרישה. </li></ol>

<ol>
	<li>Brookes, P. S., Yoon, Y., Robotham, J. L., Anders, M. W., Calcium Sheu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium,+ATP,+and+ROS:+a+mitochondrial+love-hate+triangle.">Calcium, ATP, and ROS: a mitochondrial love-hate triangle.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 287, 817-833 (2004).</li><li>Scheffler, I. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Mitochondria. , (2008).</li><li>Rosca, M. G., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+in+heart+failure.">Mitochondria in heart failure.</a> Cardiovasc. Res. 88, 40-50 (2010).</li><li>Griffiths, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+and+heart+disease.">Mitochondria and heart disease.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 942, 249-267 (2012).</li><li>Winklhofer, K. F., Haass, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+dysfunction+in+Parkinson's+disease.">Mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1802, 29-44 (2010).</li><li>Pieczenik, S. R., Neustadt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+dysfunction+and+molecular+pathways+of+disease.">Mitochondrial dysfunction and molecular pathways of disease.</a> Exp. Mol. Pathol. 83, 84-92 (2007).</li><li>Szentesi, P., Zaremba, R., van Mechelen, W., Stienen, G. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ATP+utilization+for+calcium+uptake+and+force+production+in+different+types+of+human+skeletal+muscle+fibres.">ATP utilization for calcium uptake and force production in different types of human skeletal muscle fibres.</a> J. Physiol. 531, 393-403 (2001).</li><li>Lemieux, H., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+in+the+human+heart.">Mitochondria in the human heart.</a> J. Bioenerg. Biomembr. 41, 99-106 (2009).</li><li>Chance, B., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+enzymes+in+oxidative+phosphorylation.+III.+The+steady+state.">Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state.</a> J. Biol. Chem. 217, 409-427 (1955).</li><li>Lambert, A. J., Brand, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactive+oxygen+species+production+by+mitochondria.">Reactive oxygen species production by mitochondria.</a> Methods Mol Biol. 554, 165-181 (2009).</li><li>Brand, M. D., Nicholls, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+mitochondrial+dysfunction+in+cells.">Assessing mitochondrial dysfunction in cells.</a> Biochem. J. 435, 297-312 (2011).</li><li>Robinson, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+fluorescent+imaging+of+superoxide+in+vivo+using+ethidium-based+probes.">Selective fluorescent imaging of superoxide in vivo using ethidium-based probes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 15038-15043 (2006).</li><li>Dickinson, B. C., Srikun, D., Chang, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial-targeted+fluorescent+probes+for+reactive+oxygen+species.">Mitochondrial-targeted fluorescent probes for reactive oxygen species.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 14, 50-56 (2010).</li><li>Dooley, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+dynamic+redox+changes+in+mammalian+cells+with+green+fluorescent+protein+indicators.">Imaging dynamic redox changes in mammalian cells with green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 22284-22293 (2004).</li><li>Hanson, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+mitochondrial+redox+potential+with+redox-sensitive+green+fluorescent+protein+indicators.">Investigating mitochondrial redox potential with redox-sensitive green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 13044-13053 (2004).</li><li>Belousov, V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+fluorescent+indicator+for+intracellular+hydrogen+peroxide.">Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide.</a> Nat. Methods. 3, 281-286 (2006).</li><li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+Flashes+in+Single+Mitochondria.">Superoxide Flashes in Single Mitochondria.</a> Cell. 134, 279-290 (2008).</li><li>Wei-Lapierre, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respective+Contribution+of+Mitochondrial+Superoxide+and+pH+to+Mitochondria-targeted+Circularly+Permuted+Yellow+Fluorescent+Protein+(mt-cpYFP)+Flash+Activity.">Respective Contribution of Mitochondrial Superoxide and pH to Mitochondria-targeted Circularly Permuted Yellow Fluorescent Protein (mt-cpYFP) Flash Activity.</a> J. Biol. Chem. 288, 10567-10577 (2013).</li><li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+superoxide+flash+and+metabolism-coupled+mitochondrial+permeability+transition+in+living+animals.">Imaging superoxide flash and metabolism-coupled mitochondrial permeability transition in living animals.</a> Cell Res. 21, 1295-1304 (2011).</li><li>Wei, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+superoxide+flashes:+metabolic+biomarkers+of+skeletal+muscle+activity+and+disease.">Mitochondrial superoxide flashes: metabolic biomarkers of skeletal muscle activity and disease.</a> FASEB J. 25, 3068-3078 (2011).</li><li>Sheu, S. S., Wang, W., Cheng, H., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes:+illuminating+new+insights+into+cardiac+ischemia/reperfusion+injury.">Superoxide flashes: illuminating new insights into cardiac ischemia/reperfusion injury.</a> Future Cardiol. 4, 551-554 (2008).</li><li>Wei, L., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perspectives+on:+SGP+symposium+on+mitochondrial+physiology+and+medicine:+mitochondrial+superoxide+flashes:+from+discovery+to+new+controversies.">Perspectives on: SGP symposium on mitochondrial physiology and medicine: mitochondrial superoxide flashes: from discovery to new controversies.</a> J. Gen. Physiol. 139, 425-434 (2012).</li><li>Johnson, I., Spence, M. T. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+12.2.">Ch. 12.2.</a> The Molecular Probes Handbook, A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies. , 510-511 (2013).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes:+elemental+events+of+mitochondrial+ROS+signaling+in+the+heart.">Superoxide flashes: elemental events of mitochondrial ROS signaling in the heart.</a> J. Mol. Cell Cardiol. 52, 940-948 (2012).</li><li>Li, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes+reveal+novel+properties+of+mitochondrial+reactive+oxygen+species+excitability+in+cardiomyocytes.">Superoxide flashes reveal novel properties of mitochondrial reactive oxygen species excitability in cardiomyocytes.</a> Biophys. J. 102, 1011-1021 (2012).</li><li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+heart+perfusion:+The+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion.">Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 50, 940-950 (2011).</li><li>Pasdois, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+diazoxide+on+flavoprotein+oxidation+and+reactive+oxygen+species+generation+during+ischemia-reperfusion:+a+study+on+Langendorff-perfused+rat+hearts+using+optic+fibers.">Effect of diazoxide on flavoprotein oxidation and reactive oxygen species generation during ischemia-reperfusion: a study on Langendorff-perfused rat hearts using optic fibers.</a> Am. J. Physiol. 294, H2088-H2097 (2008).</li><li>Granville, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+ischemia+and+reperfusion-induced+myocardial+damage+by+cytochrome+P450+inhibitors.">Reduction of ischemia and reperfusion-induced myocardial damage by cytochrome P450 inhibitors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 1321-1326 (2004).</li><li>Davidson, S. M., Yellon, D. M., Murphy, M. P., Duchen, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+calcium+waves+and+redox+changes+precede+mitochondrial+permeability+transition+pore+opening+in+the+intact+heart+during+hypoxia+and+reoxygenation.">Slow calcium waves and redox changes precede mitochondrial permeability transition pore opening in the intact heart during hypoxia and reoxygenation.</a> Cardiovasc. Res. 93, 445-453 (2012).</li></ol>

החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

יש הדמיה אירועי המיטוכונדריה אחת בחי או באיברי perfused יתרון משמעותי על פני שיטות מסורתיות ל17,19,21,22,24,25 הערכת תפקוד המיטוכונדריה. הטכניקה המתוארת כאן יכולה להשיג בזמן אמת בנחישות באתרו של תפקוד המיטוכונדריה במצב פיסיולוגי אמיתי ברזולוציה subcellular. התכונה זו שי?...

מיטוכונדריה לשחק תפקיד מרכזי בbioenergetics תא, איתות של רדיקלים חופשיים, הומאוסטזיס חיזור, רגולציה יון, ו1,2 קביעת גורל תא. תפקוד לקוי של המיטוכונדריה ולעתים קרובות מלווה ביסוד פתוגנזה של מחלות 3-6. במיוחד במערכות השרירים כגון לב ושרירי שלד, נשימה המיטוכונדריאלי מספקת את הרוב של ה-ATP לתמיכה ברגולציה בזמן של סידן תוך תאי ו7,8 פיתוח כוח חזק. שרירים אלה יש מספר גדול של מיטוכונדריה כי לעתים קרובות לכבוש עד 20-40% מכלל נפח התא והם &quot;קבועים&quot; בין myofilaments 2. למרות מחקרים רבים, ההבנה של הרגולציה התפקוד המיטוכונדריה, במיוחד in vivo ובתנאים רלוונטיים מבחינה פיזיולוגית שלנו, מוגבלת. אחת הסיבות הוא כי רוב השיטות שפותחו להערכת תפקוד המיטוכונדריה להסתמך על בvitro או vivo לשעבר גישות, כגון ניטור צריכת החמצן של מיטוכונדריה המבודדת בתוספת מצעים מלאכותיים, והקביעה העקיפה של תפקוד המיטוכונדריה באמצעות מורפולוגיה (מיקרוסקופיה למשל אלקטרון), פעילות האנזים (פעילות aconitase למשל), או רמות ה-ATP תאית 9-11 . לאחרונה, אינדיקטורים ניאון מולקולה קטנים עם העשרת המיטוכונדריה היחסית יושמו כדי לספק הצצה אותות המיטוכונדריה, כוללים פוטנציאל ממברנה, סידן ומיני חמצן תגובתי (ROS), בתאים שלמים 11-13. יתר על כן, כמה חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) חיזור מבוסס ואינדיקטורים ROS פותחו כדי להשיג הערכה ספציפית יותר של חיזור תאיים הממודר או ROS מאותת 14-16. בקרב זה, פיתחנו אינדיקטור מקודד גנטי סופראוקסיד, חלבון פלואורסצנטי הצהוב permuted המעגלי, וtargeteד אותו למיטוכונדריה (MT-cpYFP) 17. יכול להיות נרגש MT-cpYFP ב405 או 488 ננומטר עם שתי פסגות הפליטה ב 515 ננומטר. הפליטה ב 488 עירור ננומטר היא דווקא מגיבה לסופראוקסיד כפי שמוצג על ידי קודם במבחנה בכיולי vivo 17,18. הפליטה ב 405 עירור ננומטר משמשת כבקרה פנימית (עיין באיור 1 של Ref 17 למידע מפורט על ספקטרום הפליטה ועירור של MT-cpYFP בתנאים שונים). עם confocal הדמיה הזמן לשגות, אינדיקטור זה מזהה מתפוצץ אירועי סופראוקסיד ייצור, בשם הבזקי סופראוקסיד, במיטוכונדריה בודדת של תאים שלמים. הבזק סופראוקסיד משמש כפונקציה משולבת של נשימה המיטוכונדריאלי, שלילת קוטביות קרום נלווית חולפת המיטוכונדריה וייצור ROS 17-20. לאחרונה, יש לנו שנוצרו העכברים הטרנסגניים MT-cpYFP הפאן רקמות באמצעות וקטור PUC-CAGGS-MT-cpYFP 17,19 על רקע C57/BL6 ואימתו את הביטויים חזקיםשיאון של אינדיקטור זה בלב, שרירי שלד ורקמות אחרות (איור 2). העכברים מהונדסים יהיו זמינים לחוקרים אקדמיים מעוניינים על פי דרישה וMTA אישור על ידי אוניברסיטת וושינגטון. במחקר זה, אנו מתארים בהדמיה באתרו של הבזקי סופראוקסיד בלב perfused Langendorff כמו גם in vivo הדמיה של אירועי הבזק שברירי שלד של עכברים הטרנסגניים הרדים MT-cpYFP 17,19. טכנולוגיה זו מאפשרת ניטור של אירועי ייצור ROS המיטוכונדריה אחד במצב רלוונטי מבחינה פיזיולוגית או in vivo 21,22 זמן אמת. זה גם אפשרי על מנת להשתמש במערכת לניטור פרמטרים המיטוכונדריה אחת אחרים כגון פוטנציאל קרום וסידן עם אינדיקטורים ניאון מתאימים. הערכה נוספת, בו זמנית או במקביל של תפקוד המיטוכונדריה עם אירועים תאיים (למשל ארעיים סידן) או את תפקוד לב (לדוגמא:. פליטת חלקיק) יכול להיות מושגת. הפרעות פתולוגיות, כגון איסכמיה ו reperfusion, יכולות להיות מיושמות על לב perfused כדי להעריך את ההשפעה של מתח על תפקוד המיטוכונדריה בודד בשריר הלב ללא פגע.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blebbistatin</td>
			<td>Toronto Research Chemicals</td>
			<td>B592500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>AC34961-5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP120-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G8270-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H7006-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2&#8226;6H2O</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP214-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1880-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP358-212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8282-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P2256-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TMRM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T-668</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Confocal Line Scanning Microscope (LSM 510 Meta, Zeiss), software version 4.2 SP1 including &#34;Physiological Analysis&#34; module.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

confocal imaging of single mitochondrial superoxide flashes in intact heart or in vivo

Mitochondrion הוא אברון תאיים קריטי אחראי על ייצור אנרגיה ואיתות תאית במערכות אוקריוטים. תפקוד המיטוכונדריה לעתים קרובות מלווה ותורם למחלות בבני אדם. רוב הגישות שפותחו כדי להעריך את התפקוד ותפקוד המיטוכונדריה מבוססים על במבחנה או מדידות vivo לשעבר. יש תוצאות מניסויים אלה בקביעת יכולת תפקוד המיטוכונדריה in vivo מוגבלות. כאן, אנו מתארים גישה חדשנית אשר מנצלת מיקרוסקופיה confocal סריקה עבור ההדמיה של רקמות שלמות בaminals החי, המאפשרת ההערכה של תפקוד המיטוכונדריה אחת באופן בזמן אמת בגוף חי. ראשית, עלינו ליצור עכברים מהונדסים המבטאים את מחוון סופראוקסיד המיטוכונדריה הממוקד, חלבון permuted מעגלית צהוב ניאון (MT-cpYFP). MT-cpYFP הרדים עכבר קבוע במתאם שלב מחוייט וזמן לשגות תמונות נלקחות from שרירי שלד החשוף של hindlimb. העכבר הקריב לאחר מכן והלב מוגדר לזלוף Langendorff עם פתרונות פיסיולוגיים ב 37 ° C. לב perfused ממוקם בתא מיוחד על הבמה מיקרוסקופ confocal ולחץ עדין מוחל כדי לשתק את הלב ולדכא את פעימות לב חפץ בתנועה מושרה. הבזקי סופראוקסיד מזוהים על ידי ההדמיה confocal 2D בזמן אמת בתדר של מסגרת אחת לשנייה. פתרון זלוף יכול להיות שונה כדי להכיל את מצעי נשימה שונים או אינדיקטורים ניאון אחרים. זלוף גם יכול להיות מותאם כדי לייצר מודלים מחלה כגון איסכמיה ו reperfusion. טכניקה זו היא גישה ייחודית לקביעת הפונקציה של המיטוכונדריה בודדת ברקמות שלמות וin vivo.

על פי פרוטוקול זה, in vivo הדמיה של אירועי המיטוכונדריה אחד יכולה לעשות בשרירי שלד של עכברים מורדמים ואחריו בהדמיה באתרו בלב perfused (איור 1). ההגדרה האופטימלית של תנאי ההדמיה תבטיח תמונות ברורות של רקמות שרירים ללא פגע ועם הרזולוציה mitochondrion אחד (איור ...

Watch this Scientific Journal Video about Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo at JoVE.com

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

מיקרוסקופיה confocal הסריקה מיושמת הדמיה אירועי המיטוכונדריה בודדות בלב perfused או שרירי שלד בבעלי חיים בשידור חי. ניטור של תהליכי המיטוכונדריה יחיד כגון הבזקי סופראוקסיד ותנודות פוטנציאל הממברנה בזמן אמת מאפשר ההערכה של תפקוד המיטוכונדריה בהקשר רלוונטי מבחינה פיזיולוגית ובמהלך ההפרעות פתולוגיות.

ההדמיה confocal של הבזקים בודדים מיטוכונדריאלי Superoxide בלב שלם או<em&gt; בVivo</em

Mitochondrion is a critical intracellular organelle responsible for energy production and intracellular signaling in eukaryotic systems. Mitochondrial ...

confocal-imaging-single-mitochondrial-superoxide-flashes-intact-heart

Research

JoVE Journal

Biology

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

14.5K Views.  University of Washington.  מיקרוסקופיה confocal הסריקה מיושמת הדמיה אירועי המיטוכונדריה בודדות בלב perfused או שרירי שלד בבעלי חיים בשידור חי. ניטור של תהליכי המיטוכונדריה יחיד כגון הבזקי סופראוקסיד ותנודות פוטנציאל הממברנה בזמן אמת מאפשר ההערכה של תפקוד המיטוכונדריה בה?...

Video: Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

Single Cell Electroporation in vivo within the Intact Developing Brain

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. The distinct advantage of this technique is that experimental manipulations may be performed on individual cells while leaving the surrounding tissue unaltered, thereby distinguishing cell-autonomous effects from those resulting from global treatments. When combined with advanced in vivo imaging techniques, SCE of fluorescent markers permits direct visualization of cellular morphology, cell growth, and intracellular events over timescales ranging from seconds to days. While this technique is used in a variety of in vivo and ex vivo preparations, we have optimized this technique for use in Xenopus laevis tadpoles. In this video article, we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the albino Xenopus tadpole. We also discuss methods to optimize yield, and show examples of live two-photon fluorescence imaging of neurons fluorescently labeled by SCE.

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. Here we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the Xenopus laevis tadpole.

תא יחיד electroporation in vivo בתוך המוח המתפתח אינטקט

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

בתחום ההדמיה vivo של הזחלים תסיסנית אינטקט ברזולוציה משנה הסלולר

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

הקרינה מבוסס מדידה הכניסה חנות המופעל הסידן בתאים חיים: מתא הסרטן תרבותי כדי סיב שריר שלד

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in the striated muscle fibers that appear as highly localized Ca2+ release events mediated by ryanodine receptor (RyR) Ca2+ release channels on the sarcoplasmic reticulum (SR) membrane. Proper assessment of muscle Ca2+ sparks could provide information on the intracellular Ca2+&#160;handling properties of healthy and diseased striated muscles. Although Ca2+ sparks events are commonly seen in resting cardiomyocytes, they are rarely observed in resting skeletal muscle fibers; thus there is a need for methods to generate and analyze sparks in skeletal muscle fibers.
Detailed here is an experimental protocol for measuring Ca2+ sparks in isolated flexor digitorm brevis (FDB) muscle fibers using fluorescent Ca2+ indictors and laser scanning confocal microscopy. In this approach, isolated FDB fibers are exposed to transient hypoosmotic stress followed by a return to isotonic physiological solution. Under these conditions, a robust Ca2+ sparks response is detected adjacent to the sarcolemmal membrane in young healthy FDB muscle fibers. Altered Ca2+ sparks response is detected in dystrophic or aged skeletal muscle fibers. This approach has recently demonstrated that membrane-delimited signaling involving cross-talk between inositol (1,4,5)-triphosphate receptor (IP3R) and RyR contributes to Ca2+ spark activation in skeletal muscle. In summary, our studies using osmotic stress induced Ca2+ sparks showed that this intracellular response reflects a muscle signaling mechanism in physiology and aging/disease states, including mouse models of muscle dystrophy (mdx mice) or amyotrophic lateral sclerosis (ALS model).

Described here is a method to directly measure calcium sparks, the elementary units of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum&#160;in intact skeletal muscle fibers. This method utilizes osmotic-stress-mediated triggering of Ca2+ release from ryanodine receptor in isolated muscle fibers. The dynamics and homeostatic capacity of intracellular Ca2+ signaling can be employed to assess muscle function in health and disease.

הערכה של סידן ניצוצות בסיבי שריר שלד שלמים

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in ...

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular physiology. Dysfunctional eNOS such as uncoupling of eNOS leads to decrease in NO bioavailability and increase in superoxide anion (O2.&#8722;) production, and in turn promotes cardiovascular diseases. Therefore, appropriate measurement of NO and O2.&#8722; levels in the endothelial cells are pivotal for research on cardiovascular diseases and complications. Because of the extremely labile nature of NO and O2.&#8722;, it is difficult to measure NO and O2.&#8722; directly in a blood vessel. Numerous methods have been developed to measure NO and O2.&#8722; production. It is, however, either insensitive, or non-specific, or technically demanding and requires special equipment. Here we describe an adaption of the fluorescence dye method for en face simultaneous detection and visualization of intracellular NO and O2.&#8722; using the cell permeable diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE), respectively, in intact aortas of an obesity mouse model induced by high-fat-diet feeding. We could demonstrate decreased intracellular NO and enhanced O2.&#8722; levels in the freshly isolated intact aortas of obesity mouse as compared to the control lean mouse. We demonstrate that this method is an easy technique for direct detection and visualization of NO and O2.&#8722; in the intact blood vessels and can be widely applied for investigation of endothelial (dys)function under (physio)pathological conditions.

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

In this article we describe an adapted relatively easy method using the fluorescence dye diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE) for en face simultaneous detection and visualization of intracellular nitric oxide (NO) and superoxide anion (O2.&#8722;) respectively, in freshly isolated intact aortas of an obesity mouse model.

צמודים זיהוי פנים של Nitric Oxide ו Superoxide ב שכבת האנדותל של העורקים Intact

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular ...

High-resolution Respirometry to Assess Mitochondrial Function in Permeabilized and Intact Cells

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in biological samples (intact and permeabilized cells, tissues or isolated mitochondria). The high-resolution oxygraph device is equipped with two chambers and uses polarographic oxygen sensors to measure oxygen concentration and calculate oxygen consumption within each chamber. Oxygen consumption rates are calculated using software and expressed as picomoles per second per number of cells. Each high-resolution oxygraph chamber contains a stopper with injection ports, which makes it ideal for substrate-uncoupler-inhibitor titrations or detergent titration protocols for determining effective and optimum concentrations for plasma membrane permeabilization. The technique can be applied to measure respiration in a wide range of cell types and also provides information on mitochondrial quality and integrity, and maximal mitochondrial respiratory electron transport system capacity.

High-resolution respirometry is used to determine mitochondrial oxygen consumption. This is a straightforward technique to determine mitochondrial respiratory chain complexes&#39; (I-IV) respiratory rates, maximal mitochondrial electron transport system capacity, and mitochondrial outer membrane integrity.

ברזולוציה גבוהה Respirometry להעריך תפקוד מיטוכונדריאלי permeabilized ו תאים שלמים

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in ...

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

הכנת תסיסנית והדמיה אורכית תפקוד הלב in vivo באמצעות מיקרוסקופית קוהרנטיות אופטית (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Confocal Imaging of Neuropeptide Y-pHluorin: A Technique to Visualize Insulin Granule Exocytosis in Intact Murine and Human Islets

Insulin secretion plays a central role in glucose homeostasis under normal physiological conditions as well as in disease. Current approaches to study insulin granule exocytosis either use electrophysiology or microscopy coupled to the expression of fluorescent reporters. However most of these techniques have been optimized for clonal cell lines or require dissociating pancreatic islets. In contrast, the method presented here allows for real time visualization of insulin granule exocytosis in intact pancreatic islets. In this protocol, we first describe the viral infection of isolated pancreatic islets with adenovirus that encodes a pH-sensitive green fluorescent protein (GFP), pHluorin, coupled to neuropeptide Y (NPY). Second, we describe the confocal imaging of islets five days after viral infection and how to monitor the insulin granule secretion. Briefly, the infected islets are placed on a coverslip on an imaging chamber and imaged under an upright laser-scanning confocal microscope while being continuously perfused with extracellular solution containing various stimuli. Confocal images spanning 50 &#181;m of the islet are acquired as time-lapse recordings using a fast-resonant scanner. The fusion of insulin granules with the plasma membrane can be followed over time. This procedure also allows for testing a battery of stimuli in a single experiment, is compatible with both mouse and human islets, and can be combined with various dyes for functional imaging (e.g., membrane potential or cytosolic calcium dyes).

We describe a protocol for visualization of insulin exocytosis in intact islets using pHluorin, a pH-sensitive green fluorescent protein. Isolated islets are infected with adenovirus encoding pHluorin coupled to the vesicle cargo neuropeptide Y. This allows for the detection of insulin granule fusion events by confocal microscopy.

קונאפוקלית הדמיה של Neuropeptide Y-pHluorin: טכניקה להמחיש אינסולין אקסוציטוזה גרגר ב איונים מאתר ואנושי ללא פגע

Insulin secretion plays a central role in glucose homeostasis under normal physiological conditions as well as in disease. Current approaches to study ...

Single-Cell Resolution Three-Dimensional Imaging of Intact Organoids

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development and function as well as disease. Fluorescence microscopy has played a major role in characterizing their cellular composition in detail and demonstrating their similarity to the tissue they originate from. In this article, we present a comprehensive protocol for high-resolution 3D imaging of whole organoids upon immunofluorescent labeling. This method is widely applicable for imaging of organoids differing in origin, size and shape. Thus far we have applied the method to airway, colon, kidney, and liver organoids derived from healthy human tissue, as well as human breast tumor organoids and mouse mammary gland organoids. We use an optical clearing agent, FUnGI, which enables the acquisition of whole 3D organoids with the opportunity for single-cell quantification of markers. This three-day protocol from organoid harvesting to image analysis is optimized for 3D imaging using confocal microscopy.

The entire 3D structure and cellular content of organoids, as well as their phenotypic resemblance to the original tissue can be captured using the single-cell resolution 3D imaging protocol described here. This protocol can be applied to a wide range of organoids varying in origin, size and shape.

הדמיה תלת-ממדית ברזולוציה חד-תאית של אורגנואידים שלמים

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development ...

כימות פוטנציאל הממברנה המיטוכונדריאלית ורמות סופראוקסיד

Fluorescence-Based Quantification of Mitochondrial Membrane Potential and Superoxide Levels Using Live Imaging in HeLa Cells

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, various mitochondrial quality control mechanisms cooperate to maintain a healthy mitochondrial network. One such pathway is mitophagy, where PTEN-induced kinase 1 (PINK1) and Parkin phospho-ubiquitination of damaged mitochondria facilitate autophagosome sequestration and subsequent removal from the cell via lysosome fusion. Mitophagy is important for cellular homeostasis, and mutations in Parkin are linked to Parkinson's disease (PD). Due to these findings, there has been a significant emphasis on investigating mitochondrial damage and turnover to understand the molecular mechanisms and dynamics of mitochondrial quality control. Here, live-cell imaging was used to visualize the mitochondrial network of HeLa cells, to quantify the mitochondrial membrane potential and superoxide levels following treatment with carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone (CCCP), a mitochondrial uncoupling agent. In addition, a PD-linked mutation of Parkin (ParkinT240R) that inhibits Parkin-dependent mitophagy was expressed to determine how mutant expression impacts the mitochondrial network compared to cells expressing wild-type Parkin. The protocol outlined here describes a simple workflow using fluorescence-based approaches to quantify mitochondrial membrane potential and superoxide levels effectively.

מחבר זרקור: כימות מבוסס פלואורסצנטיות של פוטנציאל הממברנה המיטוכונדריאלית ורמות סופראוקסיד באמצעות הדמיה חיה בתאי HeLa  

This technique describes an effective workflow to visualize and quantitatively measure mitochondrial membrane potential and superoxide levels within HeLa cells using fluorescence-based live imaging.

כימות מבוסס פלואורסצנטיות של פוטנציאל הממברנה המיטוכונדריאלית ורמות הסופראוקסיד באמצעות הדמיה חיה בתאי HeLa

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, ...