המחברים רוצים להכיר אליאנה Beraldi לביצוע התמרה ויראלית של שורות תאים סרטניים ובן Deeley להוראתו על שימוש בפלטפורמת ההדמיה אולטרסאונד בעלי החיים הקטנה. פרויקט זה נתמך על ידי מערכת הגרמנית הקרן (DFG; JA 2117/1-1: 1), האגודה למלחמה בסרטן הקנדית מכון המחקר ופרס מדען רופא המורה רוחני מונקובר חוף בריאות מכון מחקר. פלטפורמת ההדמיה אולטרסאונד מומנה על ידי הקרן הקנדית עבור חדשנות.

נהלי כל החיה המבוצעים על פי ההנחיות של המועצה הקנדית על טיפול בבעלי חיים (CCAC). הפרוטוקול אושר על ידי ועדת הטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת קולומביה הבריטית (מספר פרוטוקול: A10-0192). 1. הכנה של שורות תאים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאשר את זהותו של שורות תאי סרטן שלפוחית ​​השתן אנושית המתאימות על ידי טביעת אצבע DNA 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לניתוח צמיחה של גידולי xenograft ידי פליטת אור, transfect שורות תאים עם מבנה lentiviral נושא את גן גחלילית בלוציפראז 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפשירו ולהרחיב את הקווים הקיימים של תאים במדיום של הנשר שונה Dulbecco (DMEM) עם 10% בסרום שור העובר (FBS) על 37 מעלות צלזיוס באווירת humidified 5% CO 2. מעבר התאים 3x לפחות פעמים, אך להימנע תרבות עולה על 3 חודשים. </li></ol> 2. הכנת תרחיף תא <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפשירו Matrigel. שמור על הטמפרטורה מתחת4 מעלות צלזיוס, כדי למנוע צמיגות מוגברת של ג&#39;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Trypsinize התאים בנקודת מפגש של 70% ולהשעות בתקשורת צמיחה נורמלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספור את המספר הסלולרי עם hemocytometer או דלפק תא אוטומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספין ההשעיה תא דקות 5 ב 200 x גרם. הסר את supernatant. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת הנפח המתאים של DMEM (10% FBS) וMatrigel (1:1) כדי להגיע לריכוז התא הרצוי שהוא תלוי בשורת התאים מנוצל וקינטיקה צמיחה רצויה (8-15 x 10 6 / מיליליטר). הנפח המוזרק של השעיה תא הסרטני יהיה 40 μl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים היטב על ידי pipetting למעלה ולמטה (P1000), להימנע מיצירת בועות אוויר בהשעיה. </li></ol> 3. הכנת בעלי חיים שים לב: בשל צורך הפוטנציאל לצנתור דרך שופכה בשלב 4.7, נקבות עכברים הם המין המועדף במודל חיה זו. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכברי בית לפי gu המוסדי וטיפול בבעלי חיים לאומיidelines. לקבל את אישור ועדת אתיקה לכל הניסויים מעורבים עכברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכברים עם 3% תערובת isoflurane / חמצן. לאשר הרדמה תקינה של בעלי חיים (למשל חוסר תגובה לצובט הבוהן). </li></ol> 4. ניסיוני התקנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את ייצוב שלפוחית ​​מכל סוג של חומר פלסטי קשיח שטוח [איור 2]. בזהירות לבדוק את הרצועה ולהסיר את כל קצוות חדים לפני הבקשה לעכברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר את בעלי החיים על שולחן ההדמיה המחומם [איור אני 1] של פלטפורמת ההדמיה חיה הקטנה עם ניטור רציף של סימנים חיוניים. תקן את הגפיים התחתונים עם גומייה [איור 1 ג]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את הבטן עם 2% כלורהקסידין גלוקונאט ולנגב את העור עם קצה צמר גפן סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשתק את שלפוחית ​​השתן עם רצועת ייצוב שלפוחית ​​[איור 2 ב &#39;]. לפיכך, התחמקותשל שלפוחית ​​השתן במהלך הזרקת ביצוע עצמית בשלב 5.6 יהיה להימנע מכך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל ג&#39;ל אולטרסאונד סטריליים לבטן התחתונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט מתקרב לscanhead אולטרסאונד (תדר 40 MHz) [איור 1 IV] לעור (אורכי עם זווית גולגולת של 45-70 °) ולדמיין את השלפוחית ​​על מסך אולטרסאונד [איור 3]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם השלפוחית ​​ריקה, למלא אותו עם 50 μl תמיסת מלח סטרילית, חמה שנאגרו פוספט (PBS) דרך angiocatheter G שופכת 24. </li></ol> 5. הפרדה של שלפוחית ​​השתן וול שכבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק 1.0 מיליליטר מלא PBS ומחובר ל30 G, ¾ במחט (פוע מופנה anteriorly) למהדק המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את המחט לכיוון העור בדיוק מעל עצם הערווה בזווית 30-45 מעלות (80-90 ° ביחס לציר האורך של scanhead אולטרסאונד [איור 1]). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות את המחטעל מסך אולטרסאונד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לנקב את העור ואת שרירי דופן בטן [איור 3 ב &#39;]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את השיפוע של ° המחט 180 (כיום מופנה בדיעבד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את קצה המחט לתוך קיר שלפוחית ​​השתן בלי לחדור לרירית [איור 3 ג] </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להזריק 50 μl של PBS בין השכבה הרירית והרירית על מנת ליצור מרחב מלאכותי [איור 3 IV]. הערה: אם הרירית מחוררת בטעות במהלך שלב 5.6, לאט למשוך חזרה את המחט ולהזריק 50 μl של PBS לאחר השכבה הרירית שהתהפכה לאחור על קצה המחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשלוף את המחט. </li></ol> 6. ביצוע עצמי הרכבה של תאי סרטן שלפוחית ​​השתן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק שני 1.0 מיליליטר (מלאים בתאי הסרטן התלויים בMatrigel) עם 30 G, ¾ במחט למהדק המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להנחות את קצה המחט לאותוחלל PBS המלא שיצר בשלב 5.7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 40 μl של ההשעיה התא לתוך החלל הזה [איורים 3 V ו-VI]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשלוף את המחט. </li></ol> 7. טיפול תומך שלאחר התערבותית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבטל את טעינת העכבר מפלטפורמת ההדמיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על בעלי החיים בסביבה חמימה ונוחה תחת מעקב רציף בזמן שהתאושש מההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שהשיב את התודעה וחידוש ניידות רגילה, למקם את בעלי החיים בחזרה בכלוב בבית שלה. </li></ol>

<ol>
	<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+orthotopic+models+for+bladder+cancer+research.">Mouse orthotopic models for bladder cancer research.</a> BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).</li><li>Kubota, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+models+of+human+cancer+xenografted+in+the+nude+mouse:+the+importance+of+orthotopic+transplantation.">Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation.</a> J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).</li><li>Hadaschik, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumour+inoculation+and+bioluminescence+imaging.">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).</li><li>Kang, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Bladder+Tumor+Model+and+the+Evaluation+of+Intravesical+saRNA+Treatment.">An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment.</a> J. Vis. Exp. (65), (2012).</li><li>Dobek, G. L., Godbey, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Model+of+Murine+Bladder+Cancer.">An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer.</a> J. Vis. Exp. (48), (2011).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Bladder+Wall+Injection.">Mouse Bladder Wall Injection.</a> J. Vis. Exp. (53), (2011).</li><li>Xiao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+novel+transplantable+orthotopic+rat+bladder+transitional+cell+tumour+model.">Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model.</a> Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).</li><li>Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodistribution+and+phototoxicity+of+5-aminolevulinic+acid-induced+PpIX+in+an+orthotopic+rat+bladder+tumor+model.">Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model.</a> J. Urol. 153, 802-806 (1995).</li><li>J&#228;ger, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hiding+in+plain+view:+Genetic+profiling+reveals+decades+old+cross-contamination+of+bladder+cancer+cell+line+KU7+with+HeLa.">Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa.</a> J. Urol. (13), (2013).</li><li>Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravesical+liposome-mediated+interleukin-2+gene+therapy+in+orthotopic+murine+bladder+cancer+model.">Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model.</a> Gene Ther. 7, 844-851 (2000).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Black, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validating+bladder+cancer+xenograft+bioluminescence+with+magnetic+resonance+imaging:+the+significance+of+hypoxia+and+necrosis.">Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis.</a> BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).</li></ol>

הגישה פתוחה למאמר וידאו זה היא בחסות FUJIFILM VisualSonics, Inc

כמעט כל התקדמות גדולה בטיפול בסרטן תדרוש בדיקות במודלים של בעלי חיים לפני ביצוע ניסויים קליניים. מודלים של בעלי החיים של הסרטן הם כלים חיוניים המאפשרים לחוקרים ללמוד ביולוגיה גידול in vivo. המודלים xenograft Orthotopic יישארו הזהב סטנדרטי 1,2 וימשיכו להציע את הגמישות ביותר (במונחים של בחירה של שורות תאים) ויש להם את הכלי הכי הפרקטי. ההליך המאויר הוא שינוי פולשנית של מודל orthotopic תואר בעבר על ידי Dinney et al. 12 הקמנו גידולי xenograft בזריקה מלעורית אולטרסאונד המודרך של שלוש שורות תאים שונות עם שיעור הצלחה טכני של 100%. במהלך תקופת המעקב רציף, 98% מעכברים הראו עלייה מתמדת בנפח גידול. על ידי ביצוע טכניקה מינימאלית פולשנית היינו יכול לטפל במגבלות קיימות של מודל החומות. חוץ מrespecting רווחת בעלי חיים, הפולשנות מופחתת של הליך זה גם תורמת לשחזור של ניסויי in vivo על ידי הפחתת מספר הסיבוכים ניתוחיים. זה מאוד זמן יעיל, כדי למנוע laparotomy בטן וצורך הקשורים לסגירת פצעים. היינו יכול להקטין באופן משמעותי את זמן הליך לכל בעל חיים ל3.4 דקות (± 1.6). עם זאת, היתרון העיקרי של הגישה החדשנית שלנו הוא הדיוק שלה. אולטרסאונד ברזולוציה גבוהה מאפשר לנו לדמיין את החלל שנוצר על ידי הזרקה מי מלח מתחת לרירית של דופן השלפוחית. הזרקת הצעד ראשונה זה מקלה על הזרקת תאים סרטניים בשלב שני וממזערת את הסיכון של דליפה של תאים הסרטניים. זאת בניגוד לטכניקה של הזרקת ביצוע עצמית לאחר פיום בטן, שבו אי אפשר לדמיין מיקום מחט ותמיד יש אלמנט של חוסר ודאות לגבי עומק ההזרקה המדויק. כמו כן,, growt גידול כפי שאנו inoculating תאים סרטניים אך ורק לדופן השלפוחית ​​הקדמישעות על קיר שלפוחית ​​השתן האחורי הוא התחמק. כתוצאה מכך שיעור סיבוכים חסימתית בשל צמיחת גידול בקרבה של הפתחים בשופכן הוא נדיר ביותר. אפקט נלווה זה מאפשר תקופות גידול וטיפול ארוכות יותר. המגבלה העיקרית של חיסון גידול אולטרסאונד מונחה היא הצורך בציוד טכני מתאים. לכן הביצועים של הליך זה צפוי להיות מוגבל למרכזים המתמחים במודלים של בעלי חיים של סרטן אנושי. זה צריך לעודד שיתופי פעולה בין קבוצות מחקר מחוץ למוסדות אלה והקבוצות עם התמחות בדוגמנות בעלי חיים רומן כזה. אמנם תלוי בהיכרות עם ההדמיה אולטרסאונד וחלק מיומנות ידנית, מודל זה הוא קל ללמוד תחת הדרכה מוסמכת. צעד מפתח בתהליך הוא היצירה של submucosally מרחב מלאכותי בדופן השלפוחית ​​עם מי מלח. ברגע שהמרחב הזה נוצר בלי o הניקובf השכבה הרירית, הוא נשאר יציב במשך כמה דקות. הדרכתו של המחט השנייה לתוך המרחב הזה כדי לחסן את התאים הסרטניים היא יחסית פשוטה. הסיבוך העיקרי ביצירתו של מרחב Submucosal הוא ניקוב של המחט לתוך לומן שלפוחית ​​השתן. יצירת מרחב Submucosal, לעומת זאת, נשארת ריאלי. המחט צריכה להיות נסוגה לאט אל תוך קיר שלפוחית ​​השתן והמלוח מוזרק רק כאשר השכבה הרירית מתהפכת קצה המחט. לאחר תרגיל זה השטח Submucosal הוא פחות יציב (מלוח יברח ללומן השלפוחית ​​בתוך 30-60 שניות) וההזרקה של תאי גידול צריכה להתבצע במהירות. דליפה של תאים סרטניים לתוך לומן שלפוחית ​​השתן יכולה להתרחש במקרים אלה עם ניקוב של הרירית. למרות האובדן של תאים סרטניים ממקום ביצוע העצמי עלול להוביל לירידה בגידול במהלך מעקב נפח, יש לנו מעולם לא נצפה כל ספיגת גידול שלפוחית. אחר ג הפוטנציאליomplication היא דליפה של תאים סרטניים לחלל הצפק דרך ערוץ ההזרקה. אנו נצפו רק אחד הפצת תאים הסרטני intraperitoneal ב50 בעלי חיים, וזה קרה באחד מהניסיונות הראשונים שלנו. אנו מייחסים את זה לזריקה של גדול מדי תאים סרטניים השעיה נפח. זה נתמך על ידי העובדה שהקטנת הנפח 50-40 μl לא גרמה לדליפת intraperitoneal נוספת. חיסון פולשנית זו של xenograft סרטן שלפוחית ​​השתן orthotopic העכברית מייצג שינוי חדשני של &quot;מודל ביצוע העצמי&quot; הקיים, benefitting גם החוקר ובעלי החיים באותה מידה. היתרונות של מודל זה מעודדים את ההסתגלות שלה לאיברים אחרים כגון כליות, ערמונית וכבד על מנת לבסס גידולי xenograft orthotopic באופן מינימאלי פולשנית.

מחקר הסרטן תלוי במודלים של בעלי חיים של סרטן אנושי באמצעות שורות תאים שמקורם בגידולי מטופל על מנת להעמיק את ההבנה של ביולוגיה של גידול שלנו. לin vivo ניתוח צמיחה באסטרטגיות שונות לטיפול בסרטן שלפוחית ​​השתן מודלים העכברי orthotopic יישארו סטנדרטי 1,2 ההתייחסות. החיסון של תאי סרטן שלפוחית ​​השתן אנושיים בעכברי מדוכאי חיסון (מודל xenograft) מסתמך על החדרת שלפוחית ​​(&quot;מודל שלפוחית&quot;) 3,4,5 או הזרקה ישירה לתוך קיר שלפוחית ​​השתן (&quot;מודל בין חומות&quot;) 6,7. יכולות גם להתבצע בשתי טכניקות בחולדות 8,9. החדרת שלפוחית ​​גורמת להיווצרות של גידולים על פני urothelial של שלפוחית ​​השתן אשר לאחר מכן ניתנים להחדרת שלפוחית ​​הבאה של סוכני טיפול חדשניים. עם זאת, מספר שורות תאים אשר באופן מהימן tumorigenic כאשר מועברים באמצעות שיטה זו מוגבלד אחד של שורות תאים אלה, KU7, לאחרונה הוכח להיות הלה 4,10. החדרת שלפוחית ​​היא גם זמן רב בשל צורך להתעכב פעמים, וזה לעתים קרובות גורם לצמיחת גידולים באלמנטים הסמוכים של דרכי השתן, כולל שופכה, שופכן, ואגן הכליה 11. יתר על כן, החדרת שלפוחית ​​לעתים קרובות מובילה לצמיחה של גידול על רצפת השלפוחית ​​בי השופכנים להיכנס לשלפוחית ​​השתן, וזה יכול לגרום לחסימה בדרכי עליונה ואי ספיקת כליות במקביל. xenografts סרטן שלפוחית ​​השתן פולשנית העיקרית אשר מתאימות לטיפולים מערכתיים נוצרות על ידי הזרקה ישירה של תאי גידול לדופן שלפוחית ​​12. למרות ששורות תאים רבות לגדול כראוי במודל זה, הגבלתה היא הפולשנות של המודל הנוגע לצורך בחתך בבטן 13. המודל הוא גם מאתגר ללמוד בשל הקושי הטכני של הזרקת תאים בדיוק לקיר השרירשל שלפוחית ​​השתן. גישה חדשנית להקמת xenografts פולשנית העיקרית orthotopic סרטן שלפוחית ​​השתן בעכברים פותחה במחלקה שלנו על מנת לטפל בליקויים קיימים של &quot;המודל בין החומות&quot;. הצלחנו לייעל את ההזרקה של תאי סרטן שלפוחית ​​השתן מלעורית, אולטרסאונד מונחה לדופן השלפוחית ​​הקדמי וכתוצאה מכך טכניקה חדשנית זו כדי להחליף את המודל פולשנית הוקם בהצלחה. יתר על כן יש לנו פוטנציאל משופר הדיוק ושחזור של &quot;המודל בין החומות&quot;.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<colgroup>
		<col span="4" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine gluconate (2%)</td>
			<td>Aplicare</td>
			<td>82-319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:64px;">Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium (DMEM)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3008101</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:64px;">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3007103</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Matrigel</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">356234</td>
			<td style="width:64px;">Keep between 2-4&#8304;C</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:64px;">Baxter Corporation</td>
			<td style="width:64px;">402-069-02</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:64px;">Trypsin (0.25%)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3004202</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Syringe (1ml)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">309659</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Hypodermic needle (30G; &#190; inch)</td>
			<td style="width:64px;">Kendall</td>
			<td align="right" style="width:64px;">830340</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Angiocatheter (24G)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">381112</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Vevo 770 small animal imaging platform</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">RMV 706 ultrasound scanhead</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">IVIS Lumina III</td>
			<td style="width:64px;">&#160;Caliper Life Science</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimally invasive establishment of murine orthotopic bladder xenografts

xenografts סרטן שלפוחית ​​השתן Orthotopic הן סטנדרטי ללמוד מניפולציות מולקולריות תאיות וסוכנים טיפוליים חדשים בvivo זהב. שורות תאים מתאימות מחוסנות או על ידי החדרת שלפוחית ​​(מודל של צמיחה פולשנית nonmuscle) או הזרקת ביצוע עצמית לתוך קיר שלפוחית ​​השתן (מודל של צמיחה פולשנית). שני ההליכים מורכבים ומאוד זמן רב. בנוסף, יש לו את המודל השטחי חסרונותיו בשל החוסר של שורות תאים, כי הם החדרה הבאה tumorigenic. הזרקת ביצוע עצמי, ומצד שני, הוא נפגמה על ידי הפולשנות של ההליך והתחלואה הקשורים לעכבר המחשב המארח. עם החסרונות האלה בחשבון, שינינו שיטות קודמות לפתח גישה פולשנית ליצירת xenografts סרטן שלפוחית ​​השתן orthotopic. באמצעות הדרכת אולטרסאונד יש לנו לבצע חיסון מלעורית של שורות תאי סרטן שלפוחית ​​השתן UM-UC1, UM-UC3 וUM-בהצלחהUC13 ל50 עירום athymic. אנחנו כבר הצלחנו להוכיח כי גישה זו היא זמן יעיל, מדויק ובטוח. בעזרת טכניקה זו, תחילה נוצר מרחב מתחת לרירית שלפוחית ​​השתן עם PBS, ולאחר מכן תאים סרטניים מוזרקים לתוך החלל הזה בשלב שני. צמיחת גידול מנוטרת במרווחי זמן קבועים עם הדמיה פליטת אור ואולטרסאונד. כרכי הגידול הממוצע גדלו בהתמדה בכל אבל אחד 50 העכברים שלנו לאורך תקופת המחקר. במוסד שלנו, זו גישה חדשנית, המאפשרת חיסון xenograft סרטן שלפוחית ​​השתן באופן מינימאלי פולשנית, מהיר ומדויק ביותר, החליפה את המודל המסורתי.

<html> הזרקה עירונית של שלושה קווים שונים של תאי גידול (לוק UM-UC1, לוק UM-UC3 ולוק UM-UC13) בוצעה ב50 חיות תחת אולטרסאונד הדרכה על שלושה ימים רצופים. החיסון בוצע ביעילות רבה (זמן ממוצע 5.7 דקות / בעלי חיים) ולא היה קשור לכל סיבוכי התוך או פוסט התערבותית. ניטור של גידול בוצע על ידי ההדמיה אולטרסאונד ופליטת אור. ביום # 3 גידול יכול להיות מזוהה על ידי אולטרסאונד בשלפוחית ​​הקדמית של כל 50 חיות [איור 4]. 98% מעכברים הראו את צמיחת גידול מתמדת במהלך תקופת המעקב [איורים 4 ו -5]. בעקבות החיסון של לוק UM-UC3, עכבר אחד פיתח הפצת גידול intraperitoneal והגידול involuted אחרי היום # 7 בבעלי חיים שני [טבלת 1]. זו הייתה הקבוצה הראשונה של עכברים מחוסן עם טכניקה חדשה זו. NT &quot;&gt; העכברים הוקרבו ביום # 24, # 28, ו# 37 לאחר החיסון של לוק UM-UC3, לוק UM-UC1 ולוק UM-UC13, בהתאמה. גידולי xenograft נקצרו ונבדקו על hematoxylin ו eosin (H &amp; E סעיפים). כל הגידולים היו שריר פולשני וכמה חדרו לשומן perivesical, אבל אין פלישה לאיברים סמוכים נצפתה [איור 6]. 60% מעכברי נושאי גידולי לוק UM-UC13 ו20% מעכברי נושאי לוק UM-UC3 גידולים פיתחו גרורות לימפה צומת retroperitoneal אשר אושרו על ידי H &amp; E [איור 6 ב &#39;] מכתים. <img alt="איור 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1.jpg" /> איור 1. תמונה ואיור סכמטי של הגדרת הניסוי. העכבר הוא רכוב על שולחן הניתוח המחומם (אני) והחזיק תחת הרדמה (&lt;strong&gt; השני) עם 3% תערובת isoflurane / חמצן. הגפיים התחתונים קבועים עם גומייה (III). לאחר מתקרב scanhead אולטרסאונד (IV) לעור (יישור אורכי עם זווית גולגולת של 45-70 °) בשלפוחית ​​השתן (V) הוא מדמיין על מסך אולטרסאונד. מזרק עם מחט G 30 (VI) מונחה על העור בזווית של 30-45 מעלות (80-90 ° ביחס לציר האורך של scanhead אולטרסאונד). <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2.jpg" /> איור 2. חוסר תנועה של שלפוחית ​​השתן. ממדים והמחשה לבנות את רצועת ייצוב שלפוחית ​​השתן (אני) הרצועה מחוברת לבטן התחתונה ומשתקים את שלפוחית ​​השתן (השני). כך התחמקות<html> שלפוחית ​​השתן במהלך הזרקת ביצוע עצמית הוא נמנע. <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3.jpg" /> איור 3. חיסון ביצוע עצמי של תאים סרטניים. ויזואליזציה של שלפוחית ​​השתן על מסך אולטרסאונד (אני). ניקוב של העור ושרירים דופן בטן (השני). החדרת מחט לדופן השלפוחית ​​ללא חדירה של הרירית (III). PBS (50 μl) בין השכבה הרירית והרירית לאחר הזרקה איטית (IV). תאים סרטניים התלויים בMatrigel בחלל שנוצר באופן מלאכותי העצמי (V, VI). 1123fig4.jpg &quot;/&gt; איור 4. . מעקב על ידי אולטרסאונד מעקב רציף על ידי אולטרסאונד הראה גידול משמעותי בנפח גידול (אני: יום # 3, השני: יום # 7, III: יום # 13). <img alt="איור 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5.jpg" /> איור 5. מעקב על ידי פליטת אור. מעקב רציף על ידי פליטת אור הראה עלייה מתמדת בהארה לאורך תקופת המחקר. <img alt="איור 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6.jpg" /> איור 6. היסטולוגיה של גידול xenograft וגרורות לימפה. בטוטו הסעיף H &amp; E של xenograft נציג tu<html> מור מפגין צמיחה חודרנית לתוך השריר ללא פלישה לאיברים סמוכים (אני). 60% מעכברי נושאי גידולי לוק UM-UC13 ו20% מעכברי נושאי גידולי לוק UM-UC3 גרורות הציגו retroperitoneal בלוטות לימפה (השנייה). <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="320" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col span="5" /></colgroup><tbody><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> שורת תאים מחוסנת </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> לוק UM-UC1 </td><td style="width:64px;"> לוק UM-UC3 </td><td style="width:64px;"> לוק UM-UC13 </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> מספר העכברים </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 20 </td><td style="width:64px;"> 15 </td><td style="width:64px;"> 15 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> נפח מוזרק, μL </td>idth: 64px; &quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> 40 </td><td style="width:64px;"> 50 </td><td style="width:64px;"> 50 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> ספירת תאים, מוחלט </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3.6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 5.5 x 10 5 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> זמן לכל בעל חיים, דקות </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3.4 (± 1.6) </td><td style="width:64px;"> 7.7 (± 3.7) </td><td style="width:64px;"> 6.8 (± 2.9) </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> שיעור מקרים של הסרטן </td><td style="width:64px;"></td><td colspan="3" style="width:192px;"> 49 (98%) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"></td><td style="width:64px;"&gt; </td><td style="width:64px;"> 20 (100%) </td><td style="width:64px;"> 14 (93%) </td><td style="width:64px;"> 15 (100%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> גרורות בלוטות לימפה </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 0 </td><td style="width:64px;"> 3 (20%) </td><td style="width:64px;"> 9 (60%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> מעקב (ימים) </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 28 </td><td style="width:64px;"> 22 [לפני הטיפול] </td><td style="width:64px;"> 28 [לפני הטיפול] </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> נפח גידול (μL) </td><td style="width:64px;"> יום 4 </td><td style="width:64px;"> 11.6 (± 1.3) </td><td style="width:64px;"> 12.5 (± 1.7) </td><td style="width:64px;"> 14.4 (± 1.3) </td></tr><tr height="20"><td height="61" row&quot;גובה: 61px; רוחב: 64px;&quot; תוחלת = &quot;2&quot; style =&gt; </td><td style="width:64px;"> סוף </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 394.6 (± 72.4) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 288.7 (± 66.1) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 78.3 (± 13.4) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> מעקב </td></tr><tr height="56"><td height="100" rowspan="2" style="height:100px;width:64px;"> הארה גידול (פוטונים / sec) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> יום 4 </td><td style="width:64px;"> 4.6 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 2.0 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 5.8 x 10 8 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> (± 9.4 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 3.7 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 1.3 x 10 8) </td></tr><tr height="23"><td height="67" rowspan="2"style = &quot;גובה: 67px; רוחב: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> סוף </td><td style="width:64px;"> 1.9 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1.4 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1.5 x 10 10 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> מעקב </td><td style="width:64px;"> (± 4.0 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 2.3 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 1.9 x 10 9) </td></tr></tbody></table> טבלת 1. הזרקת תאים סרטניים מונחה אולטראסאונד - הליך ותוצאות.

Watch this Scientific Journal Video about Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts at JoVE.com

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

הטכניקה המבוססת לחסן xenografts orthotopic פולשנית העיקרית לסרטן שלפוחית ​​השתן דורשת laparotomy והתגייסות של שלפוחית ​​השתן. הליך זה גורם תחלואה משמעותית בעכברים, הוא מאתגר מבחינה טכנית ודורש זמן רב. לפיכך, אנו פיתחנו דיוק גבוה, בגישה מלעורית ניצול הנחיית אולטרסאונד.

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית ​​השתן xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

minimally-invasive-establishment-murine-orthotopic-bladder

Research

JoVE Journal

Medicine

15.8K Views.  University of British Columbia.  הטכניקה המבוססת לחסן xenografts orthotopic פולשנית העיקרית לסרטן שלפוחית ​​השתן דורשת laparotomy והתגייסות של שלפוחית ​​השתן. הליך זה גורם תחלואה משמעותית בעכברים, הוא מאתגר מבחינה טכנית ודורש זמן רב. לפיכך, אנו פיתחנו דיוק גבוה, בגישה מלעורית ניצול ה?...

Video: Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

דגם orthotopic של סרטן שלפוחית ​​השתן Murine

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

שלפוחית ​​השתן Orthotopic גידול דגם ואת הערכת טיפול סרנה השלפוחית

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

סרטן שלפוחית ​​השתן לדגם orthotopic ג&#39;ין משלוח לימודים

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models. To model WHO grades III and IV malignant gliomas in transplantation assays, human tumor cells are xenografted into an orthotopic site, the brain, of immunocompromised mice. In contrast to secondary xenografts that utilize cultured tumor cells, human glioma cells are dissociated from resected specimens and transplanted without prior passage in tissue culture to generate primary xenografts. The procedure in this report details tumor sample preparation, intracranial transplantation into immunocompromised mice, monitoring for tumor engraftment and tumor harvesting for subsequent passage into recipient animals or analysis. Tumor cell preparation requires 2 hr and surgical procedure requires 20 min/animal.

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models.

גליומה אורתוטופית ראשונית קסנוגרפטים recapitulate צמיחה הסתננות איזוציטראט דהידרוגנאז אני מוטציה

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

הערכת היעילות של<em&gt; H. פילורי</em&gt; חלבון HP-NAP ככלי טיפולי לטיפול בסרטן שלפוחית ​​השתן בדגם Murine Orthotopic

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...

Encapsulation Thermogenic Preadipocytes for Transplantation into Adipose Tissue Depots

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular weight metabolites in tissues of the treated host to achieve long-term survival. The semipermeable membrane allows engrafted encapsulated cells to avoid rejection by the immune system. The encapsulation procedure was designed to enable a controlled release of bioactive compounds, such as insulin, other hormones, and cytokines. Here we describe a method for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production and energy dissipation (thermogenesis) in the intra-abdominal adipose tissue of obese mice. Encapsulation of thermogenic catabolic cells may be potentially applicable to the prevention and treatment of obesity and type 2 diabetes. Another potential application of catabolic cells may include detoxification from alcohols or other toxic metabolites and environmental pollutants.

Here, we present a protocol for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production in intra-abdominal adipose tissue and increase energy dissipation in obese mice.

Encapsulation תרמוגנית Preadipocytes להשתלה לבסיס מיון רקמת שומן

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

פולשנית רוחבי אבי העורקים התכווצות עכברים

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

An Anatomical Study of Nerves at Risk During Minimally Invasive Hallux Valgus Surgery

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional orientation and localization of structures that are not directly visible to the surgeon. This is especially critical for structures at risk like nerves or blood vessels. Optimization of the handling of cadaveric material and the combination of multiple techniques compensate for the limited availability of adequate specimens. The described protocol combines anatomical plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to help localize relevant structures, such as nerves, arteries, veins and to correctly position the portals during MIS procedures. Depiction of these structures in anatomy textbooks can differ from what is encountered in the surgical field; and for this reason, new anatomical studies with a surgical orientation are needed. However, this is a complex, time-consuming technique requiring specific training. The anatomical references described with the so-called 'clock method' provide the surgeon with an easy and reproducible system to locate the path of the nerves at risk in Hallux Valgus MIS procedures. This model can be extrapolated to many other minimally invasive surgical procedures.

Minimally invasive surgical (MIS) procedures rely on anatomical references to localize structures not directly visible to the surgeon. This manuscript describes a combined method of plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to locate the structures at risk during MIS procedures.

המחקר האנטומי של עצבים בסיכון במהלך הניתוח Valgus בוהן פולשנית

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional ...

Electromagnetic Navigation Transthoracic Nodule Localization for Minimally Invasive Thoracic Surgery

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or excision. Many of these nodules are identified and excised via minimally invasive thoracic surgery; however, subcentimeter and subsolid nodules are frequently difficult to identify intra-operatively. This can be mitigated by the use of electromagnetic transthoracic needle localization. This protocol delineates the step-by-step process of electromagnetic localization from the pre-operative period to the postoperative period and is an adaptation of the electromagnetically guided percutaneous biopsy previously described by Arias et al. Pre-operative steps include obtaining a same day CT followed by the generation of a three-dimensional virtual map of the lung. From this map, the target lesion(s) and an entry site are chosen. In the operating room, the virtual reconstruction of the lung is then calibrated with the patient and the electromagnetic navigation platform. The patient is then sedated, intubated, and placed in the lateral decubitus position. Using a sterile technique and visualization from multiple views, the needle is inserted into the chest wall at the prechosen skin entry site and driven down to the target lesion. Dye is then injected into the lesion and, then, continuously during needle withdrawal, creating a tract for visualization intra-operatively. This method has many potential benefits when compared to the CT-guided localization, including a decreased radiation exposure and decreased time between the dye injection and the surgery. Dye diffusion from the pathway occurs over time, thereby limiting intra-operative nodule identification. By decreasing the time to surgery, there is a decrease in wait time for the patient, and less time for dye diffusion to occur, resulting in an improvement in nodule localization. When compared to electromagnetic bronchoscopy, airway architecture is no longer a limitation as the target nodule is accessed via a transparenchymal approach. Details of this procedure are described in a step-by-step fashion.

Presented here is a protocol for lung nodule localization using dye marking via electromagnetically navigated transthoracic needle access. The technique described here can be accomplished in the peri-operative period to optimize nodule localization and to successful resection when performing minimally invasive thoracic surgery.

לוקליזציה של גושים טרנסתורציים לניווט אלקטרומגנטי לניתוחי חזה זעיר פולשניים

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

מודל מפרה קליני לחקר איסכמיה-reperfusion פציעה במיקרו-כירורגיה משחזרת

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Speed

Subtitles

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית השתן xenografts

Speed

Subtitles

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית ​​השתן xenografts

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית השתן xenografts