Los autores desean agradecer Eliana Beraldi para llevar a cabo la transducción viral de líneas celulares tumorales y Ben Deeley para su instrucción en el uso de la pequeña plataforma de imágenes de ultrasonido animal. Este proyecto fue apoyado por el Sistema Fundación Alemana (DFG; JA 2117/1-1: 1), el Instituto de Investigación de la Sociedad Canadiense del Cáncer y un Premio Científico Mentored Médico de Vancouver Coastal Health Research Institute. La plataforma de imágenes de ultrasonido fue financiado por la Fundación Canadiense para la Innovación.

Todos los procedimientos con animales se realizaron de acuerdo con las directrices del Consejo Canadiense de Protección de los Animales (CCPA). El protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad de British Columbia (Número Protocolo: A10-0192). 1. Preparación de Líneas Celulares <ol><li> Confirmar la identidad de las respectivas líneas celulares de cáncer de vejiga humano de la huella de ADN 7. </li><li> Para el análisis de crecimiento de tumores de xenoinjertos por bioluminiscencia, transfectar líneas celulares con un constructo lentiviral que porta el gen de luciferasa de luciérnaga 3. </li><li> Descongelar y ampliar las líneas de células existentes en medio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) con suero bovino fetal al 10% (FBS) a 37 ° C en un 5% de CO 2 humidificado ambiente. Pasaje de las células, al menos 3 veces, pero evitar tiempos de cultivo superiores a 3 meses. </li></ol> 2. Preparación de suspensión celular <ol><li> Descongele Matrigel. Mantener la temperatura por debajo4 ° C para evitar el aumento de viscosidad del gel. </li><li> Tripsinizar las células a una confluencia de 70% y suspender en medio de cultivo normal. </li><li> Contar el número de células con un hemocitómetro o un contador automático de células. </li><li> Girar la suspensión de células durante 5 min a 200 x g. Eliminar el sobrenadante. </li><li> Añadir el volumen apropiado de DMEM (10% de FBS) y Matrigel (proporción de 1:1) con el fin de llegar a la concentración celular deseada, que depende de la línea celular utilizada y la cinética de crecimiento deseados (8-15 x 10 6 / ml). El volumen inyectado de la suspensión de células tumorales será de 40 l. </li><li> Mezcle bien con la pipeta hacia arriba y abajo (P1000), evitar la creación de burbujas de aire en la suspensión. </li></ol> 3. Preparación de los animales Nota: Debido a la posible necesidad de cateterismo transuretral en el paso 4.7, ratones hembras son el género preferido en este modelo animal. <ol><li> Los ratones de acuerdo con la gu institucional y nacional de atención de animalesidelines. Obtener la aprobación del comité de ética para todos los experimentos con ratones. </li><li> Anestesiar a los ratones con 3% de mezcla de isoflurano / oxígeno. Confirmar anestesia adecuado de los animales (por ejemplo, la falta de respuesta a pellizcos del dedo del pie). </li></ol> 4. Configuración Experimental <ol><li> Cortar la estabilización de la vejiga a partir de cualquier tipo de material plástico rígido plana [Figura 2 I]. Inspeccione cuidadosamente la correa y eliminar los bordes afilados antes de su aplicación a los ratones. </li><li> Montar el animal en la mesa de formación de imágenes climatizada [Figura 1 I] de la pequeña plataforma de imágenes animal con un seguimiento continuo de los signos vitales. Fijar los miembros inferiores con una banda de goma [Figura 1 III]. </li><li> Desinfectar el abdomen con un 2% de gluconato de clorhexidina y limpie la piel con una punta de algodón estéril. </li><li> Inmovilizar la vejiga con la correa de la estabilización de la vejiga [Figura 2 II]. Por lo tanto, una evasiónde la vejiga durante la inyección intramural en el paso 5.6 se evitará. </li><li> Aplicar gel de ultrasonido estéril a la parte inferior del abdomen. </li><li> Poco a poco acercarse a la cabeza de exploración de ultrasonido (frecuencia de 40 MHz) [Figura 1 IV] a la piel (longitudinal con un ángulo de 45-70 ° craneal) y visualizar la vejiga en la pantalla de ultrasonido [Figura 3 I]. </li><li> Si la vejiga está vacía, llénela con 50 l de solución salina tibia estéril, tamponada con fosfato (PBS) a través de un G angiocatéter transuretral 24. </li></ol> 5. Separación de las capas de pared de la vejiga <ol><li> Acople una jeringa 1,0 ml llena con PBS y conectado a un 30 G, ¾ en la aguja (bisel dirigido en sentido anterior) a la abrazadera de la jeringa. </li><li> Coloque la aguja hacia la piel justo por encima del hueso púbico en un ángulo de 30-45 ° (80-90 ° con respecto al eje longitudinal de la cabeza de exploración de ultrasonido [Figura 1]). </li><li> Detectar la agujaen la pantalla del ultrasonido. </li><li> Lentamente perforar la piel y los músculos de la pared abdominal [Figura 3 II]. </li><li> Gire el bisel de la aguja 180 ° (ahora dirigida posteriormente). </li><li> Inserte la punta de la aguja en la pared de la vejiga sin penetrar la mucosa [Figura 3 III] </li><li> Inyectar lentamente 50 l de PBS entre la capa muscular y la mucosa con el fin de crear un espacio artificial [Figura 3 IV]. Nota: Si la mucosa se perfora accidentalmente durante el paso 5.6, tire lentamente la aguja e inyectar 50 l de PBS después de la capa de la mucosa se ha invertido sobre la punta de la aguja. </li><li> Retire la aguja. </li></ol> 6. Intramural La inoculación de las células del cáncer de vejiga <ol><li> Adjunte una segunda ml jeringa 1,0 (lleno de células de cáncer suspendidas en Matrigel) con un 30 G, ¾ de aguja a la abrazadera de la jeringa. </li><li> Guiar la punta de la aguja a la mismaEspacio lleno de PBS que fue creado en el paso 5.7. </li><li> Inyectar 40 l de la suspensión celular en este espacio [Figuras 3 V y VI]. </li><li> Retire la aguja. </li></ol> 7. Tratamiento de Soporte Post-intervencionista <ol><li> Desmontar el ratón desde la plataforma de imágenes. </li><li> Mantener el animal en un ambiente cálido y confortable bajo vigilancia continua mientras se recupera de la anestesia. </li><li> Después de recuperar la conciencia y reanudar la deambulación normal, coloque el animal de nuevo en su jaula. </li></ol>

<ol>
	<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+orthotopic+models+for+bladder+cancer+research.">Mouse orthotopic models for bladder cancer research.</a> BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).</li><li>Kubota, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+models+of+human+cancer+xenografted+in+the+nude+mouse:+the+importance+of+orthotopic+transplantation.">Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation.</a> J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).</li><li>Hadaschik, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumour+inoculation+and+bioluminescence+imaging.">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).</li><li>Kang, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Bladder+Tumor+Model+and+the+Evaluation+of+Intravesical+saRNA+Treatment.">An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment.</a> J. Vis. Exp. (65), (2012).</li><li>Dobek, G. L., Godbey, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Model+of+Murine+Bladder+Cancer.">An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer.</a> J. Vis. Exp. (48), (2011).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Bladder+Wall+Injection.">Mouse Bladder Wall Injection.</a> J. Vis. Exp. (53), (2011).</li><li>Xiao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+novel+transplantable+orthotopic+rat+bladder+transitional+cell+tumour+model.">Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model.</a> Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).</li><li>Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodistribution+and+phototoxicity+of+5-aminolevulinic+acid-induced+PpIX+in+an+orthotopic+rat+bladder+tumor+model.">Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model.</a> J. Urol. 153, 802-806 (1995).</li><li>J&#228;ger, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hiding+in+plain+view:+Genetic+profiling+reveals+decades+old+cross-contamination+of+bladder+cancer+cell+line+KU7+with+HeLa.">Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa.</a> J. Urol. (13), (2013).</li><li>Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravesical+liposome-mediated+interleukin-2+gene+therapy+in+orthotopic+murine+bladder+cancer+model.">Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model.</a> Gene Ther. 7, 844-851 (2000).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Black, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validating+bladder+cancer+xenograft+bioluminescence+with+magnetic+resonance+imaging:+the+significance+of+hypoxia+and+necrosis.">Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis.</a> BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).</li></ol>

El acceso abierto para este video-artículo es patrocinado por FUJIFILM VisualSonics, Inc.

Casi todos los grandes avances en el tratamiento del cáncer requerirán pruebas en modelos animales antes de iniciar los ensayos clínicos. Los modelos animales de cáncer son herramientas esenciales que permiten a los investigadores a estudiar la biología del tumor in vivo. Modelos de xenoinjertos ortotópico siguen siendo el estándar de oro de 1,2 y siguen ofreciendo la mayor flexibilidad (en términos de la selección de líneas celulares) y tienen la utilidad más práctica. El procedimiento ilustrado es una modificación mínimamente invasiva del modelo ortotópico descrito previamente por Dinney et al. 12 Hemos establecido tumores de xenoinjertos por ultrasonido guiado inyección percutánea de tres líneas celulares diferentes con una tasa de éxito técnico del 100%. Durante un seguimiento continuo, el 98% de los ratones demostró aumento constante en el volumen del tumor. Mediante la realización de una técnica mínimamente invasiva, hemos sido capaces de hacer frente a las limitaciones existentes del modelo intramural. Además respenexión bienestar de los animales, la reducción de la invasividad de este procedimiento también contribuye a la reproducibilidad de los experimentos in vivo al disminuir el número de complicaciones quirúrgicas. Es altamente eficaz del tiempo para evitar una laparotomía abdominal y necesidad asociada de cierre de la herida. Hemos sido capaces de reducir considerablemente el tiempo del procedimiento por animal a 3,4 min (± 1,6). Sin embargo, la principal ventaja de nuestro enfoque novedoso es su exactitud. Ultrasonido de alta resolución nos permite visualizar el espacio creado por la inyección de solución salina bajo la mucosa de la pared de la vejiga. Esta primera inyección de paso facilita la inyección de células tumorales en un segundo paso y minimiza el riesgo de derrame de células tumorales. Esto contrasta con la técnica de inyección intramural después de la laparotomía, donde es imposible visualizar colocación de la aguja y siempre hay un elemento de incertidumbre en cuanto a la profundidad exacta de la inyección. También, ya que estamos inoculando células tumorales estrictamente en la pared anterior de la vejiga, growt tumorh en la pared posterior de la vejiga se evita. Posteriormente, la tasa de complicaciones obstructivas debido al crecimiento del tumor en la proximidad de los orificios ureterales es extremadamente rara. Este efecto permite que acompaña los períodos de crecimiento y de tratamiento más largos. La principal limitación de la inoculación del tumor guiada por ecografía es la necesidad de un equipo técnico adecuado. Por lo tanto el rendimiento de este procedimiento es probable que se limita a los centros que se especializan en modelos animales de cáncer humano. Esto debería fomentar la colaboración entre grupos de investigación fuera de estas instituciones y de los grupos con experiencia en dicha novela modelado animal. Aunque depende de la familiaridad con la ecografía y cierta destreza manual, este modelo es fácil de aprender bajo la instrucción competente. La etapa clave en el procedimiento es la creación de un espacio artificial por vía submucosa en la pared de la vejiga con solución salina. Una vez creado este espacio sin perforación of la capa de la mucosa, que se mantiene estable durante varios minutos. La orientación de la segunda aguja en este espacio con el fin de inocular las células tumorales es relativamente simple. La principal complicación durante la creación del espacio submucoso es la perforación de la aguja en el lumen de la vejiga. La creación de un espacio submucoso, sin embargo, sigue siendo viable. La aguja tiene que ser retirado lentamente en la pared de la vejiga y la solución salina se inyecta sólo cuando la capa de la mucosa voltea sobre la punta de la aguja. Después de esta maniobra el espacio submucoso es menos estable (solución salina se escapará al lumen de la vejiga dentro de 30-60 seg) y la inyección de las células tumorales tiene que ser realizado rápidamente. El derrame de las células tumorales en el lumen de la vejiga puede ocurrir en estos casos con perforación de la mucosa. Aunque la pérdida de las células tumorales del espacio intramuros podría conducir a una disminución del volumen del tumor durante el seguimiento, nunca hemos observado ningún captación tumoral intravesical. Otro potencial Complication es el vertido de las células tumorales a la cavidad peritoneal a través del canal de inyección. Hemos observado un solo intraperitoneal difusión de células tumorales en 50 animales, y esto ocurrió en uno de nuestros primeros intentos. Atribuimos esto a la inyección de un volumen demasiado importante suspensión de células tumorales. Esto fue apoyado por el hecho de que la reducción del volumen de 50-40 l no dio lugar a derrame intraperitoneal más. Esta inoculación mínimamente invasivo de murino ortotópico de xenoinjertos de cáncer de vejiga representa una modificación innovadora del &quot;modelo intramural&quot; existente, beneficiando tanto el investigador como los animales por igual. Las ventajas de este modelo estimulan su adaptación a otros órganos tales como el riñón, la próstata y el hígado con el fin de establecer tumores de xenoinjertos ortotópico de una manera mínimamente invasiva.

La investigación del cáncer depende de los modelos animales de cáncer humano utilizando líneas celulares derivadas de tumores de pacientes con el fin de profundizar nuestra comprensión de la biología del tumor. Para análisis in vivo el crecimiento de bajo diferentes estrategias de tratamiento de cáncer de vejiga modelos murino ortotópico siguen siendo el estándar de referencia 1,2. La inoculación de células de cáncer de vejiga humano en ratones inmunocomprometidos (modelo de xenoinjerto) se basa en la instilación intravesical (&quot;modelo intravesical&quot;) 3,4,5 o inyección directa en la pared de la vejiga (&quot;modelo intramural&quot;) 6,7. Ambas técnicas se pueden también realizar en ratas 8,9. Instilación intravesical induce la formación de tumores en la superficie urotelial de la vejiga que luego son susceptibles de posterior de la instilación intravesical de agentes de tratamiento novedosas. Sin embargo, el número de líneas de células que son tumorigénicas de forma fiable cuando se entrega a través de este método se limita unaD una de esas líneas celulares, KU7, recientemente se ha demostrado ser HeLa 4,10. Instilación intravesical es también consume mucho tiempo debido a tiempos de espera necesarios, y que con frecuencia induce el crecimiento del tumor en elementos adyacentes del tracto urinario, incluyendo la uretra, uréter y pelvis renal 11. Además, la instilación intravesical a menudo conduce al crecimiento del tumor en el suelo de la vejiga donde los uréteres entran en la vejiga, y esto puede causar obstrucción de las vías superior e insuficiencia renal concomitante. Xenoinjertos de cáncer de vejiga invasivos primarios que son adecuados para tratamientos sistémicos se crean mediante inyección directa de las células tumorales en la pared de la vejiga 12. Aunque numerosas líneas celulares crecen adecuadamente en este modelo, su limitación es la invasividad de la modelo relacionado con la necesidad de una incisión abdominal 13. El modelo también es difícil de aprender debido a la dificultad técnica de la inyección de células, precisamente, en la pared muscularde la vejiga. Un nuevo enfoque para establecer ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga invasivos primarios en ratones se ha desarrollado en nuestro servicio con el fin de subsanar las deficiencias existentes del &quot;modelo intramural&quot;. Hemos sido capaces de optimizar la inyección percutánea guiada por ecografía de las células de cáncer de vejiga en la pared anterior de la vejiga como resultado de esta nueva técnica para sustituir con éxito el modelo invasivo establecida. Por otra parte tenemos potencialmente hemos mejorado la precisión y reproducibilidad del &quot;modelo intramural&quot;.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<colgroup>
		<col span="4" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine gluconate (2%)</td>
			<td>Aplicare</td>
			<td>82-319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:64px;">Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium (DMEM)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3008101</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:64px;">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3007103</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Matrigel</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">356234</td>
			<td style="width:64px;">Keep between 2-4&#8304;C</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:64px;">Baxter Corporation</td>
			<td style="width:64px;">402-069-02</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:64px;">Trypsin (0.25%)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3004202</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Syringe (1ml)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">309659</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Hypodermic needle (30G; &#190; inch)</td>
			<td style="width:64px;">Kendall</td>
			<td align="right" style="width:64px;">830340</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Angiocatheter (24G)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">381112</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Vevo 770 small animal imaging platform</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">RMV 706 ultrasound scanhead</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">IVIS Lumina III</td>
			<td style="width:64px;">&#160;Caliper Life Science</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimally invasive establishment of murine orthotopic bladder xenografts

Ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga son el estándar de oro para estudiar las manipulaciones celulares moleculares y nuevos agentes terapéuticos in vivo. Las líneas celulares adecuadas se inoculan ya sea mediante instilación intravesical (modelo de crecimiento invasivo no muscular) o la inyección intramural en la pared de la vejiga (modelo de crecimiento invasivo). Ambos procedimientos son complejos y altamente consume mucho tiempo. Además, el modelo superficial tiene sus deficiencias debido a la falta de líneas de células que son tumorigénicas después de la instilación. Inyección intramural, por otro lado, está estropeada por la invasividad del procedimiento y la morbilidad asociada para el ratón huésped. Con estas limitaciones en mente, hemos modificado los métodos anteriores para desarrollar un abordaje mínimamente invasivo para la creación ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga. Usando la guía del ultrasonido que hemos realizado con éxito la inoculación percutánea de las líneas celulares de cáncer de vejiga UM-UC1, UM-UC3 y UM-UC13 en 50 desnudos atímicos. Hemos sido capaces de demostrar que este enfoque es tiempo eficiente, precisa y segura. Con esta técnica, se crea inicialmente un espacio debajo de la mucosa de la vejiga con PBS, y las células tumorales se inyectan en este espacio en un segundo paso. El crecimiento tumoral se monitorizó a intervalos regulares con imágenes de bioluminiscencia y ultrasonido. Los volúmenes promedio de tumor aumentaron constantemente en en todo menos en una de nuestras 50 ratones durante el periodo de estudio. En nuestra institución, este nuevo enfoque, que permite la inoculación de xenoinjertos de cáncer de vejiga de una manera mínimamente invasiva, rápida y muy precisa, se ha sustituido el modelo tradicional.

<html> Inyección intramural de tres líneas celulares tumorales diferentes (luc UM-UC1, UM-UC3 luc y UM-UC13 luc) se realizó en 50 animales de menos de ultrasonido orientación sobre tres días consecutivos. La inoculación se realizó de manera eficiente (tiempo medio de 5,7 min / animal) y no se asoció con ningún tipo de complicaciones intra o post-intervención. Monitoreo del crecimiento del tumor se realizó mediante imágenes de ultrasonido y bioluminiscencia. El día # 3 un tumor podría ser detectado por ecografía en el anterior de la vejiga de los 50 animales [Figura 4 I]. 98% de los ratones mostró el crecimiento del tumor constante durante el período de seguimiento [Figuras 4 y 5]. Tras la inoculación de UM-UC3 luc, un ratón desarrolló diseminación tumoral intraperitoneal y el tumor involucionado tras día # 7 en un segundo animal [Tabla 1]. Este fue el primer grupo de ratones inoculados con esta nueva técnica. nt &quot;&gt; Los ratones fueron sacrificados en el día # 24, # 28 y # 37 después de la inoculación de luc UM-UC3, UM-UC1 luc y UM-UC13 luc, respectivamente. xenoinjertos de tumores se recolectaron y examinaron en hematoxilina y eosina (H &amp; E secciones). Todos los tumores fueron músculo invasivo y algunos se infiltraron en la grasa perivesical, pero sin invasión en órganos adyacentes se observó [Figura 6 I]. 60% de los ratones portadores de tumores luc UM-UC13 y 20% de los ratones portadores de UM-UC3 Luc tumores desarrollan metástasis en los ganglios linfáticos retroperitoneales que fueron confirmadas por H &amp; E tinción [Figura 6 II]. <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1.jpg" /> Figura 1. Imagen e ilustración esquemática de la configuración experimental El ratón está montada. Sobre la mesa de operaciones climatizada (I) y se mantiene bajo anestesia (&lt;strong&gt; II) con 3% de mezcla de isoflurano / oxígeno. Los miembros inferiores se fijan con una banda de goma (III). Después de acercarse a la cabeza de exploración de ultrasonido (IV) a la piel (alineación longitudinal con un ángulo de 45-70 ° craneal) de la vejiga (V) se visualiza en la pantalla del ultrasonido. Una jeringa con una aguja de 30 G (VI) es guiado a la piel en un ángulo de 30-45 ° (80-90 ° con respecto al eje longitudinal de la cabeza de exploración de ultrasonido). <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2.jpg" /> Figura 2. Inmovilización de la vejiga. Dimensiones e ilustración para la construcción de la correa de la estabilización de la vejiga (I) La correa se adjunta a la parte inferior del abdomen y inmoviliza la vejiga (II). Por lo tanto una evasión de la<html> se evita la vejiga durante la inyección intramural. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3.jpg" /> Figura 3. La inoculación intramural de las células tumorales. Visualización de la vejiga en la pantalla de ultrasonido (I). La perforación de la piel y los músculos de la pared abdominal (II). La inserción de la aguja en la pared de la vejiga sin penetración de la mucosa (III). PBS (50 l) entre la capa muscular y la mucosa después de la inyección lenta (IV). Las células tumorales suspendidas en Matrigel en el intramural espacio creado artificialmente (V, VI). 1123fig4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. . Seguimiento por ultrasonido continuo seguimiento mediante ecografía mostró un aumento significativo en el volumen del tumor (I: día # 3, II: día # 7, III: día # 13). <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5.jpg" /> Figura 5. Seguimiento por parte de la bioluminiscencia. Seguimiento continuado por bioluminiscencia mostró aumento constante de la luminiscencia en el período estudiado. <img alt="La figura 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6.jpg" /> Figura 6. Histología de xenoinjertos de tumores y metástasis ganglionares. En toto sección H &amp; E de un xenotrasplante representante ma<html> Mor que demuestra el crecimiento invasivo en el músculo sin invasión en órganos adyacentes (I). 60% de los ratones portadores de tumores luc UM-UC13 y el 20% de los ratones portadores de UM-UC3 tumores luc metástasis de ganglios linfáticos retroperitoneales presentados (II). <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="320"><colgroup><col span="5" /></colgroup><tbody><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Línea de células inoculadas </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> UM-UC1 luc </td><td style="width:64px;"> UM-UC3 luc </td><td style="width:64px;"> Luc UM-UC13 </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> Número de ratones </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 20 </td><td style="width:64px;"> 15 </td><td style="width:64px;"> 15 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Volumen inyectado, l </td>UR A: 64px; &quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> 40 </td><td style="width:64px;"> 50 </td><td style="width:64px;"> 50 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Cantidad de elementos absoluta </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3.6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 5.5 x 10 5 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Tiempo por animal, min </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3,4 (± 1,6) </td><td style="width:64px;"> 7,7 (± 3,7) </td><td style="width:64px;"> 6,8 (± 2,9) </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> La incidencia de tumores </td><td style="width:64px;"></td><td colspan="3" style="width:192px;"> 49 (98%) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"></td><td style="width:64px;"&gt; </td><td style="width:64px;"> 20 (100%) </td><td style="width:64px;"> 14 (93%) </td><td style="width:64px;"> 15 (100%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Metástasis ganglionares </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 0 </td><td style="width:64px;"> 3 (20%) </td><td style="width:64px;"> 9 (60%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Seguimiento (días) </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 28 </td><td style="width:64px;"> 22 [antes del tratamiento] </td><td style="width:64px;"> 28 [antes del tratamiento] </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> El volumen del tumor (l) </td><td style="width:64px;"> día 4 </td><td style="width:64px;"> 11,6 (± 1,3) </td><td style="width:64px;"> 12,5 (± 1,7) </td><td style="width:64px;"> 14,4 (± 1,3) </td></tr><tr height="20"><td height="61" rowspan = &quot;2&quot; style = &quot;altura: 61px; anchura: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> final de </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 394,6 (± 72,4) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 288,7 (± 66,1) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 78,3 (± 13,4) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> seguimiento </td></tr><tr height="56"><td height="100" rowspan="2" style="height:100px;width:64px;"> Luminiscencia tumoral (fotones / seg) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> día 4 </td><td style="width:64px;"> 4,6 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 2.0 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 5.8 x 10 8 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> (± 9,4 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 3,7 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 1,3 x 10 8) </td></tr><tr height="23"><td height="67" rowspan="2"style = &quot;altura: 67px; anchura: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> final de </td><td style="width:64px;"> 1,9 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1,4 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1,5 x 10 10 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> seguimiento </td><td style="width:64px;"> (± 4,0 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 2,3 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 1,9 x 10 9) </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Inyección de células tumorales guiada por ultrasonido - procedimiento y los resultados.

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Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

La técnica establecida para inocular ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga invasivos primarios requiere laparotomía y la movilización de la vejiga. Este procedimiento inflige una morbilidad significativa en los ratones, es técnicamente difícil y consume mucho tiempo. Lo tanto, desarrolló una alta precisión, abordaje percutáneo utilizando la guía del ultrasonido.

Mínimamente Invasiva Establecimiento de murino ortotópico xenoinjertos vejiga

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

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Research

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Medicine

15.8K vistas.  University of British Columbia.  La técnica establecida para inocular ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga invasivos primarios requiere laparotomía y la movilización de la vejiga. Este procedimiento inflige una morbilidad significativa en los ratones, es técnicamente difícil y consume mucho tiempo. Lo tanto, desarrolló una alta precisión, abordaje percutáneo utilizando la guía del ultrasonido. 

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An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga murino

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Investigación

Medicina

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modelo de tumor vesical ortotópica y la Evaluación de tratamiento intravesical SARNA

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga de Estudios de liberación de genes

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models. To model WHO grades III and IV malignant gliomas in transplantation assays, human tumor cells are xenografted into an orthotopic site, the brain, of immunocompromised mice. In contrast to secondary xenografts that utilize cultured tumor cells, human glioma cells are dissociated from resected specimens and transplanted without prior passage in tissue culture to generate primary xenografts. The procedure in this report details tumor sample preparation, intracranial transplantation into immunocompromised mice, monitoring for tumor engraftment and tumor harvesting for subsequent passage into recipient animals or analysis. Tumor cell preparation requires 2 hr and surgical procedure requires 20 min/animal.

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models.

Xenoinjertos de glioma ortotópico primario Recapitulan el crecimiento infiltrativo y la mutación de la isocitrato deshidrogenasa I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Evaluación de la eficacia de la<em&gt; H. pylori</em&gt; Proteína HP-PAN como herramienta terapéutica para el tratamiento de cáncer de vejiga en un modelo murino ortotópico

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...

Encapsulation Thermogenic Preadipocytes for Transplantation into Adipose Tissue Depots

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular weight metabolites in tissues of the treated host to achieve long-term survival. The semipermeable membrane allows engrafted encapsulated cells to avoid rejection by the immune system. The encapsulation procedure was designed to enable a controlled release of bioactive compounds, such as insulin, other hormones, and cytokines. Here we describe a method for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production and energy dissipation (thermogenesis) in the intra-abdominal adipose tissue of obese mice. Encapsulation of thermogenic catabolic cells may be potentially applicable to the prevention and treatment of obesity and type 2 diabetes. Another potential application of catabolic cells may include detoxification from alcohols or other toxic metabolites and environmental pollutants.

Here, we present a protocol for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production in intra-abdominal adipose tissue and increase energy dissipation in obese mice.

La encapsulación termogénico preadipocitos para el trasplante en los depósitos de tejido adiposo

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

La constricción aórtica mínimamente invasiva transversal en ratones

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Electromagnetic Navigation Transthoracic Nodule Localization for Minimally Invasive Thoracic Surgery

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or excision. Many of these nodules are identified and excised via minimally invasive thoracic surgery; however, subcentimeter and subsolid nodules are frequently difficult to identify intra-operatively. This can be mitigated by the use of electromagnetic transthoracic needle localization. This protocol delineates the step-by-step process of electromagnetic localization from the pre-operative period to the postoperative period and is an adaptation of the electromagnetically guided percutaneous biopsy previously described by Arias et al. Pre-operative steps include obtaining a same day CT followed by the generation of a three-dimensional virtual map of the lung. From this map, the target lesion(s) and an entry site are chosen. In the operating room, the virtual reconstruction of the lung is then calibrated with the patient and the electromagnetic navigation platform. The patient is then sedated, intubated, and placed in the lateral decubitus position. Using a sterile technique and visualization from multiple views, the needle is inserted into the chest wall at the prechosen skin entry site and driven down to the target lesion. Dye is then injected into the lesion and, then, continuously during needle withdrawal, creating a tract for visualization intra-operatively. This method has many potential benefits when compared to the CT-guided localization, including a decreased radiation exposure and decreased time between the dye injection and the surgery. Dye diffusion from the pathway occurs over time, thereby limiting intra-operative nodule identification. By decreasing the time to surgery, there is a decrease in wait time for the patient, and less time for dye diffusion to occur, resulting in an improvement in nodule localization. When compared to electromagnetic bronchoscopy, airway architecture is no longer a limitation as the target nodule is accessed via a transparenchymal approach. Details of this procedure are described in a step-by-step fashion.

Presented here is a protocol for lung nodule localization using dye marking via electromagnetically navigated transthoracic needle access. The technique described here can be accomplished in the peri-operative period to optimize nodule localization and to successful resection when performing minimally invasive thoracic surgery.

Localización de nódulos transtorácicos de navegación electromagnética para cirugía torácica mínimamente invasiva

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modelo preclínico de rata para el estudio de la lesión por isquemia-reperfusión en microcirugía reconstructiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Evaluation of Capnography Sampling Line Compatibility and Accuracy when Used with a Portable Capnography Monitor

Capnography is commonly used to monitor patient&#8217;s ventilatory status. While sidestream capnography has been shown to provide a reliable assessment of end-tidal CO2 (ETCO2), its accuracy is commonly validated using commercial kits composed of a capnography monitor and its matching disposable nasal cannula sampling lines. The purpose of this study was to assess the compatibility and accuracy of cross-paired capnography sampling lines with a single portable bedside capnography monitor. A series of 4 bench tests were performed to evaluate the tensile strength, rise time, ETCO2 accuracy as a function of respiratory rate, and ETCO2 accuracy in the presence of supplemental O2. Each bench test was performed using specialized, validated equipment to allow for a full evaluation of sampling line performance. The 4 bench tests successfully differentiated between sampling lines from different commercial sources and suggested that due to increased rise time and decreased ETCO2 accuracy, not all nasal cannula sampling lines provide reliable clinical data when cross-paired with a commercial capnography monitor. Care should be taken to ensure that any cross-pairing of capnography monitors and disposable sampling lines is fully validated for use across respiratory rates and supplemental O2 flow rates commonly encountered in clinical settings.

The goal of this study was to evaluate the accuracy of capnography sampling lines used in conjunction with a portable bedside capnography monitor. Sampling lines from 7 manufacturers were evaluated for tensile strength, rise time, and ETCO2 accuracy as a function of respiratory rate or supplemental oxygen flow rate.

Evaluación de la compatibilidad y precisión de la línea de muestreo de capnografía cuando se utiliza con un monitor de capnografía portátil

Capnography is commonly used to monitor patient&#8217;s ventilatory status. While sidestream capnography has been shown to provide a reliable assessment ...