We thank Dr. Joseph R. Fetcho for his input throughout the development of the procedure.We would like to acknowledge funding from the US National Institutes of Health (R01 EB002019 to C.B.S and DP OD006411 to Joseph R. Fetcho) and the National Science and Research Council of Canada (to M.J.F.) for financial support.

הערה: הטיפול ומניפולציה ניסויית של כל העכברים במאמר זה אושר על ידי הוועדה מוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת קורנל. 1. הגדרה לצורך הניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל כלים הנדרשים באמצעות החיטוי או עיקור אושר. לכל הפחות, כולל מערכת האספקה ​​שלה (1D איור, E) אזמל, מספריים, מספריים vanna, מלקחיים, מברג של צורף, צמר גפן, סט של כלי כתיבה, השתל (איור 1 א) ו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב את כל המשטחים, כולל כל כפתורי stereoscope, עם 70% אתנול ו / או חומרי חיטוי מתאימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת שדה סטרילי ידי כיסית stereotax המותאם אישית (1D איור) ומקיף benchtop בסדינים מעוקרים. כרית חימום (רצוי משוב המבוקר) צריכה להיות ממוקמת בחלק העליון של stereotax ותחת הסדינים המעוקרים. </li></ol> 2. הכנההעכבר לכירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר מתחת לגיל 5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה עד קצב הנשימה מאטה כ 1 נשימה / sec. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר לאזור אחסון זמני מהשדה סטרילי, תוך שימוש בחרטומו להמשיך חשיפת isoflurane. להפחית isoflurane עד 2%. החל משחה העין כדי למנוע התייבשות של קרנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל glycopyrrolate (תרופה אנטיכולינרגית) בשעה 0.05 בעכבר g מ&quot;ג / 100 לשריר לhindlimbs באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק, ומספק כ -50% מכל איבר את עוצמת הזריקה. הערה: Glycopyrrolate משמשת למניעת הצטברות נוזלי בריאות בזמן שהעכבר נמצא תחת הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קוצץ חשמלי, לגלח חלק מהיבט הגב של העכבר, ארוך סנטימטרים כ 3 על ידי 2 סנטימטר רחב ומתמקד בקשת החזה. נקה כל שיער גזוז הרחק מהאזור המגולח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל את הזריקות הבאות תת עורי ודיסטלי המגולחתיקון באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרקים cc: 1 מיליליטר / 100 עכבר g גלוקוז 5% בתמיסת מלח (לטיפול בהתייבשות), 5 מ&quot;ג / קילוגרם ketoprofen עכבר (NSAID לשיכוך כאבים), 0.2 מ&quot;ג / קילוגרם dexamethasone עכבר ( סטרואידים אנטי-דלקתיים כדי להפחית את הדלקת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בצמר גפן, לבצע שלושה שוטף לסירוגין של יוד ו -70% אתנול, מחכה דק &#39;1 בבין שוטף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל של bupivacaine 0.125% (בלוק עצבים היקפי) תת עורי באמצעות 29 100 μl - 30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק למרכז התיקון המגולח כדי להפחית את הכאב באתר החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת עכבר כדי stereotax המותאם אישית (1D איור), להכניס מדחום רקטלי, ולהמתין כ 10 דקות לbupivicaine ייכנס לתוקף. </li></ol> 3. לחשוף ונקו את הרבדים הגבי של 3 חזה חוליות סמוכות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בלהב סכין המנתחים, ליצור (5 מ&quot;מ או פחות) קטנים חתך מעל החוליות של העניין (איור 2 א). </li><li&gt; שימוש בשני מלקחיים או על ידי החדרת הקצה של מספריים כירורגיות ולהפיץ את הידיות, להגדיל את הגודל של פתח בעור על ידי נתיחה בוטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אזמל או מספריים כירורגיות, בעדינות לנתק fascia חיבור בין העור והשרירים שמתחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מפשקים להתאפק העור, ומאפשר לשטח עבודה גדול ככל האפשר (איור 2). שים לב שלא להגדיל את העומס על החזה ובכך לחסום את הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת זוג המלקחיים, אחיזה מקורי ביותר החוליה שיהיה חשופה דרך השריר שמעליה. באמצעות אזמל, לחתוך רקמות משם משני צדיו של תהליך הגב מכל 3 החוליות (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות כל שילוב של להב סכין מנתחים, צמר גפן, ו / או מגרד עצם, להסיר את כל הרקמה שמעל מהרבדים הגבי (איור 2 ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים כירורגיות, לחתוך בזהירות גידים המחוברים לחוליות בשני Lateraקצות l של עמוד השדרה (איור 2E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש באזמל, בעדינות להסיר כמה שיותר רקמה מהקצוות לרוחב של עמוד השדרה ככל האפשר על מנת לספק משטח הידוק נקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות debride החוליות של כל רקמות רכות שנותרו באמצעות מגרד עצם ו / או מקלון צמר גפן. לחתוך את כל רקמה לא מתאים במקום אחר באמצעות מספריים כירורגית (איור 2F). הערה: זה חיוני עבור שני הידוק וביצוע laminectomy הגב שהחוליות נחשפות בצורה נקיה. Cauterizer עשוי להיות שימושי בשליטה דימום שלאחר מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Shift מפשקים להתאפק הרקמות המקיפות את עמוד השדרה, בנוסף לעור (איור 2F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את צד הברים שתל לשיניים על ההודעות שנכתבו על המשלוח ולטעון אלו לפוסט-הבעלים (כמו באיור 1E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את החוליות 3 באמצעות הסורגים בצד, יישום פשוט מספיק לחץ כדי להחזיק securely (איור 2G, ח). שימוש במלקחיים כדי להבטיח הידוק רמה של החוליות 3. שים לב שמספר ניסיונות ייתכן שיהיו צורך. ודא שברי הצד שניהם ברמה ומקבילה לפני ביצוע laminectomy. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות נקייה ויבש על פני השטח הגבי של החוליות הדקו באמצעות צמר גפן. </li></ol> 4. בצע Laminectomy הגבי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הטיפים של המספריים Vannas למרחב אפידורל של החוליה הדקה המדיאלי ולסחוט את הידיות באורח קל; אם העצם הוא יבש, זה צריך לפצח לאורך lamina הגב. חזור על תהליך זה בצד הנגדי כדי לשחרר את lamina. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוקץ בעדינות lamina הרופף על ידי תהליך הגב עם מלקחיים, לחתוך בזהירות משם את כל רקמת חיבור בקצוות מקורי ואת הזנב של lamina ולהרים אותו משם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתמיסת מלח 0.9% ו / או נוזל השדרה מוחין מלאכותי (ACSF), לשטוף ביסודיות משם כל overlyi דםng חוט השדרה. השתמש בצמר גפן לספוג את נוזלים עודפים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים Vannas, לקצץ בזהירות את הקצוות לרוחב של העצם חזרה לסורגים בצד של השתל. שוב, לשטוף ושליטה בדימום תוך שימוש בצמר גפן ומלוח / ACSF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה שחלק מקרום העצם ניתק וoverlies חוט השדרה, בעדינות להסיר רקמה זו באמצעות צמר גפן ו / או 29 - מחט G 30. הקפד שלא לפגוע בחוט השדרה בחלק זה של ההליך. אל תבלבל את periosteum הרופף עם מאטר הדורה העטוף היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות, לאטום את הקצוות חשופים הנותרים של העצם עם אחד או שני אקריליק שיניים וcyanoacrylate (איור ט 2). קח טיפול מיוחד שלא לאפשר הדבקים לזרום על חוט השדרה החשוף. </li></ol> 5. חותם הלשכה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את הצלחת העליונה בזהירות כדי ש4 החריצים בקנה אחד עם 4 חורים על הסורגים בצד והפתיחה overlies הספין נחשףכבל אל (איור 1 וי 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות המברג של צורף, להתחיל בזהירות את הבורג הראשון, ייצוב המוט של המברג עם עוד זוג מלקחיים. אל תהדק את הבורג בשלב זה, אבל להכניס אותו, כך שכמה האשכולות הראשונים עוסקים. חזור על תהליך זה עבור 3 ברגים האחרים. הערה: כדאי להשתמש בטיטניום או מלקחיים magnetizable אחרים שאינו כדי למקם את הברגים בשלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם כל 4 הברגים במקום, להדק כל אחד מהברגים לסירוגין באותו הסכום במרווחים קטנים עד ברגים מאובטחים היטב (איור 2K). שים לב שזה לא יוצא דופן עבור הצלחת העליונה להגמיש במהלך תהליך זה. הקפד שלא להדק את הברגים יותר מדי, כראש הבורג יכול לשבור ולחץ כלפי מטה מוגזם יהיה לעקור את המהדק ו / או לגרום לפגיעה בחוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש אלסטומר סיליקון כדי למלא את החלל שבין חוט השדרה וחלון הזכוכית. כי זה איילהs לא לייצר חומצה אצטית במהלך ריפוי, להשתמש אלסטומר מותג KwikSil וטיפים ערבוב. החל חלק ליברלי של סיליקון לחוט השדרה החשוף. תשמור על עצמך להיפטר מכל סיליקון המכיל בועות אוויר מקצה הערבוב לפני יישום לחוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבודה במהירות, לחץ בעדינות coverslip # 0 5 מ&quot;מ להבלעה בצלחת העליונה. החל מספיק לחץ כדי לסחוט בהדרגה את הנוזלים אלסטומר להקיף את חוט השדרה, אך לא לגרום לדחיסת חוט השדרה (איור 2L). הגדרת זמן לאלסטומר היא כ 90 שניות, כדי לוודא coverslip מיושם במהירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה של איטום נכשל, לחכות עד אלסטומר קבע, בעדינות להסיר אותו מהשתל עם מלקחיים, ולחזור על 5.4-5.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכסות את הקצוות של אלסטומר הקרין עם אקריליק / cyanoacrylate שיניים ולדבוק העצם שמסביב ככל האפשר כדי למנוע אלסטומר מעובר מעל פני השטח של חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מפשקים ולמשוך את העור סביב הקצה של השתל. באמצעות cyanoacrylate, לדבוק העור לקצוות של השתל (איור 2M, N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס 0-80 # - 1/4 &quot;להגדיר ברגים לתוך כנפי הצלחת העליונה (איור 1 ג ו -2 O). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אקריליק שיניים, לאטום כל פערים בחריצי הבורג של הצלחת העליונה (איור 2P). </li></ol> 6. לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר בעלי חיים מהרדמה והמקום בכלוב גדול ונקי. ודא שהכלוב הוא גדול מספיק שהתא לא לתפוס על כל דבר (כמו הטבילה בצורת V לבקבוק מים ו / או מזון) במהלך תנועה נורמלית בכל הכלוב. הערה: כלוב חולדה סטנדרטי הוא אידיאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכלוב על משטח מחומם בעוד החיה משחזרת. לא מחזיר את העכבר לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק Beha בעלי החייםvior בתוך 1 - postoperation שעה 2 לסימנים של כאב או מצוקה ויושרה שתל. הערה: בתנאים רגילים, בעלי החיים צריכים להיות מסוגלים ambulate עם הפרעות צנועות לתנועה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמשיך לבדוק בעלי חיים כל 8 - 12 שעות לשעה 72 הראשונה, מדידת משקל וניטור התנהגות. בדוק שבעלי החיים פעילים וניידים במהלך הלילה. מזון רטוב בצורה של קרקע Chow מעורבב עם מים או ג&#39;לים תזונתי, כדורי לעיסה, ומי שתייה צריך להיות מסופק בגובה קרקע. הידרציה נוספות על ידי זריקות תת עורית או intraperiotoneal צריכה להינתן בהתאם לצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל 5 מ&quot;ג / קילוגרם ketoprofen עכבר ו -0.2 מ&quot;ג / קילוגרם תת עורי dexamethasone העכבר ב 24 ו 48 נקודות זמן hr, לאחר הניתוח. בנוסף, .005-0.010 מ&quot;ג / 100 גרם עכבר צריך להינתן בכל שעה 8 בזריקה תת עורית במשך 72 שעות. </li></ol> 7. בVivo Imaging <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר תחת5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה עד קצב הנשימה מאט כ 1 נשימה / sec. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר לstereotax המותאם אישית (1D איור) עם כרית חימום משוב מבוקר ולהכניס מדחום רקטלי. להפחית isoflurane עד 2%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל 0.05 מ&quot;ג / 100 לשריר עכבר g glycopyrrolate לhindlimbs באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק, ומספק כ -50% מכל איבר את עוצמת הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 1 מיליליטר / 100 גלוקוז 5% עכבר g (לטיפול בהתייבשות) תת עורי במלח אחת לשעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחזיקים קאמריים מושחלים לתוך הפוסט-הבעלים המשמשים לניתוח (איור 1F). התאם את הגובה ולסובב את ההודעות על ברגי הסט בצלחת העליונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם שני המחזיקים מצורפים, לרומם את המחזיקים בעידן הפוסט-המחזיקים עד החזה יכול להרחיב באופן חופשי על השראה. הערה: שניהם הקובץ המצורף האיתן של הבעלים וההתרחבות ללא משמעותית החזהtly להפחית ממצא תנועה בשל נשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הדמיה לפי הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר ההדמיה תושלם, הודעות נמוכות, לסובב את מחזיקי תא, להסיר את מדחום רקטלי, ועכבר מקום על משטח מחומם להתאושש. לא מחזיר את העכבר לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li></ol>

<ol>
	<li>Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+laser+scanning+fluorescence+microscopy.">Two-photon laser scanning fluorescence microscopy.</a> Science. 248 (4951), 73-76 (1990).</li><li>Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+imaging+to+a+depth+of+1000+&#956;m+in+living+brains+by+use+of+a+Ti:+Al+2+O+3+regenerative+amplifier.">Two-photon imaging to a depth of 1000 &#956;m in living brains by use of a Ti: Al 2 O 3 regenerative amplifier.</a> Optics Letters. 28 (12), 1022-1024 (2003).</li><li>Kobat, D., Durst, M. E., Nishimura, N., Wong, A. W., Schaffer, C. B., Xu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+tissue+multiphoton+microscopy+using+longer+wavelength+excitation.">Deep tissue multiphoton microscopy using longer wavelength excitation.</a> Optics Express. 17 (16), 13354-13364 (2009).</li><li>Horton, N. G., Kobat, D., Wang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo,+Deep+Tissue+Three-Photon+Imaging+at+the+1700-nm+Spectral+Window.">In Vivo, Deep Tissue Three-Photon Imaging at the 1700-nm Spectral Window.</a> Biomedical Optics. 7 (3), (2012).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Svoboda, K., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+two-photon+excitation+microscopy+and+its+applications+to+neuroscience.">Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience.</a> Neuron. 50 (6), 823-839 (2006).</li><li>Kerr, J. N. D., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nature Reviews Neuroscience. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Lichtman, J. W., DENK, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Big+and+the+Small:+Challenges+of+Imaging+the+Brain's+Circuits.">The Big and the Small: Challenges of Imaging the Brain's Circuits.</a> Science. 334 (6056), 618-623 (2011).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Large-Scale+Neural+Activity+with+Cellular+Resolution+in+Awake,+Mobile+Mice.">Imaging Large-Scale Neural Activity with Cellular Resolution in Awake, Mobile Mice.</a> Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).</li><li>Wienisch, M., Blauvelt, D. G., Sato, T. F., Murthy, V. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-Photon+Imaging+of+Neural+Activity+in+Awake,+Head-Restrained+Mice.+.">Two-Photon Imaging of Neural Activity in Awake, Head-Restrained Mice. .</a> Neuromethods. 67 (18), 45-60 (2011).</li><li>Greenberg, D. S., Houweling, A. R., Kerr, J. N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Population+imaging+of+ongoing+neuronal+activity+in+the+visual+cortex+of+awake+rats).">Population imaging of ongoing neuronal activity in the visual cortex of awake rats).</a> Nature Neuroscience. 11 (7), 749-751 (2008).</li><li>Thrane, A. S., Thrane, R. V., Zeppenfeld, D., Lou, N., Xu, Q., Nagelhus, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=General+anesthesia+selectively+disrupts+astrocyte+calcium+signaling+in+the+awake+mouse+cortex.">General anesthesia selectively disrupts astrocyte calcium signaling in the awake mouse cortex.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 109 (46), 18974-18979 (2012).</li><li>Dombeck, D. A., Graziano, M. S., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+Clustering+of+Neurons+in+Motor+Cortex+Determined+by+Cellular+Resolution+Imaging+in+Awake+Behaving+Mice.">Functional Clustering of Neurons in Motor Cortex Determined by Cellular Resolution Imaging in Awake Behaving Mice.</a> Journal Of Neuroscience. 29 (44), 13751-13760 (2009).</li><li>Connor, D. H., Peron, S. P., Huber, D., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+barrel+cortex+underlying+vibrissa-based+object+localization+in+mice.">Neural activity in barrel cortex underlying vibrissa-based object localization in mice.</a> Neuron. 67 (6), 1048-1061 (2010).</li><li>Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+axonal+degeneration+and+regeneration+in+the+injured+spinal+cord.">In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord.</a> Nature Medicine. 11 (5), 572-577 (2005).</li><li>Ylera, B., Ert&#252;rk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronically+CNS-Injured+Adult+Sensory+Neurons+Gain+Regenerative+Competence+upon+a+Lesion+of+Their+Peripheral+Axon.">Chronically CNS-Injured Adult Sensory Neurons Gain Regenerative Competence upon a Lesion of Their Peripheral Axon.</a> Current Biology. 19 (11), 930-936 (2009).</li><li>Dray, C., Rougon, G., Debarbieux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+by+in+vivo+imaging+of+the+dynamics+of+vascular+and+axonal+networks+in+injured+mouse+spinal+cord.">Quantitative analysis by in vivo imaging of the dynamics of vascular and axonal networks in injured mouse spinal cord.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (23), 9459 (2009).</li><li>Dibaj, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NO+mediates+microglial+response+to+acute+spinal+cord+injury+under+ATP+control+in+vivo.">NO mediates microglial response to acute spinal cord injury under ATP control in vivo.</a> Glia. 58 (9), 1133-1144 (2010).</li><li>Kim, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+laser+scanning+microscopy+imaging+of+intact+spinal+cord+and+cerebral+cortex+reveals+requirement+for+CXCR6+and+neuroinflammation+in+immune+cell+infiltration+of+cortical+injury+sites.">Two-photon laser scanning microscopy imaging of intact spinal cord and cerebral cortex reveals requirement for CXCR6 and neuroinflammation in immune cell infiltration of cortical injury sites.</a> Journal of Immunological Methods. 352 (1-2), 89-100 (2010).</li><li>Dibaj, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+imaging+reveals+distinct+inflammatory+activity+of+CNS+microglia+versus+PNS+macrophages+in+a+mouse+model+for+ALS.">In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS.</a> Plos One. 6 (3), 17910 (2011).</li><li>Davalos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibrinogen-induced+perivascular+microglial+clustering+is+required+for+the+development+of+axonal+damage+in+neuroinflammation.">Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation.</a> Nature Communications. 3, 1227 (2012).</li><li>Dibaj, P., Steffens, H., Zsch&#252;ntzsch, J., Kirchhoff, F., Schomburg, E. D., Neusch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+reveals+rapid+morphological+reactions+of+astrocytes+towards+focal+lesions+in+an+ALS+mouse+model.">In vivo imaging reveals rapid morphological reactions of astrocytes towards focal lesions in an ALS mouse model.</a> Neuroscience Letters. 497 (2), 148-151 (2011).</li><li>Bareyre, F. M., Garzorz, N., Lang, C., Misgeld, T., Buning, H., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+reveals+a+phase-specific+role+of+STAT3+during+central+and+peripheral+nervous+system+axon+regeneration.">In vivo imaging reveals a phase-specific role of STAT3 during central and peripheral nervous system axon regeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (15), 6282-6287 (2011).</li><li>Nikic, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reversible+form+of+axon+damage+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+and+multiple+sclerosis.">A reversible form of axon damage in experimental autoimmune encephalomyelitis and multiple sclerosis.</a> Nature Medicine. 17 (4), 495-499 (2011).</li><li>Misgeld, T., Nikic, I., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+single+axons+in+the+mouse+spinal+cord.">In vivo imaging of single axons in the mouse spinal cord.</a> Nature Protocols. 2 (2), 263-268 (2007).</li><li>Davalos, D., Akassoglou, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Imaging+of+the+Mouse+Spinal+Cord+Using+Two-photon+Microscopy.">In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy.</a> J. Vis. Exp. 59, 2760 (2012).</li><li>Farrar, M. J., Bernstein, I. M., Schlafer, D. H., Cleland, T. A., Fetcho, J. R., Schaffer, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+in+vivo+imaging+in+the+mouse+spinal+cord+using+an+implanted+chamber.">Chronic in vivo imaging in the mouse spinal cord using an implanted chamber.</a> Nature. Methods. 9 (3), 297-302 (2012).</li><li>Fenrich, K. K., Weber, P., Hocine, M., Zalc, M., Rougon, G., Debarbieux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+in+vivo+imaging+of+normal+and+pathological+mouse+spinal+cord+with+subcellular+resolution+using+implanted+glass+windows.">Long-term in vivo imaging of normal and pathological mouse spinal cord with subcellular resolution using implanted glass windows.</a> The Journal of Physiology. 590 (16), 3665-3675 (2012).</li><li>Figley, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Spinal+Cord+Window+Chamber+Model+for+In+Vivo+Longitudinal+Multimodal+Optical+and+Acoustic+Imaging+in+a+Murine+Model.">A Spinal Cord Window Chamber Model for In Vivo Longitudinal Multimodal Optical and Acoustic Imaging in a Murine Model.</a> Plos One. 8 (3), 58081 (2013).</li><li>Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanting+Glass+Spinal+Cord+Windows+in+Adult+Mice+with+Experimental+Autoimmune+Encephalomyelitis.">Implanting Glass Spinal Cord Windows in Adult Mice with Experimental Autoimmune Encephalomyelitis.</a> Journal of Visualized Experiments. 82, 50826 (2013).</li><li>Romanelli, E., Sorbara, C. D., cacute, I. N., Dagkalis, A., Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular,+subcellular+and+functional+in+vivo+labeling+of+the+spinal+cord+using+vital+dyes.">Cellular, subcellular and functional in vivo labeling of the spinal cord using vital dyes.</a> Nature Protocols. 8 (3), 481-490 (2013).</li></ol>

The authors having nothing to disclose, and no competing financial interests.

הטכניקה הפגינה כאן מאפשרת חוזר ונשנה, זמן לשגות, ההדמיה in vivo של SC עכבר גב לשבועות רבים לפרסם אופרטיבי ללא צורך בניתוחים שלאחר מכן. הליך זה מהווה שיפור משמעותי על פני בדיקות הדמיה חוזרת-ניתוח או על פני גישות היסטולוגית portmortem, שבו מידע על דינמיקה סלולרית הולכות לאיבוד. יש לנו בעבר 30 הפגין את הערך של טכניקה זו ללימוד פתולוגיה SCI in vivo. מידת האורך המרבית של הדמיה נקבעה על ידי הצמיחה של רקמה צפופה, סיבית על פני השטח הגב של SC. לאורך זמן, צמיחה זו הביאה לאובדן של ניגוד תמונה ורזולוציה. גידול זה יש גם בהכנות כירורגית חלופיות 31 ראה. במקרי נקודות, יש לנו ציינו כי צמיחה זו ניתן למזער על ידי שטיפה בזהירות את פני השטח SC הגב כדי להסיר מוצרי דם, איטום פני השטח שלהעצם לחתוך עם cyanoacrylate, איטום קצוות של החדר היטב עם אלסטומר סיליקון, ולמזער את מרחב ביניים בין SC הגב ומכסה הזכוכית. לאחרונה, גישה אחרת דומה לשלנו באמצעות תא פוליקרבונט הודגמה 32. השימוש בפוליקרבונט הוא יתרון שכן הוא תואם עם X-ray ושיטות הדמיה אקוסטית, שזה לא המקרה עבור חלקי הנירוסטה שלנו. עם זאת, עם הטכנולוגיה בכל מקום עכשיו של מדפסות 3D, יכולים להיות מפוברקים ממגוון רחב של חומרי חלקי תא שיתאימו לצרכימים ספציפיים. לאחרונה יש לנו מודפסים כל החלקים שלנו בphotopolymer ברור. חסרון מרכזי אחד תא סגור הוא חוסר היכולת לנהל מינונים חוזרים ונשנים של תרופות או צבעים אקסוגניים מתאימים להדמית SC 34. עם זאת, על ידי ניצול היציבות המכנית של המערכת הנוכחית שלנו, יש לנו כבר בשימוש התא הנוכחי שלנו למוצלחly לעגן קטטר intrathecal מחובר ליציאת הזרקה תת-עורית המושתלת, אשר אפשר למשלוח סמים בנקודות זמן מרובים אפילו במערכת סגורה קאמרית (עבודה שלא פורסם). יתר על כן, בשל האופי המודולרי של הצלחת העליונה, גרסאות עתידיות של הכנה זו תכלול תא ניתן לאטימה חוזרת כדי לאפשר ליישום חוזר ונשנה של שני סוכנים טיפוליים ותוויות ניאון. אפשר גם לדמיין צלחות עליונה עם mounts להקלטת אלקטרודות, מוסיף אופטי, ויציאות למשלוח סמים. תוספות כזה עלול להיות מאתגרות יותר ליישום באמצעות מערכת מינימליסטי יותר של Fenrich et al. 31. לסיכום, החדר שלנו מספק פלטפורמת שער שעליו ניתן לבסס ניסויים מגוונים.

זמן לשגות במיקרוסקופיה vivo באורגניזמים שלמים מאפשר ההדמיה הישירה של תהליכים מורכבים ביולוגיים שאינם זמינות לניתוח נקודה אחת בזמן מסורתי, כגון אימונוהיסטוכימיה. באופן ספציפי, מיקרוסקופיה רב הפוטון (MPM) 1 מאפשרת הדמיה בפיזור רקמות, כגון הניאוקורטקס המכרסמים, שבו הדמיה של עד 2,3 ועודף של 4 1 מ&quot;מ הושגה. בשילוב עם הכנות כירורגית 5-7 שבהליך יחיד מאפשר גישה אופטית למוח לשבועות עד חודשים, גישות מיקרוסקופי אלה היו בשימוש ללמוד תהליכים דינמיים במוח במצבים בריאים וחולים 8-11. בנוסף, פרוטוקולים פותחו 12,13 המספקים הדמיה in vivo בבעלי חיים ער (כלומר, שאינם מורדמים), המאפשרים להדמיה תפקודית ברזולוציה סלולרית בעת מבחני התנהגות. פרוטוקולים אלה היו בשימוש לcomparisתוספות של פעילות עצבית מתואמת 14, סידן astrocyte איתות 15 בבעלי חיים מורדמים וערים, זיהוי של אשכולות עצביים משימה ספציפית 16, ואת יכולתם של תאי עצב להפלות מיקום אובייקט על גירוי זיף 17. לאור הפוטנציאל של גישה זו על מנת להבהיר את המנגנונים בריאים ופתולוגיים, זמן לשגות בתחום ההדמיה vivo היה מוחל על חוט השדרה העכבר (SC), המאפשר לזיהוי ניוון axonal החריף (AAD) כמנגנון מחלה 18. מחקרים מאוחרים יותר חקרו את ההשפעות של נגעים היקפיים בגרעיני שורש הגבי (DRG) התחדשות האקסון 19, תפקידם של כלי דם בהתחדשות האקסון 20, chemotaxis גליה בתגובה לפציעה 21, הגירת T-cell בEncephalomyelitis אוטואימוניות הניסיוני (EAE) 22, פעילות 23,24 של מיקרוגליה והאסטרוציטים 25 בתגובה לamyotrophטרשת ic לרוחב (ALS), את התפקיד של STAT-3 בהנבטת axonal לאחר פציעת SC (SCI) 26, ומנגנון של אובדן האקסון והתאוששות ב -27 EAE. למרות ההצלחה של גישות אלה, כל המחקרים הללו היו מוגבלים לאו פגישת הדמיה יחידה, וכך להגביל את הלימודים לדינמיקה לטווח קצר, או אחר הנדרשים חזרו פתחים כירורגית של בעלי החיים בכל נקודת זמן הדמיה, המגבילים את מספר נקודות זמן נגיש ואגדיל את הסבירות של חפצים ניסיוניים בלבול. פרוטוקולים לניתוחים אלה כבר פורסמו בעבר 28,29. לאחרונה, פרסמנו טכניקה 30 להשתלה של תאים בעמוד השדרה כרוניים שאפשרו הדמיה MPM הזמן לשגות בSC העכבר מעל שבועות מרובים ללא הצורך בניתוחים חוזרים. בקצרה, הכנת כירורגים זה כלול ביצוע laminectomy בעמוד השדרה החזי הנמוכה וההשתלה של תא ארבעה חלקים. החדר כלולשלושה חלקי פלדת אל-חלד מותאם אישית במכונה שהדקו את החוליות המקיפות את laminectomy, וcoverslip זכוכית מונח על SC ומאובטח עם אלסטומר סיליקון. טכניקה זו אפשרה להדמיה שגרתית ליותר מ 5 שבועות לאחר הניתוח במדינות בריאים ונפצעו ללא צורך בניתוחים חוזרים. מספר נקודות זמן הדמיה היה מוגבל רק על ידי התדר שבו בעלי החיים יכולים לסבול אינדוקציה הרדמה. חיים הדמיה היה מוגבל על ידי הצמיחה של רקמה צפופה, סיבית על פני השטח של SC. בנוסף, אנו מאמתים שהשתל הניתוחי אין השפעה לטווח ארוך על תפקוד מוטורי. מאז פרסומו הראשוני שלנו, גישות חלופיות גם מאפשרות הדמיה לטווח ארוך בSC תוארו במקום אחר 31-33. פרוטוקול זה מדגים ההליך שלנו להשתלת תא השדרה שפיתחנו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="600">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:68px;">Company</td>
			<td style="width:115px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:201px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Vannas scissors</td>
			<td style="width:68px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:115px;">15000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">forceps, scissors, scalpel, etc.</td>
			<td style="width:68px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:115px;">multiple&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">retractor kit -magnetic fixator</td>
			<td style="width:68px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:115px;">18200-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">retractor kit -retractor</td>
			<td style="width:68px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:115px;">18200-09</td>
			<td>other retractors may also be used</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">retractor kit -elastomer</td>
			<td style="width:68px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:115px;">18200-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">feedback controlled heating blanket</td>
			<td style="width:68px;">CWE Inc.</td>
			<td style="width:115px;">Model: TC-1000 Mouse&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Part No. 08-13000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">stereotax</td>
			<td style="width:68px;">N/A</td>
			<td style="width:115px;">see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">spinal chamber</td>
			<td style="width:68px;">N/A</td>
			<td style="width:115px;">see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">spinal chamber holders</td>
			<td style="width:68px;">N/A</td>
			<td style="width:115px;">see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cyanoacrylate glue</td>
			<td style="width:68px;">Loctite</td>
			<td style="width:115px;">Loctite 495</td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Teets Cold Cure Coral Powder (dental acrylic powder)</td>
			<td style="width:68px;">Teets</td>
			<td style="width:115px;">Mfg. Part: 8101</td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Teets Cold Cure Liquid (dental acrylic liquid)</td>
			<td style="width:68px;">Teets</td>
			<td style="width:115px;">Mfg. Part: 8501</td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Glycopyrrolate</td>
			<td style="width:68px;">MWI Veterinary Supply</td>
			<td style="width:115px;">MWI SKU: 29706 (Baxter 1001901602)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">D-(+)-Glucose</td>
			<td style="width:68px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">G5767</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Bupivacaine</td>
			<td style="width:68px;">MWI Veterinary Supply</td>
			<td style="width:115px;">MWI SKU: 029841 (Hospira 116301)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Ketoprofen</td>
			<td style="width:68px;">MWI Veterinary Supply</td>
			<td style="width:115px;">MWI SKU: 002800 (Pfizer 2193)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Dexamethasone</td>
			<td style="width:68px;">MWI Veterinary Supply</td>
			<td style="width:115px;">MWI SKU: 501012 (VetOne 1DEX032)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">KwikSil Elastomer</td>
			<td style="width:68px;">World Precision Inc.</td>
			<td style="width:115px;">KWIK-SIL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">KwikSil Mixing Tips</td>
			<td style="width:68px;">World Precision Inc.</td>
			<td style="width:115px;">KWIKMIX</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

על ידי ביצוע ההליך הנ&quot;ל, כל שלב בניתוח צריך לחקות את התוצאות עבור כל שלב בניתוח שתואר באיור 2. יש לנקוט זהירות מיוחדת בעת החלת אלסטומר סיליקון לחסל בועות אוויר מתחת לזכוכית או לפחות להבטיח שהם ממוקם בפריפריה של האזור של עניין (איור 2L). למנתח מנוסה, סיבוכים ניתוחיים, הדורשות הרדמה או במהלך ניתוח או תוך 24 שעות לאחר הניתוח הראשון מתרחשים בכ- 20% מפעילות. סיבוכים אלה בתדירות הגבוהה ביותר נובעים מדימום מוגזם ברקמות רכות או כישלון לצרף מאובטח הקאמרית לעמוד השדרה. בתאים מושתלים בהצלחה, בדרך כלל נשאר החלון שקוף אופטי למספר שבועות (איור 3). למרות מיטב מאמצים, גידול אטום, סיבי, גידולים לעתים קרובות יוצר בתוך כמה ימים, וכתוצאה מכך obscuri החלקיng של החלון (איור 3 ג - F, קו מקווקו שחור). מבני ניאון קשים לראות באמצעות מיקרוסקופ 2PEF מתחת רקמה סיבית זה. אנו מוצאים הפצת bimodal של תוצאות, עם כ -50% מחלונות מושתלים בהצלחה נותרו ברורים ליותר מ 5 שבועות לאחר הניתוח, וכ -50% הופכים לטשטש בתוך 1-3 שבועות. לחלונות שנותרו רוב המקומות ברורים, תוך ניסיון חלון הצפייה תואר צנוע בלבד של neovascularization באו מעל הדורה (איור 3D - F, כוכביות ירוקות), שאינו מפריעה הדמיה 2PEF. המחקר קודם שלנו 30 הראה עלייה במיקרוגליה, אך לא בצפיפות astrocyte מתחת לחלון וחוליות סמוכות, המצביע על דלקת קלה דומה לזו שנצפתה בהכנות חלון גולגולתי 5. בעכברים מהונדסים מבטא חלבון פלואורסצנטי צהוב (YFP) בתת-קבוצה של Gangl השורש הגביIA (DRG) נוירונים (קו YFPH; מעבדות ג&#39;קסון), אקסונים היו בבירור להבחין במשך שבועות לאחר ניתוח (איור 4 א &#39;וב&#39;) וכל עוד ארבעה חודשים בחיה אחת (מידע לא מוצג). כלי דם (איור 4 א &#39;וב&#39;) נעשו גלויים על ידי ניאון הזרקת orbitally רטרו טקסס האדום שכותרת dextran לפלזמת הדם. Microglia גם היו דמיין בעכברים להביע GFP בעכבר לדפוק בCX3CR1 (CX3CR1-GFP; ג&#39;קסון Labs) חצה את קו YFPH (איור 4C). לעומת זאת, ורזולוציה התדרדרו בצניעות לאורך הזמן (איור 4C) עקב היווצרות של יתר סיבי שתואר קודם לכן 30. אנחנו באופן שגרתי הדמיה במשך 3 שעות בפגישה אחת ללא תמותה ולעתים קרובות כמו כל 12 שעות. משך הפעלה ותדר מוגבל על ידי הסובלנות של בעלי החיים לזירוז הרדמה, בד בבד עם השיקולים האתיים המלווים כאב ומצוקה לחיות מעבדה. &lt;<html> p class = &quot;jove_content&quot; fo: לשמור-together.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig1highres.jpg" /> Figure1. חדרי ניתוח מותאם אישית מאפשרים קאמרי אספקה ​​במהלך השתלה ומייצב את התא במהלך פגישות הדמיה הבאות. שני תופעות ברים וצלחת עליונה (A) הם התאספו (B) באמצעות ברגים קטנים לתוך תא השדרה (C). שולחן כירורגית עם הודעות להארכה (D) מאפשר המשלוח והידוק של הצד-הברים בחוליות באמצעות סיכות החזקה (E). פגישות הדמיה לאחר במקום להשתמש בהודעות שנכתבה על הליכי פנימיים לצרף לתא באמצעות ברגי סט על כנפי השתל (F). ב לוח של נתון זה שונה מפראר et al., שיטות טבע, 2012 30 באישור קבוצת הוצאה לאור טבע.96 52196fig1large.jpg &quot;target =&quot; / _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig2highres.jpg" /> איור 2. laminectomy גב מבוצע וחדר הדמיה כרוני מושתל כדי לספק גישה אופטית לחוט השדרה. ההליך מתואר במונטאז &#39;. ראשון, (פנלים, B; סעיפי פרוטוקול 3.1-3.4) עור ושרירים (C; 3.5) הם חזרו בי לחשוף שלוש חוליות הבסיסיות. הרקמה שמעל שלוש חוליות אלה הוסרה (D, E, F; 3.6-3.10) והתהליכים לרוחב מגורדים נקיות לפני שהם הידקו בשני הצדדים (G, H; 3.12). זהירות, lamina הגב של החוליה המרכזית הוא שהוסר ואת הקצוות של העצם אטום (אני </strong&gt;; 4. 6). צלחת עליונה מוחלת (J; 5.1) וברגים מהודקים למקומו (K; 5.3) כדי לאבטח את החדר לפני איטום החדר עם אלסטומר סיליקון ומכסה זכוכית (L; 5.5). לאחר סיכות המשלוח יוסרו (M; 5.8), העור דבוק לצדדים של החדר (M, N; 5.8) וברגי הסט מוכנסים לתוך הכנפיים (O; 5.9). לבסוף, חריצי הבורג חתומים עם אקריליק שיניים (P; 5.10). והעכבר ממוקם בכלוב נקי להתאושש <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52196/52196fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig3highres.jpg" /> איור 3. תא השדרה כרוני נותר ov השקוף אופטי<html> אה שבועות מספר. תמונות אור לבנה של חוט השדרה, שנעו בין כמה דקות (A) לשלושה שבועות לאחר הניתוח (F). ציוני הדרך בכלי דם לזיהוי בכל נקודות הזמן (חיצים צהובים). שינוי קטן נראה ביום אחד לאחר ניתוח (B). יתר צפוף סיבי (C - F, מתוחם בקו מקווקו על ימין למטה) קיים כבר בשלושה ימים ותוצאות בערפול חלקי של אזור ההדמיה. neovascularization קל (D, E, F, כוכביות ירוקות) הוא גם הווה, אך אינו מסתיר את כלי הדם המקוריים באור לבן או ההדמיה 2PEF. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52196/52196fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig4highres.jpg" />class = &quot;jove_content&quot;&gt; איור 4. תא השדרה כרוני מאפשר הדמיה רב-פוטון חוזר ונשנה ללא הצורך בניתוחים חוזרים. הדמיה חוזרת ונשנית של עכברים הטרנסגניים לבטא YFP בתת-קבוצה של אקסונים DRG (ירוק) בfuniculi הגב של עמוד השדרה כבל וכלי דם (אדום) שכותרתו על ידי הזרקה תוך-צבע (A, B). הפעילות של מיקרוגליה (סגול) יכולה גם להיות במעקב לאורך הזמן בThy1-YFP / CX3CR1-GFP עכברים הטרנסגניים כפולים (C). בעוד אקסונים ומיקרוגליה יישארו גלויים, ניגודיות ורזולוציה ירידה בצניעות לאורך זמן (C). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52196/52196fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord at JoVE.com

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

בסרטון הזה, אנו מתארים הליך להשתלת חדר הדמיה אופטי כרוני על חוט השדרה הגבי של עכבר חי. קאמרי, ההליך כירורגי, וההדמיה כרונית נבדקים והפגינו.

נוהל השתלה קאמרי בעמוד השדרה לאורך<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של כבל עכבר השדרה

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

a-procedure-for-implanting-spinal-chamber-for-longitudinal-vivo

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

13.9K Views.  Cornell University.  בסרטון הזה, אנו מתארים הליך להשתלת חדר הדמיה אופטי כרוני על חוט השדרה הגבי של עכבר חי. קאמרי, ההליך כירורגי, וההדמיה כרונית נבדקים והפגינו. 

Video: A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

בתחום ההדמיה vivo של חוט השדרה בעזרת עכבר דו פוטון מיקרוסקופית

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

הזרקת Stereotaxic של וקטור ויראלי למניפולציה גנטית מותנית בחוט השדרה המאוס

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a diagnostic and prognostic tool in cases of disease or injury. Diffusion weighted imaging (DWI), is sensitive to the thermal motion of water molecules and allows for inferences of tissue microstructure. This report describes a protocol to acquire and analyze DWI of the rat cervical spinal cord on a small-bore animal system. It demonstrates an imaging setup for the live anesthetized animal and recommends a DWI acquisition protocol for high-quality imaging, which includes stabilization of the cord and control of respiratory motion. Measurements with diffusion weighting along different directions and magnitudes (b-values) are used. Finally, several mathematical models of the resulting signal are used to derive maps of the diffusion processes within the spinal cord tissue that provide insight into the normal cord and can be used to monitor injury or disease processes noninvasively.

The goal of this protocol is to obtain high-quality diffusion weighted magnetic resonance imaging (DWI) of the rat spinal cord for noninvasive characterization of tissue microstructure. This protocol describes optimizations of the MRI sequence, radiofrequency coil, and analysis methods to enable DWI images free from artifacts.

ההדמיה דיפוזיה בחוט השדרה עכברוש צוואר הרחם

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

הדמיה שני פוטונים של Dynamics הסלולרי בחוט השדרה העכבר

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal cord of the majority of these fiber systems have not been thoroughly investigated in any species. Serotonergic fibers, which project to the spinal cord, have been studied in rats and opossums on histological sections and their functional significance has been deduced based on their fiber termination pattern in the spinal cord. With the development of CLARITY and CUBIC techniques, it is possible to investigate this fiber system and its distribution in the spinal cord, which is likely to reveal previously unknown features of serotonergic supraspinal pathways. Here, we provide a detailed protocol for imaging the serotonergic fibers in the mouse spinal cord using the combined CLARITY and CUBIC techniques. The method involves perfusion of a mouse with a hydrogel solution and clarification of the tissue with a combination of clearing reagents. Spinal cord tissue was cleared in just under two weeks, and the subsequent immunofluorescent staining against serotonin was completed in less than ten days. With a multi-photon fluorescent microscope, the tissue was scanned and a 3D image was reconstructed using Osirix software.

Supraspinal projections are important for pain perception and other behaviors, and serotonergic fibers are one of these fiber systems. The present study focused on the application of the combined CLARITY/CUBIC protocol to the mouse spinal cord in order to investigate the termination of these serotonergic fibers.

הדמית סיבי serotonergic בחוט שדרת עכבר שימוש CLARITY / טכניקה מעוקבת

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

הדמיה פעילות עצבית בתוך קליפת המגע הראשי באמצעות Thy1-העכברים הטרנסגניים GCaMP6s

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues throughout the acute injury phase. In fact, endothelial cells appear to be the first to die after a contusive SCI. The early vascular events, including increased permeability of the blood-spinal cord barrier (BSCB), induce vasogenic edema and contribute to detrimental secondary injury events caused by complex injury mechanisms. Targeting the vascular disruption, therefore, could be a key strategy to reduce secondary injury cascades that contribute to histological and functional impairments after SCI. Previous studies were mostly performed on postmortem samples and were unable to capture the dynamic changes of the vascular network. In this study, we have developed an in vivo duo-color two-photon imaging method to monitor acute vascular dynamic changes following contusive SCI. This approach allows detecting blood flow, vessel diameter, and other vascular pathologies at various sites of the same rat pre- and post-injury. Overall, this method provides an excellent venue for investigating vascular dynamics.

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

We introduce an in vivo imaging method using two different fluorescent dyes to track dynamic spinal vascular changes following a contusive spinal cord injury in adult Sprague-Dawley rats.

Vivo דואו-צבע שיטת הדמיה Dynamics כלי הדם בעקבות פגיעה בחוט השדרה Contusive

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Preparation of Rhythmically-active In Vitro Neonatal Rodent Brainstem-spinal Cord and Thin Slice

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a signal driving the rhythmic contraction of inspiratory muscles. Rhythmic neural activity generated in the pBC and carried to other neuronal pools to drive the musculature of breathing may be studied using various approaches, including en bloc nerve recordings and transverse slice recordings. However, previously published methods have not extensively described the brainstem-spinal cord dissection process in a transparent and reproducible manner for future studies. Here, we present a comprehensive overview of a method used to reproducibly cut rhythmically-active brainstem slices containing the necessary and sufficient neuronal circuitry for generating and transmitting inspiratory drive. This work builds upon previous brainstem-spinal cord electrophysiology protocols to enhance the likelihood of reliably obtaining viable and rhythmically-active slices for recording neuronal output from the pBC, hypoglossal premotor neurons (XII pMN), and hypoglossal motor neurons (XII MN). The work presented expands upon previous published methods by providing detailed, step-by-step illustrations of the dissection, from whole rat pup, to in vitro slice containing the XII rootlets.

This protocol both visually communicates the brainstem-spinal cord preparation and clarifies the preparation of brainstem transverse slices in a comprehensive step-by-step manner. It was designed to increase reproducibility and enhance the likelihood of obtaining viable, long lasting, rhythmically-active slices for recording neural output from the respiratory regions of the brainstem.

הכנת בקצב אחיד-פעיל חוץ גופית Neonatal מכרסמים גזע המוח-השדרה, פרוסה דק

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

משלוח פנים-עורקי של תאי גזע עצביים למוח עכברוש ועכבר: יישום איסכמיה מוחין

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...