עבודה זו נתמכה על ידי מענקים של דויטשה Forschungsgemeinschaft דרך מרכז שיתופי מחקר 889 &quot;המנגנונים התאיים של בעיבוד החושי&quot; ל- ST (פרויקט C04). אנו מודים סינא פלומר, לאונור Burchardt, דירק Prüsse, קלאוס Heisig ואת ראלף Brockhausen לתמיכה טכנית חיה הקשורות ומשתפי הפעולה שלנו ביחידה תאי גזע של מרכז הפרימאטים הגרמני, ד&quot;ר קתרינה Debowski ואנה Magerhans עבור סיוע טכני תהליך סינון.

טיפול בבעלי חיים וכל הפרוצדורות בוצעו בהתאם לחוקים הגרמנים טיפול בבעלי חיים מסדיר ואושרו על ידי ממשלת המחוז של בראונשווייג, סקסוניה תחתונה, גרמניה. הערה: ככל שהניסוי מבוצע in vivo, חשוב לשמור על הסטנדרטים היגיינה הגבוהים ביותר האפשריים. במידת האפשר, לעבוד בתנאים סטריליים. 1. הכנת מערכת ההזרקה / הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את הצינור המחבר בין micropipette עם המזרק. השתמש אורך הקצר של צינור אפשרי הניסוי הגדרת בין משאבת הזרקה ומערכת הקלטה אלקטרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את צינורות המדריך של שיטת הרישום באמצעות חוטי ניקוי. טובלים אותם בשמן סיליקון סטרילי ולהאכיל אותם דרך צינורות מדריך הפרט מספר פעמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את micropipette זכוכית קוורץ לתוך צינור מדריך אחד מערכת ההקלטה. ראה איור 1 א. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר תיקון micropipette במערכת ההקלטה, לצרף את צינור סטרילי לפין המתכת של micropipette. שמור על עצמך; למרות micropipette הוא קבוע במערכת זה יכול לשבור בקלות בעת צירוף הצינור. השתמש בשתי פינצטה סטרילית להפעיל לחץ שווה על פיני צינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתמש בדבק סופר נוזלי לאטום את הצומת בין צינור micropipette. חכו לפחות שעה 3 עבור דבק להקשיח לפני מילוי micropipette עם נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס microelectrodes (למשל, טונגסטן פלטינה מבודדת קוורץ זכוכית) לעמדות האחרות של מערכת ההקלטה לפני או לאחר כניסת micropipette. </li></ol> 2. הכנה והאלכוהול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר צינורות 1.5 מיליליטר microcentrifuge לאחסון מאוחר יותר של פתרונות הזרקה באמצעות חיטוי או הליך אמין אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את hydrochloride סקופולמין חומר המקביל להכין 5 מ&quot;ל של פתרון 0.1 טוחנת. ממיסים ב תמיסת מלח סטרילית (0.9% NaCl). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת i בתנאים סטרילייםנה עשן מכסה מנוע, לסנן את הפתרון באמצעות מזרק מסנן עם קוטר נקבובי גדול מספיק, למשל, 0.2 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מתחת למכסה המנוע קטר, aliquot הפתרון לתוך כרכים מספיק עבור ניסוי בודד, למשל, עבור סקופולמין, 500 μl בצינור 1.5 מ&quot;ל microcentrifuge סטרילית. השתמש צינורות כהים כדי להגן על החומר מפני אור; לחילופין, לעטוף צינורות בנייר אלומיניום. לקבלת סקופולמין, לאחסן הפתרון עד 14 ימים על 4 מעלות צלזיוס. </li></ol> 3. הכנת יומי של מערכת ההזרקה / הקלטה הערה: כאשר מותקנים במערכת ההקלטה, אלקטרודות micropipette מאוחסנים פתרון אנזים (Tergazyme, 1 פתרון% עם מים ללא יונים) בין הקלטות. השלבים הבאים חייבים להתבצע לפני כל הקלטה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף צינור של החומר להיות מוזרק. אפשר לו להגיע RT אם בקירור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבטל את מערכת הזרקה / הקלטה מפתרון האנזים ולשטוף אלקטרודותו micropipette עם מים ללא יונים לנקות לחלוטין של פתרון האנזים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המכסה הקדמי של מערכת הקלטה כדי לבדוק חזותית את החותם בין micropipette צינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל שמן סיליקון סטרילי לפער צינור מדריך (ראה איור 1 א) וטיפים של אלקטרודות micropipette כדי לשמן את המערכת עבור תנועה חלקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק טיפים של אלקטרודות micropipette באמצעות מיקרוסקופ כדי לוודא שהם שלמים. יישר את האלקטרודות ואת micropipette מתחת למיקרוסקופ, כך שהם להאריך מתוך צינורות מדריך עם אותו אורך. כונן אותם לתוך צינורות המדריך, מפסיק ברגע שהם כבר לא נראים לעין. זה מוגדר עמדת אלקטרודה אפס. הגדר את עומק אלקטרודות micropipette ל -0 התוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממלאי מזרק סטרילי עם מי מלח סטרילית להכניס את המחט לתוך הצינור, נזהר שלא לחדור את החומה של הצינור. להסיע את micropipette מתוך צינור מדריך Visuשליטה אל זרימת החומר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סומק לפחות 2 מ&quot;ל תמיסת מלח סטרילית דרך הצינור micropipette על מנת להבטיח שום האוויר נשאר בתוך המזרק או בצינור. אין להפעיל לחץ רב מדי על הבוכנה של המזרק. ודא את הצומת בין הצינור micropipette הוא חתום. אם הדליפה גלויה, מחדש להדביק את הצומת (ראה שלב 1.5) ולדחות הקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממלאי מזרק סטרילי חדש עם הפתרון להיות מוזרק ולהחליף אותו עם החבית של המזרק המלוח, כלומר, לשמור את המחט של המזרק מלא המלוח בצינור. יש לוודא שאין אוויר מועבר למערכת. זו מושגת הטובה ביותר על ידי מילוי רכזת המחט עם מי מלח לאחר הסרת החבית המלאה המלוחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרוקן את המערכת עם 250 μl של הפתרון להיות מוזרק, על מנת להסיר את מלוחים לחלוטין מהצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתוכנת שליטה מוטורית, לחזור אלקטרודות micropipette לתוך guidetubesto לעומק של לפחות -500 מיקרומטר. </li><li&gt; מנמיכה את טבעת צינור מדריך (איור 1 א) לחלק התחתון של צינורות המדריך כדי לשמור על המיקום היחסי שלהם קבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הבסיס של המערכת עם אתנול, ובמיוחד כאשר זה ייגע לתא ההקלטה של ​​הקוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את מערכת ההקלטה על ידי החלפת המכסה הקדמי הידוק הברגים. </li></ol> 4. אימות של מערכת ההזרקה הערה: למרות שהחברה מכיילת את המערכת, מומלץ לאמת את הכרכים נפלטו עם החומרים המשמשים ניסוי ההגדרה (צינורות, מזרקים וכו &#39;). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את המערכת כמתואר בשלב 3, שמירה אלקטרודות micropipette המורחבת מתוך צינורות מדריך. בעומק של לפחות 7,000 מיקרומטר מומלץ כדי למנוע אובדן של נפח המדידה עקב הידבקות לאורך המשטח החיצוני של micropipette ואלקטרודות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מערכת ההקלטה במצב זה ישמש במהלך הניסוי וקבע syringe למשאבת microinjection. תקן את המזרק במקום באמצעות גומייה אחיזה מתכווננת (ראה איור 1 א). חלק את החלק הנע של המשאבה עד שהוא במקומו מאחורי הבוכנה של המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות יחידת המנוע שבשליטת תוכנה, להוציא נפח גדול מספיק כדי למדוד בדייקנות, למשל., 1000 NL. עדיף להשתמש שלב אחד בלבד כדי להוציא את הנפח הכולל על מנת למנוע תופעות של פעולה נימי לאורך משטח micropipette. מהירויות נמוכות מאוד (1 NL / s) יכולות גם להוביל את האפקט הזה במהלך הליך האימות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף את הנפח הכולל במיכל תחת micropipette, או בזהירות לאסוף את הירידה נפלט ישירות קצה micropipette. לאמוד את היקף נפלט בעזרת פיפטה ובין בהתחשב עם סולם דיוק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על התהליך מספר פעמים כדי לאשר מדידות. </li></ol> 5. הקלטות חריפות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את מיקום XYשל מערכת ההקלטה. זה מגדיר את הנקודה שבה צינורות מדריך להגיע דורה מאטר בתוך חדר הקלטה מושתל כרוני. ודא צינורות המדריך הם חזרו בו לחלוטין (מיקום z צינור מדריך 0). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תביאו את מערכת ההקלטה למצב ולמקם את המזרק משאבת microinjection. תקן את המזרק במקום באמצעות גומייה אחיזה מתכווננת (ראה איור 1 א). חלק את החלק הנע של המשאבה עד שהוא במקומו מאחורי הבוכנה של המזרק. אם ירידה של חומר גלוי בקצה של צינורות מדריך, בזהירות להסיר אותם באמצעות מקלון צמר גפן סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את החיה להקלטת בהתאם לנוהל של המעבדה (ראה 18 להנחיות למשל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאובטח לעלות את מערכת ההקלטה על חדר ההקלטה של ​​הקוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט באופן ידני להוריד את צינורות מדריך החדרת ההקלטה עד להשגת הדורה, ואז לנסוע האלקטרודות באמצעות שיתוף המנועתוכנת ntrol. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו כן, הוא לא ניתן למדוד עכבה של micropipette, כונן הראשון עם אלקטרודות ולבדוק העכבות שלהם באופן קבוע בעומקים שונים. לאחר חדירת הדורה מבוצעת בהצלחה מבלי לפגוע אלקטרודות, לקדם את micropipette. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיע את האלקטרודות ואת micropipette לעומק אלקטרודה היעד שבו השטח של עניין המוח צפוי להימצא. לאט לקדם את האלקטרודה עד שהוא מספיק קרוב כדי להקליט את הפעילות של יחידה אחת, כפי שמעיד יחס אות לרעש טוב את האות המוקלט. חשוב לציין, למקם את האלקטרודה ההקלטה ואת micropipette באותו עומק על מנת להבטיח את המרחק המינימלי בין האלקטרודה micropipette. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת האפשר, לשמור על אלקטרודות micropipette בעומק זה עבור הקלטת כולה. עם זאת, אם הדרך היחידה לשמור על איכות אות של התא רשם היא להעביר את האלקטרודות, ואז לנסוע את האלקטרודות ואת micropipetteבעת ובעונה אחת כדי לשמור על המרחק ביניהם. </li></ol></li></ol> 6. שימו לב מרחבית משימות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסדרה של ניסויים, הוצגו שני דפוסי נקודה נעו על המסך, אחד ממוקם בתוך השדה הפתוח של הנוירון הקליט מבחוץ השניים של זה, יחד עם נקודת קיבעון הציגה מאתר מרכזי, החיה צריכה foveate לאורך כל ניסוי 19, 20. הערה: הקוף הוא אימן להגיב שינוי כיוון בדפוס נקודות הרמז (במקרה היעד) תוך התעלמות כל שינוי כיוון בדפוס הנקודות האחר, והוא מתוגמל טיפת הנוזל על כל השלמה מוצלחת של ניסוי 19, 20. כתנאי שליטה חושיים, הקוף יש לדווח על שינוי בהיקות של נקודת הקיבעון תוך התעלמות הוא דפוסי הנקודה נעו (ראה איור 2 עבור תיאור מפורט יותר של המשימה). </li></ol> 7. מניפולציה תרופתית בזמן הקלטה <p&gt; הערה: בעוד קוף ביצוע המשימה, להזריק את החומר באופן גוש-חכם. שלושה בלוקים רצופים מוגדרים: שליטה, אשר משמש כבסיס; זריקה, שבמהלכו חומר נפלט; התאוששות, שבמהלכו התאים ממוקדים ידי חזרת הזרקת לקו הבסיס. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך לחסום זריקה, להזריק כמות מוגדרת מראש של החומר במרווחי זמן קבועים למשל., 2 nl מכל רגע בשיעור של 2 s / NL. בדוגמה זו, השתמש hydrochloride סקופולמין. תהליך ההזרקה נשלט באמצעות תוכנה הספק אפשרויות שונות. לדוגמא, השתמש בפונקצית הצעד להגדיר עוצמת זריקה, ולחץ על כפתור זריקה מכל רגע על פי השעון של תוכנת הצריבה. הערה: משך הזמן המדויק של גוש הזריקה היא חומר ולהתנסות תלויים, למשל, לשימוש סקופולמין 2 זריקות NL כל דקה במשך 10 דקות (20 nl בסך הכל).. עדיף שלא לקדם את האלקטרודות ואת דורי micropipetteng לחסום זריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הערה הזמן והמשפט שבמהלכו החומר מוזרק, עומק אלקטרודות micropipette, כמו גם את כמות החומר נפלט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את הבלוק הזרקה עם בלוק התאוששות, שבו אין חומר מוזרק. משך בלוק ההתאוששות הוא חומר ספציפי צריך להיות מוגדר ב-בדיקות טרום. לפקח ולשמור על איכות ההקלטה של ​​יחידות בודדות שנבחרו עד סוף בלוק ההתאוששות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלושה רחובות כל עוד את איכות ההקלטה ומוטיבציה של הקוף לאפשר. </li></ol> 8. ונהלי הקלטת ההודעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הקלטת נתונים, לחזור אלקטרודות micropipette לתוך צינורות מדריך ולאחר מכן באופן ידני לחזור בו צינורות המדריך. לבטל את מערכת ההקלטה מאולם ההקלטה של ​​הקוף. שחרר את מזרק משאבת ההזרקה ולהעביר את המערכת לאזור ההכנה לניקוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידית החיה(כולל ניקוי של תא ההקלטה 18) על פי הנהלים הקבועים של המעבדה ולהחזיר אותו למתקן הדיור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף את החלק החיצוני של צינורות מדריך עם מי חמצן (3%) ולאחר מכן עם מים ללא יונים. אלקטרודות דרייב micropipette מתוך צינורות מדריך, לשטוף עם מי חמצן ומים deionized מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחליף את הקנה של המזרק עם חבית מזרק המלא עם תמיסת מלח סטרילית, שמירת המחט בצינור. שטוף את הצינור ואת micropipette עם 1-2 מ&quot;ל של תמיסת מלח. לאחר השטיפה, להסיר את החבית ולמלא אותו עם אוויר. הכנס מחדש את הקנה לתוך המחט ולייבש את הצינור ואת micropipette מבפנים על ידי דחיפת אוויר דרך בעדינות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את צינורות מדריך, אלקטרודות המורחבת micropipette שקוע בפתרון האנזים כדי למנוע התייבשות, כמו גם על מנת להבטיח את התפלגות החומר האורגני. </li></ol>

<ol>
	<li>Noudoost, B., Moore, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+neuromodulators+in+selective+attention.">The role of neuromodulators in selective attention.</a> Trends Cogn Sci. 15 (12), 585-591 (2011).</li><li>Jochems, A., Reboreda, A., Hasselmo, M., Yoshida, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+receptor+activation+supports+persistent+firing+in+layer+III+neurons+in+the+medial+entorhinal+cortex.">Cholinergic receptor activation supports persistent firing in layer III neurons in the medial entorhinal cortex.</a> Behav Brain Res. 254, 108-115 (2013).</li><li>Thiele, A., Herrero, J. L., Distler, C., Hoffmann, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+cholinergic+and+GABAergic+mechanisms+to+direction+tuning,+discriminability,+response+reliability,+and+neuronal+rate+correlations+in+macaque+middle+temporal+area.">Contribution of cholinergic and GABAergic mechanisms to direction tuning, discriminability, response reliability, and neuronal rate correlations in macaque middle temporal area.</a> J Neurosci. 32 (47), 16602-16615 (2012).</li><li>Thienel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+antagonist+effects+on+executive+control+of+attention.">Muscarinic antagonist effects on executive control of attention.</a> Int J Neuropsychopharmacol. 12 (10), 1307-1317 (2009).</li><li>Anthony, B. L., Dennison, R. L., Aronstam, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+muscarinic+receptor-G+protein+coupling+is+a+general+property+of+liquid+volatile+anesthetics.">Disruption of muscarinic receptor-G protein coupling is a general property of liquid volatile anesthetics.</a> Neurosci Lett. 99 (1-2), 191-196 (1989).</li><li>Yamakura, T., Bertaccini, E., Trudell, J. R., Harris, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+and+ion+channels:+molecular+models+and+sites+of+action.">Anesthetics and ion channels: molecular models and sites of action.</a> Annu Rev Pharmacol Toxicol. 41, 23-51 (2001).</li><li>Herr, N. R., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+techniques+for+examining+rapid+dopamine+signaling+with+iontophoresis.">Improved techniques for examining rapid dopamine signaling with iontophoresis.</a> Front Biosci. 5, 249-257 (2013).</li><li>Bevan, P., Bradshaw, C. M., Pun, R. Y., Slater, N. T., Szabadi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relative+contribution+of+iontophoresis+and+electro-osmosis+to+the+electrophoretic+release+of+noradrenaline+from+multi+barrelled+micropipettes+[proceedings].">The relative contribution of iontophoresis and electro-osmosis to the electrophoretic release of noradrenaline from multi barrelled micropipettes [proceedings].</a> Br J Pharmacol. 67 (3), 478-479 (1979).</li><li>Herr, N. R., Kile, B. M., Carelli, R. M., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroosmotic+flow+and+its+contribution+to+iontophoretic+delivery.">Electroosmotic flow and its contribution to iontophoretic delivery.</a> Anal Chem. 80, 8635-8641 (2008).</li><li>Thiele, A., Delicato, L. S., Roberts, M. J., Gieselmann, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+electrode-pipette+design+for+simultaneous+recording+of+extracellular+spikes+and+iontophoretic+drug+application+in+awake+behaving+monkeys.">A novel electrode-pipette design for simultaneous recording of extracellular spikes and iontophoretic drug application in awake behaving monkeys.</a> J Neurosci Meth. 158 (2-4), 207-211 (2006).</li><li>Lalley, P. M., Johansson, H., Windhorst, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microiontophoresis and Pressure Ejection: Modern Techniques in Neuroscience. , 193-209 (1999).</li><li>Malpeli, J. G., Schiller, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue.">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> J Neurosci Meth. 1 (2), 145-159 (1979).</li><li>Malpeli, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection.">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> J Neurosci Meth. 86 (2), 119-128 (1999).</li><li>Dias, E. C., Segraves, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pressure+system+for+the+microinjection+of+substances+into+the+brain+of+awake+monkeys.">A pressure system for the microinjection of substances into the brain of awake monkeys.</a> J Neurosci Meth. 72 (1), 43-47 (1997).</li><li>Szente, M. B., Baranyi, A., Woody, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+protein+kinase+C+inhibitor+H-7on+membrane+properties+and+synaptic+responses+of+neocortical+neurons+of+awake+cats.">Effects of protein kinase C inhibitor H-7on membrane properties and synaptic responses of neocortical neurons of awake cats.</a> Brain Res. 506 (2), 281-286 (1990).</li><li>Woody, C. D., Bartfai, T., Gruen, E., Nairn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=lntracellular+injection+of+cGMP-dependent+protein+kinase+results+in+increased+input+resistance+in+neurons+of+the+mammalian+motor+cortex.">lntracellular injection of cGMP-dependent protein kinase results in increased input resistance in neurons of the mammalian motor cortex.</a> Brain Res. 386 (1-2), 379-385 (1986).</li><li>Noudoost, B., Moore, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+microinjectrode+system+for+use+in+behaving+monkeys.">A reliable microinjectrode system for use in behaving monkeys.</a> J Neurosci Meth. 194 (2), 218-223 (2011).</li><li>Association of Primate Veterinarians. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cranial Implant Care Guidelines for Nonhuman Primates in Biomedical Research. , (2015).</li><li>Treue, S., Martinez-Trujillo, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature-based+attention+influences+motion+processing+gain+in+macaque+visual+cortex.">Feature-based attention influences motion processing gain in macaque visual cortex.</a> Nature. 399, 575-579 (1999).</li><li>Martinez-Trujillo, J. C., Treue, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature-based+attention+increases+the+selectivity+of+population+responses+in+primate+visual+cortex.">Feature-based attention increases the selectivity of population responses in primate visual cortex.</a> Curr Biol. 14 (9), 744-751 (2004).</li></ol>

החוקרים אין לי מה לחשוף.

כאן אנו הדגמנו בפירוט כיצד לבצע זריקות אמינות ומדויקות והקלטות תא בודד באיכות גבוהה עם מערכת הזרקה בלחץ &quot;ה- off- המדף&quot;. למרות ששיטה זו של אספקת סמים בעבר נעשתה שימוש מתנהג קופים (הנסקרת ב 17), המערכת הציגה יש כאן יתרונות, להלן סקירה. כמו באיור 4 א, ​​המערכת המתוארת כאן יכולה לספק מדידה יציבה של פעילות נוירון בודדת עם ובלי זריקות תרופתיות בסביבה הישירה של אתר ההקלטה. כפי שניתן לראות בתרשים 4 ב &#39;, ההזרקה של שליטה בחומר, מלוח, לא להוביל לשינוי בירי שיעור. שליטה זו ממחישה כי תהליך ההזרקה עצם אין השפעה מדידה על נכסי הירי של נוירונים המוקלטים. התצורה המרחבית של נוירון, אלקטרודה הקלטה, micropipette הוא של מכריע<html> חשיבות בניסויים אלה. למרות מדידה מדויקת של עמדות ביחס שלהם בתוך הרקמה במהלך ההקלטה אינה אפשרית, אנחנו יכולים לשקול ובקרת מקורות אפשריים של שונות. ראשית, במהלך הזרקת נפח קיים סיכון כי הנוירון של עניין עשוי להיות שנעקר מן האלקטרודה ההקלטה, להם השלכה על איתנותו של אותות רשמו. מסיבה זו הוא פקח כדי להשוות את קצב הירי לפני ואחרי לחסום זריקה כדי לוודא את יציבותה אות. שנית, תצורת צינור מדריך של שיטת הרישום מגדירה את המרחק בין אלקטרודות micropipette (למשל., 305 מיקרומטר במערכת 3 ערוצים קונצנטריים השתמש בניסוי זה). כמו המערכת מספקת שליטה על מיקום מדויקת של עומק אלקטרודות micropipette בתוך הרקמה, המרחק ביניהם ניתן למזער על ידי כיול עומק ביחס בקפידה לפני ההקלטה (שלב 3.5), ושמירה על אותם בעומק נפוץ במהלך הקלטות. אף אוזן גרון &quot;&gt; מגבלות פוטנציאליות בנוסף בקרת איכות ללא צורך במיקור חוץ על ידי היצרן, המערכת צריכה להיות מאומתת בתנאי מעבדה, כמו סוגים שונים של צינורות, מזרקים וכו &#39;יכולים לשמש עלול להוביל הבדלים בהיקפיים נפלט. למרות המערכת יכולה לשמש כדי להזריק כמויות קטנות מאוד כמו בניסוי המוצג כאן, אלה הם מתחת ההיקף המינימאלי שניתן תוקף בשל מגבלות מדידה מעשיות בסביבת מעבדה רגילה. עם זאת, כרכי הזרקה גדולים יכולים לשמש כדי להסיק את היחס בין הנפח מוגדר תוכנה בהיקף נפלט על ידי החומרה. אם צינורות שקופים משמשים, בדיקה חזותית נוספת של תהליך ההזרקה אפשרית על ידי מדידת התזוזה של סמן חזותי. הכנסת micropipette לתוך המערכת היא יותר תובענית מאשר החדרת אלקטרודה, כמו הקוטר של micropipette הוא מעט גדול יותר ואת החומר הוא יותר שביר. בנוסף,הצטרפותו הצינור לפין של micropipette היא מאתגרת שכן יש בה סיכון גבוה לשבור את החלק העליון של micropipette. עם זאת, אורך החיים של micropipette נטען בהצלחה הוא מספר חודשים, אפילו עם לשימוש יומיומי. בפועל, אנחנו עדיין לא נתקלנו סתימה במערכת ההזרקה במהלך הניקוי-הקלטת פוסט של המערכת. אף על פי כן, אין בדיקה &quot;מקוונת&quot; אפשרית, קיים סיכון כי חסימה פיזית (כגון רקמה על קצה micropipette) עשויה למנוע הזרקת חומר. זה יכול אפוא להיות רצוי לנתח את הנתונים באופן שמרני, כגון כולל רק אותם התאים לניתוח נוסף המראים שינויים משמעותיים ירי שיעורים בין בלוקים מלאי הזרקת הניסוי. למרות הקוטר הקטן שלהם, microelectrodes ו טפטפות יתפוס את מקומו של רקמת המוח ועלול לגרום נזק לרקמות מקומיות. זה יכול להיות ממוזער באופן ידני על ידי צבת הקצה הדואר מדריך צינורות בדיוק מעל דורה מאטר. האלקטרודות ואז לחדור הדורה התקינה שלהם הוא להסיק על ידי מדידת העכבות שלהם באינטרנט. לאחר מכן, micropipette מוכנס. בעת השימוש בגישה זו, הסרה קבועה של רקמה מעל הדורה מומלצת לצמצם עוד יותר את הסיכון של שבירת אלקטרודה או טפטף. השוואה לשיטות חלופיות המערכת המשמשת כאן מראה יתרונות ברורים בהשוואה למערכות הזרקה בלחץ אחרות. יתרון חזק אחת הוא בקוטר של micropipette (כ 100 מיקרומטר), אשר הוא חצי בגודל של בדיקות זמינות אחרות 17 ולכן ממזער את ניזק רקמה עצבי. בניגוד עיצובים קודמים, המערכת הנוכחית מעסיקה מופרדים מרחבית אלקטרודה הקלטה micropipette. בעוד שמערכות אחרות לספק מרחק קטן יותר בין האלקטרודה פיפטה, המערכת המתוארת כאן מאפשרת שינויי עומק עצמאיים של אלקטרודות פיפטה, ובכך permitting מרחקים יחסיים משתנים בתוך הקלטות. חשוב לציין, ללא פשרות לגבי איכות הקלטה צריכה להיעשות, כמו מערכת ההזרקה הוא רחבה של מכשיר הקלטה הוקם. בעוד רק micropipette אחד ובכך חומר אחד משמש פרוטוקול זה, אפשר להזריק מספר חומרים בתוך הליך ניסיוני אחד. כדי להשיג זאת, כמה micropipettes ניתן מושחל לתוך צינורות מדריך נפרדים ומחובר המזרקים רכובי משאבות הזרקת פרט. לבסוף, שליטה על המערכת קלה, כמו שרק תוכנת מחשב אחד נדרשה כדי לקדם את אלקטרודות micropipette, וכדי לבצע את ההזרקה בלחץ במהלך הניסוי. השוואת הזרקה בלחץ כדי iontophoresis, יש יתרונות וחסרונות יחסיים. לדוגמא, הזרקה בלחץ דורשת כמויות יותר יוכנסו הרקמה מ iontophoresis, ובכך מגדיל את הסיכון של עקירה עצבית. פרוטו הנוכחיcol בשימוש כרכים בטווח NL, ואנחנו כמעט ולא חווינו שינויים מורגשים בתוך איכות האות של תא מוקלט. המערכת גם מאפשרת נפחים גדולים יותר להיות מוזרקים, וזה שימושי פוטנציאלי עבור מניפולציות התנהגותיות אבל יכול להשפיע על יציבות של הקלטה עצבית. יתרון ברור של הזרקה בלחץ מעל iontophoresis הוא המגוון הגדול יותר של חומרים שמישים כמו אין דרישה להשתמש בחומרים טעונים. עם זאת, ערכי ה- pH צריכים להיבדק ומשווים בין חומרים ניסיוניים ובקרה (למשל., מלוח). השאלה שעלולה להתעורר למה להשתמש בשיטה הוותיקה של הזרקה בלחץ במקום טכניקות חדשות יותר כגון optogenetics מניפולצית פעילות עצבית. למרות וותיקה במכרסמים, optogenetics כי לא נקבע עדיין מהימן בקופי רזוס. בפרט, זה אינו מאפשר המניפולציה המקומית של תאים סלקטיבי לסוג הנוירוטרנסמיטר בפרט. בטווח הארוך יותר, אנו רואיםפוטנציאל גדול עבור שילוב היתרונות של מניפולציות תרופתיות עם היתרונות של מניפולציות optogentic הבהרת הבסיס העצבי של תפקודים קוגניטיביים. הנה הראינו כיצד הזרקה בלחץ יכולה לשמש פרמקולוגית לתפעל אזור מקומי מוגבל במוח של ער, מתנהגת קופי רזוס. אנו מקווים כי שיטה זו מעניקה השראה למדענים אחרים כדי לחקור תרומות neuromodulatory לדינמיקה של פעילות עצבית.

In cortical and subcortical areas, neuronal activity is affected by various neuromodulators, for example acetylcholine1. These modulatory effects on neuronal responses have been reported in in vitro studies2, as well as in electrophysiological recordings from anesthetized animals3 and systemic pharmacological manipulations in humans4. Nevertheless, the exact role of different neuromodulators and the involvement of various receptor subtypes are largely unknown. To measure the effects of specific neuromodulators on the activity of single neurons, it is desirable to induce a temporary neuromodulator change as close as possible to the recording electrode. Furthermore, it is important that those manipulations are done in awake animals, as cognitive functions are only present in the absence of anesthesia. Additionally, anesthesia interacts with cholinergic and GABAergic systems5,6 and can lead to changes in neural activity3.
Within the last decades, two main methods of local drug delivery have been developed and refined: iontophoresis and pressure injection. In both methods drugs are delivered through micropipettes made of either glass or steel. With iontophoresis, an electrical current regulates the release of the drug7. Additionally, there is a significant contribution of electro-osmosis to the total amount of ejected molecules8, correlating with the tip diameter9 of the micropipette as well as with the concentration8 of the substance used. Iontophoresis is a powerful tool to quickly and precisely manipulate small volumes of nervous tissue. For iontophoretic injections, multi-barrel micropipettes are usually used10, with one acting as a recording device while the other positions serve as delivery pipettes. A limitation of this method is that only charged molecules can be used, severely limiting the selection of drugs. 
Pressure injection uses either air compression or mechanical pressure to eject a substance from a micropipette. Using this method any soluble substance, charged or uncharged, can be used, including large molecules. The method of pressure injection was first described by Reyniers in 1933 and further refined in the 1950s (see Lalley11 for a review). In the 1980s the method was further refined to allow delivery of amounts in the nanoliter range (mainly lidocain12) to a defined brain area13 while simultaneously performing single-cell recording. The ejected volume was usually monitored by observing the movement of a marker, such as the meniscus in the upper part of the pipette13. Pressure injection was first used in the 1990s in awake animals, both extracellularly14 and intracellularly15,16. Based on the cumulative expertise gained in these studies it is now possible to reliably record from different brain structures in combination with pharmacological manipulation (see17 for a comparison of recent pressure injection systems). 
An enduring open issue for both drug delivery methods is the difficulty in determining the precise volume injected. This is an even bigger challenge for experiments with awake, behaving rhesus monkeys where the animal performs the experimental task in a separate room. This can be alleviated by the use of a software-controlled system instead of relying on a visual marker to continuously monitor an injection. 
The system described here is an extension of a well-established electrophysiological recording system (Mini Matrix System) and combines an injection pipette with multiple parallel-oriented recording electrodes at defined distances in a customizable arrangement. Pharmacological manipulation of the tissue near the recording electrode is possible using only a small amount of substance, ensuring a fast recovery and allowing multiple blocks of injection and control/recovery within the limited time window offered by the behavioral task of the animal.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="560">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">(-)-Scopolamine hydrochloride</td>
			<td style="width:88px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:87px;">55-16-3</td>
			<td style="width:244px;">Mr 339.81 g/mol</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:141px;">NaCl 0.9%&#160;</td>
			<td style="width:88px;">B. Braun Melsungen AG</td>
			<td style="width:87px;">3079870</td>
			<td style="width:244px;">5ml&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">Terg-a-zyme</td>
			<td style="width:88px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:87px;">Z273287</td>
			<td style="width:244px;">enzyme detergen</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">Hydrogen peroxide</td>
			<td style="width:88px;">Roth</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;">Used in 3% solution with deionized water</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:141px;">Ethanol</td>
			<td style="width:88px;">Chemie-Vertieb Hannover</td>
			<td style="width:87px;">104642</td>
			<td style="width:244px;">70%</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:141px;">Deionized water</td>
			<td style="width:88px;"></td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:141px;">Injekt 40 Duo</td>
			<td style="width:88px;">B. Braun Melsungen AG</td>
			<td style="width:87px;">9166432V</td>
			<td style="width:244px;">Syringe and needle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="98">
			<td height="120" rowspan="2" style="height:121px;width:141px;">Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes, amber</td>
			<td rowspan="2" style="width:88px;">Eppendorf</td>
			<td rowspan="2" style="width:87px;">0030 120.191</td>
			<td rowspan="2" style="width:244px;">1,5ml&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="22">
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">Quarzglass micropipette</td>
			<td style="width:88px;">Thomas Recording</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:141px;">Recording electrode</td>
			<td style="width:88px;">Thomas Recording</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;">quartz/platinum-tungsten fiber electrode; impedance value 1-2 M&#937;&#160; and 0.3-0.5 M&#937;</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="81" rowspan="3" style="height:82px;width:141px;">PharmedBPT-Schlauch</td>
			<td rowspan="3" style="width:88px;">Saint-Gobain Performance Plastics&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:87px;">3702003</td>
			<td rowspan="3" style="width:244px;">&#160;Size: 0,25 x 2,05 mm (Wd: 0,9mm)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="22">
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:141px;">Loctite 401</td>
			<td style="width:88px;">Henkel</td>
			<td style="width:87px;">233641</td>
			<td style="width:244px;">Superglue</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">Silicon oil</td>
			<td style="width:88px;">Thomas Recording</td>
			<td style="width:87px;">M-1000</td>
			<td style="width:244px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">Minisart RC15</td>
			<td style="width:88px;">Sartorius</td>
			<td style="width:87px;">17761----------R</td>
			<td style="width:244px;">Syringe filter</td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:141px;">Multichannel Micro Injection System</td>
			<td style="width:88px;">Thomas Recording</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;">multichannel microelectrode manipulator &#8220;System Eckhorn&#8221; equipped with microelectrodes and micropipettes and a precision multichannel microinjection pump</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:141px;">McLab</td>
			<td style="width:88px;">custom</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:244px;">internal lab software to control stimulus presentation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a pressure injection system for investigating the neuropharmacology of information processing in awake behaving macaque monkey cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

איור 2 מתאר את משימת תשומת לב מרחבית הקוף מבוצע תוך תהליך ההזרקה נערך. הקוף הוכשר לטפל גם הגירוי ממוקם בתוך השדה הפתוח של הנוירון המוקלט (להשתתף בפעילותו ב), הגירוי הממוקם מחוץ לשדה הפתוח (להשתתף-אאוט) או נקודת הקיבעון (להשתתף לתקן). תנאים אלה מאפשרים השוואה של פעילות עצבית במדינות קשב שונות. איור 3 מראה היסטוגרמה זמן פרי-גירוי של נוירון מדגם ניסוי בעזרת סקופולמין, אנטגוניסט כולינרגית מוסקריניים. העלילה מדגימה דיכוי התגובה במהלך הזרקת סקופולמין מול שום זריקה, כאשר דפוס נע בכיוון המועדף של התא מוצג בתוך השדה הפתוח של הנוירון והוא בהשתתפות החיה. שתי הפסגות הראשונות לייצג הנוירון9; s בתגובה וחוץ קיזוז קיו מרחבית, המופיע בתוך השדה הפתוח שלה. זה ואחריו התגובה לדפוס המרגש המופיע על המסך 500 מילישניות לאחר תחילת קיו. האזור המוצל האפור מתאר ניתוח התקופה ששמשה לחישוב קצב ירי הממוצע עבור כל בדיקה. האזור הירוק מדגיש השפעה המדכאת של הזרקת סקופולמין על קצב הירי של התא. האזור הירוק הכהה מראה את הדיכוי בתוך ניתוח התקופה. איור 4 א מראה את ההשפעה של סקופולמין על קצב ירי הממוצע של הנוירון מדגם בכל אחד משלושת תנאי הקשב. השיעור של ירי נוירון לשני תנאי הלב מרחבית (לב בתוך או מחוץ לשדה הפתוח של הנוירון ההקלטה) וכן על מצבו החושי (תשומת לב בשלב קיבוע) ירדה זמן קצר לאחר הזריקה הראשונה של בלוק ההזרקה (מוצל אפור הואא) ובמהלך לחסום ההתאוששות גדל באיחור לאותה רמה כמו לפני הזריקה. איור 4B מראה שליטת הקלטת נוירון דגימה שנייה שבה מלוח (0.9% NaCl) שהוזרק, באמצעות בפרוטוקול זהה עבור הזרקת סקופולמין. במהלך ההזרקה לחסום כל שינוי קצב הירי של נוירון נצפה לעומת דבוקת השליטה. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig1.jpg" /> איור 1. קמה המשמשת מניפולציה תרופתית בעת ההקלטה. (א) מתארת ​​את משאבת microinjection ומערכת הקלטת אלקטרו מצוידת אלקטרודות micropipette. הפער guidetube, שלתוכו שמן סיליקון מוכנס לשמן את אלקטרודות micropipette, מוצג מוגדל. (B) מציג micropipette למשל (לעיל)אלקטרודה הקלטה (להלן). לשם השוואה גודל, אגורה האירו (קוטר: 16 מ&quot;מ). הוא ממוקם מתחת <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53724/53724fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig2.jpg" /> איור 2. עיצוב משימות כדי להנחות את תשומת מרחבית. קופים אומנו לזהות שינוי כיוון תנועה בדפוס נקודות הרמז. קיו הוצב גם בתוך שדה פתוח של הנוירון (להשתתף בפעילותו ב), כפי שמוצג באיור, או מחוצה לו (להשתתף-אאוט). כביקורת חושית, הוכשר הקוף כדי לזהות שינוי בהיקות של נקודת הקיבעון (להשתתף לתקן). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53724/53724fig2large.jpg" target="_blank">נא ללחוץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> &lt;<html> img alt = &quot;איור 3&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53,724 / 53724fig3.jpg&quot; /&gt; איור 3. השפעת סקופולמין אנטגוניסט על ירי שיעור. ההיסטוגרמה זמן פרי-גירוי של נוירון מדגם מוצג עבור להשתתף בפעילותו במצב (לב בתוך שדה פתוח של הנוירון מוקלט) במהלך לחסום זריקה ובמהלך דבוקת שליטה. ציר ה- X מתאר את הזמן באלפיות השנייה לאחר הופעת קיו ואת ציר y מראה את קצב ירי קוצים / sec. האיזור האפור מתאר ניתוח תקופה (300-800 מילישניות לאחר הופעת גירוי) המשמשת לחישוב שיעור ירי ממוצעים לדין. האזור המוצלל הירוק מראה דיכוי בירי שיעור על פני שני התנאים. הצבע הירוק הכהה מדגיש את הדיכוי בתוך ניתוח התקופה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53724/53724fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> Iles / ftp_upload / 53,724 / 53724fig4.jpg &quot;/&gt; איור 4. השפעת סקופולמין ומליחות על ירי שיעור. (א) הזרקה סקופולמין אנטגוניסט. שיעור ירי ממוצעי משפטו של התא מדגם מתרשים 3 במהלך הניסוי הוצג עבור הגירוי המועדף עבור כל שלושת תנאי הקשב. ציר ה- X מתאר את שעת ההתחלה לדין דק ואת ציר y מראה את קצב הירי של יחידת קוצים לכל שניות. סמלים ( <img alt="ועוד" src="/files/ftp_upload/53724/53724plussign.jpg" /> להשתתף בפעילותו ב, <img alt="מַעְגָל" src="/files/ftp_upload/53724/53724circle.jpg" /> להשתתף בפעילותו לתקן, <img alt="Trianle" src="/files/ftp_upload/53724/53724triangle.jpg" /> להשתתף-אאוט) מייצג את קצב הירי של נוירון בתוך תקופת הניתוח בכל משפט בצע בהצלחה, קווים אופקיים (קו מוצק: להשתתף בפעילותו ב, קו מקווקו: להשתתף לתקן, קו מקווקו: להשתתף-אאוט) להראות קצב ירי ממוצע עבור שלושה bl ניסויים שוניםocks (שליטה, זריקה, התאוששות). האזור המוצל האפור מציג את גוש ההזרקה, החל הזריקה הראשונה וכלת 1 דקות לאחר ההזרקה האחרונה. במהלך זריקת החסם 2 nL של 0.1 סקופולמין טוחן הוזרק מכל רגע עם מהירות זריקה של 2 s / NL. (ב) הזרקת תמיסת מלח. שיעור הירי של תא מדגם במהלך הניסוי המלא מוצג עבור הגירוי המועדף עבור כל שלושת תנאי הקשב. גריי מוצל באזור מדמיין את גוש הזרקת מי מלח. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53724/53724fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex at JoVE.com

A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

מערכת הזרקה בלחץ לחקירת neuropharmacology של עיבוד מידע Awake מתנהג מקוק קוף Cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

a-pressure-injection-system-for-investigating-neuropharmacology

Research

JoVE Journal

Behavior

8.3K Views.  German Primate Center. Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site. 

Video: A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field potentials (LFPs) from populations of neurons and action potentials from individual cells, as the animal engages in experimentally relevant tasks. Chronically implanted microdrives allow for brain recordings to last over periods of several weeks. Miniaturized drives and lightweight components allow for these long-term recordings to occur in small mammals, such as mice. By using tetrodes, which consist of tightly braided bundles of four electrodes in which each wire has a diameter of 12.5 &mu;m, it is possible to isolate physiologically active neurons in superficial brain regions such as the cerebral cortex, dorsal hippocampus, and subiculum, as well as deeper regions such as the striatum and the amygdala. Moreover, this technique insures stable, high-fidelity neural recordings as the animal is challenged with a variety of behavioral tasks. This manuscript describes several techniques that have been optimized to record from the mouse brain. First, we show how to fabricate tetrodes, load them into driveable tubes, and gold-plate their tips in order to reduce their impedance from M&Omega; to K&Omega; range. Second, we show how to construct a custom microdrive assembly for carrying and moving the tetrodes vertically, with the use of inexpensive materials. Third, we show the steps for assembling a commercially available microdrive (Neuralynx VersaDrive) that is designed to carry independently movable tetrodes. Finally, we present representative results of local field potentials and single-unit signals obtained in the dorsal subiculum of mice. These techniques can be easily modified to accommodate different types of electrode arrays and recording schemes in the mouse brain.

The design and assembly of microdrives for in vivo electrophysiological recordings of brain signals from the mouse is described. By attaching microelectrode bundles to sturdy driveable carriers, these techniques allow for long-term and stable neural recordings. The lightweight design allows for unrestricted behavioral performance by the animal following drive implantation.

בנייה של מערכי Microdrive להקלטות עצביות כרוניות בעכברים מתנהגים ערים

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

Assessment of Murine Exercise Endurance Without the Use of a Shock Grid: An Alternative to Forced Exercise

Using laboratory mouse models, the molecular pathways responsible for the metabolic benefits of endurance exercise are beginning to be defined. The most common method for assessing exercise endurance in mice utilizes forced running on a motorized treadmill equipped with a shock grid. Animals who quit running are pushed by the moving treadmill belt onto a grid that delivers an electric foot shock; to escape the negative stimulus, the mice return to running on the belt. However, avoidance behavior and psychological stress due to use of a shock apparatus can interfere with quantitation of running endurance, as well as confound measurements of postexercise serum hormone and cytokine levels. Here, we demonstrate and validate a refined method to measure running endurance in na&#239;ve C57BL/6 laboratory mice on a motorized treadmill without utilizing a shock grid. When mice are preacclimated to the treadmill, they run voluntarily with gait speeds specific to each mouse. Use of the shock grid is replaced by gentle encouragement by a human operator using a tongue depressor, coupled with sensitivity to the voluntary willingness to run on the part of the mouse. Clear endpoints for quantifying running time-to-exhaustion for each mouse are defined and reflected in behavioral signs of exhaustion such as splayed posture and labored breathing. This method is a humane refinement which also decreases the confounding effects of stress on experimental parameters.

A method to assess exercise endurance in laboratory mice without the use of a shock grid is demonstrated. This method is a humane refinement that can decrease the confounding effects of stress on experimental parameters.

הערכה של Murine תרגיל סיבולת ללא השימוש ברשת הלם: אלטרנטיבי לתרגיל בכפייה

Using laboratory mouse models, the molecular pathways responsible for the metabolic benefits of endurance exercise are beginning to be defined. The most ...

Infant Auditory Processing and Event-related Brain Oscillations

Rapid auditory processing and acoustic change detection abilities play a critical role in allowing human infants to efficiently process the fine spectral and temporal changes that are characteristic of human language. These abilities lay the foundation for effective language acquisition; allowing infants to hone in on the sounds of their native language. Invasive procedures in animals and scalp-recorded potentials from human adults suggest that simultaneous, rhythmic activity (oscillations) between and within brain regions are fundamental to sensory development; determining the resolution with which incoming stimuli are parsed. At this time, little is known about oscillatory dynamics in human infant development. However, animal neurophysiology and adult EEG data provide the basis for a strong hypothesis that rapid auditory processing in infants is mediated by oscillatory synchrony in discrete frequency bands. In order to investigate this, 128-channel, high-density EEG responses of 4-month old infants to frequency change in tone pairs, presented in two rate conditions (Rapid: 70 msec ISI and Control: 300 msec ISI) were examined. To determine the frequency band and magnitude of activity, auditory evoked response averages were first co-registered with age-appropriate brain templates. Next, the principal components of the response were identified and localized using a two-dipole model of brain activity. Single-trial analysis of oscillatory power showed a robust index of frequency change processing in bursts of Theta band (3 - 8 Hz) activity in both right and left auditory cortices, with left activation more prominent in the Rapid condition. These methods have produced data that are not only some of the first reported evoked oscillations analyses in infants, but are also, importantly, the product of a well-established method of recording and analyzing clean, meticulously collected, infant EEG and ERPs. In this article, we describe our method for infant EEG net application, recording, dynamic brain response analysis, and representative results.

High-density electroencephalography (dEEG) is being used increasingly to study brain development and plasticity in the early years of life. Here we present an application of sophisticated analysis techniques that builds on traditional EEG recording to understand the oscillatory dynamics of rapid auditory processing in the infant brain.

עיבוד שמיעתי תינוקות ותנודות מוח הקשורים לאירוע

Rapid auditory processing and acoustic change detection abilities play a critical role in allowing human infants to efficiently process the fine spectral ...

A Novel Experimental and Analytical Approach to the Multimodal Neural Decoding of Intent During Social Interaction in Freely-behaving Human Infants

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental paradigms and analysis tools have been limited to constrained laboratory tasks and contexts due to technical limitations imposed by the available set of measuring and analysis techniques and the age of the subjects. These limitations severely limit the study of developmental neural dynamics and associated neural networks engaged in cognition, perception and action in infants performing &#8220;in action and in context&#8221;. This protocol presents a novel approach to study infants and young children as they freely organize their own behavior, and its consequences in a complex, partly unpredictable and highly dynamic environment. The proposed methodology integrates synchronized high-density active scalp electroencephalography (EEG), inertial measurement units (IMUs), video recording and behavioral analysis to capture brain activity and movement non-invasively in freely-behaving infants. This setup allows for the study of neural network dynamics in the developing brain, in action and context, as these networks are recruited during goal-oriented, exploration and social interaction tasks.

This protocol presents a novel methodology for the neural decoding of intent from freely-behaving infants during unscripted social interaction with an actor. Neural activity is acquired using non-invasive high-density active scalp electroencephalography (EEG). Kinematic data is collected with inertial measurement units and supplemented with synchronized video recording.

גישה חדשנית ניסויית ואנליטית למולטימודליות עצביות פענוח כוונות במהלך אינטראקציה חברתית באופן חופשי על-מתנהג תינוקות אנושיים

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental ...

A Method to Quantify Visual Information Processing in Children Using Eye Tracking

Visual problems that occur early in life can have major impact on a child's development. Without verbal communication and only based on observational methods, it is difficult to make a quantitative assessment of a child's visual problems. This limits accurate diagnostics in children under the age of 4 years and in children with intellectual disabilities. Here we describe a quantitative method that overcomes these problems. The method uses a remote eye tracker and a four choice preferential looking paradigm to measure eye movement responses to different visual stimuli. The child sits without head support in front of a monitor with integrated infrared cameras. In one of four monitor quadrants a visual stimulus is presented. Each stimulus has a specific visual modality with respect to the background, e.g., form, motion, contrast or color. From the reflexive eye movement responses to these specific visual modalities, output parameters such as reaction times, fixation accuracy and fixation duration are calculated to quantify a child's viewing behavior. With this approach, the quality of visual information processing can be assessed without the use of communication. By comparing results with reference values obtained in typically developing children from 0-12 years, the method provides a characterization of visual information processing in visually impaired children. The quantitative information provided by this method can be advantageous for the field of clinical visual assessment and rehabilitation in multiple ways. The parameter values provide a good basis to: (i) characterize early visual capacities and consequently to enable early interventions; (ii) compare risk groups and follow visual development over time; and (iii), construct an individual visual profile for each child.

A method is described to quantify the quality of visual information processing based on reflexive eye movements in response to specific visual modalities. Reaction times and fixation output parameters are used to characterize visual performance in children with and without visual impairments from 6 months of age.

שיטה לכמת עיבוד מידע ויזואלי בילדים באמצעות מעקב אחר תנועות עיניים

Visual problems that occur early in life can have major impact on a child's development. Without verbal communication and only based on observational ...

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

חיבור אלחוטי, ממשק דו-כיווני ההקלטה In Vivo גירוי של פעילות עצבית להתנהג בחופשיות חולדות

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Stereotactically-guided Ablation of the Rat Auditory Cortex, and Localization of the Lesion in the Brain

The rat auditory cortex (AC) is becoming popular among auditory neuroscience investigators who are interested in experience-dependence plasticity, auditory perceptual processes, and cortical control of sound processing in the subcortical auditory nuclei. To address new challenges, a procedure to accurately locate and surgically expose the auditory cortex would expedite this research effort. Stereotactic neurosurgery is routinely used in pre-clinical research in animal models to engraft a needle or electrode at a pre-defined location within the auditory cortex. In the following protocol, we use stereotactic methods in a novel way. We identify four coordinate points over the surface of the temporal bone of the rat to define a window that, once opened, accurately exposes both the primary (A1) and secondary (Dorsal and Ventral) cortices of the AC. Using this method, we then perform a surgical ablation of the AC. After such a manipulation is performed, it is necessary to assess the localization, size, and extension of the lesions made in the cortex. Thus, we also describe a method to easily locate the AC ablation postmortem using a coordinate map constructed by transferring the cytoarchitectural limits of the AC to the surface of the brain.The combination of the stereotactically-guided location and ablation of the AC with the localization of the injured area in a coordinate map postmortem facilitates the validation of information obtained from the animal, and leads to a better analysis and comprehension of the data.

We describe a method for the stereotactically-guided location, exposure, and ablation of the auditory cortex in rats. The localization of the ablation is assessed using a coordinate map postmortem.

Stereotactically מונחה אבלציה של קליפת השמיעה עכברוש, וכן לוקליזציה של הנגע במוח

The rat auditory cortex (AC) is becoming popular among auditory neuroscience investigators who are interested in experience-dependence plasticity, ...

A Method for Investigating Change Blindness in Pigeons (Columba Livia)

Change blindness is a phenomenon of visual attention, whereby changes to a visual display go unnoticed under certain specific circumstances. While many laboratory procedures have been developed that produce change blindness in humans, the flicker paradigm has emerged as a particularly effective method. In the flicker paradigm, two visual displays are presented in alternation with one another. If successive displays are separated by a short inter-stimulus interval (ISI), change detection is impaired. The simplicity of the procedure and the clear, performance-based operational definition of change blindness make the flicker paradigm well-suited to comparative research using nonhuman animals. Indeed, a variant has been developed that can be implemented in operant chambers to study change blindness in pigeons. Results indicate that pigeons, like humans, are worse at detecting the location of a change if two consecutive displays are separated in time by a blank ISI. Furthermore, pigeons&#39; change detection is consistent with an active, location-by-location search process that requires selective attention. The flicker task thus has the potential to contribute to investigations of the dynamics of pigeons&#39; selective spatial attention in comparison to humans. It also illustrates that the phenomenon of change blindness is not exclusive to humans&#39; visual perception, but may instead be a general consequence of selective attention. Finally, while the useful aspects of attention are widely appreciated and understood, it is also important to acknowledge that they may be accompanied by specific imperfections such as change blindness, and that these imperfections have consequences across a wide range of contexts.

A Method for Investigating Change Blindness in Pigeons Columba Livia

Change blindness is a phenomenon of visual attention, whereby changes to a visual display go unnoticed under certain specific circumstances. This protocol describes a variation on the flicker paradigm for investigating change blindness that is appropriate and effective for research with pigeons.

שיטה של חוקרים עיוורון שנה ביונים (ליוויה יונה)

Change blindness is a phenomenon of visual attention, whereby changes to a visual display go unnoticed under certain specific circumstances. While many ...

A Method to Study Adaptation to Left-Right Reversed Audition

An unusual sensory space is one of the effective tools to uncover the mechanism of adaptability of humans to a novel environment. Although most of the previous studies have used special spectacles with prisms to achieve unusual spaces in the visual domain, a methodology for studying the adaptation to unusual auditory spaces has yet to be fully established. This study proposes a new protocol to set-up, validate, and use a left-right reversed stereophonic system using only wearable devices, and to study the adaptation to left-right reversed audition with the help of neuroimaging. Although individual acoustic characteristics are not yet implemented, and slight spillover of unreversed sounds is relatively uncontrollable, the constructed apparatus shows high performance in a 360&#176; sound source localization coupled with hearing characteristics with little delay. Moreover, it looks like a mobile music player and enables a participant to focus on daily life without arousing curiosity or drawing attention of other individuals. Since the effects of adaptation were successfully detected at the perceptual, behavioral, and neural levels, it is concluded that this protocol provides a promising methodology for studying adaptation to left-right reversed audition, and is an effective tool for uncovering the adaptability of humans to a novel environments in the auditory domain.

The present study proposes a protocol to investigate the adaptation to left-right reversed audition achieved only by wearable devices, using neuroimaging, which can be an effective tool for uncovering the adaptability of humans to a novel environment in the auditory domain.

שיטה ללמוד ההסתגלות משמאל הפוך האודישן

An unusual sensory space is one of the effective tools to uncover the mechanism of adaptability of humans to a novel environment. Although most of the ...

A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice

Evolution has selected a repertoire of defensive behaviors that are essential for survival across all animal species. These behaviors are often stereotyped actions elicited in response to innately aversive sensory stimuli, but their success requires enough flexibility for adapting to different spatial environments, which can change rapidly. Here, we describe a behavioral assay to evaluate the influence of learned spatial knowledge on defensive behaviors in mice. We have adapted the widely used Barnes maze spatial memory assay to investigate how mice navigate to a shelter during escape responses to innately aversive sensory stimuli in a novel environment, and how they adapt to acute changes in the environment. This new assay is an ethological paradigm that does not require training and exploits the natural exploration patterns and navigation strategies in mice. We propose that the set of protocols described here are a powerful means of studying goal-directed behaviors and stimulus-triggered navigation, which should be of interest to both the fields of instinctive behaviors and spatial memory.

This protocol describes a behavioral assay, based on the Barnes maze test, to study how instinctive defensive actions are modified by the knowledge of spatial environment.