Development of this protocol was funded by private donations directed to the Parkinson's Institute Brain Donation Program.

הרשמת תרומת המוח כוללת תיעוד על ידי הנרשם על כוון לתרום. ההרשאה הנתיחה לאחזור רקמות מסופק על ידי קרובי משפחה כפי שמתיר החוק. מחקרים באמצעות דגימות נתיחה שנאספו נבדקים על ידי דירקטוריון הסקירה המוסדי (IRB) על מנת להבטיח עמידת טלטלות דין והחשבון Act ביטוח בריאות תקנות (HIPAA). הערה: דגימות Leptomeninges נאספות על ידי המבתר או נוירופתולוג המוח במהלך דיסקציה מוח מאוחסנות 50 צינורות חרוטי מיליליטר המכילים תקשורת צמיחת 25-30 מיליליטר קרום מוח. המדגם מאוחסן 4 ° C עד הכנת המדגם. העיבוד צריך להתבצע בהקדם האפשרי כמו את הכדאיות של תאים פוחת עם פוסט מורטם זמן. 1. קמה לפני תחילת Leptomeninges Dissection הערה: שלבים 1.1 - 1.3 הם להתבצע בתוך ארון בטיחות ביולוגית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן תקשורת צמיחה קרום מוח על ידי שילוב 375 מיליליטר של מדיה הנשר השונה של Dulbecco, 100 מיליליטר של סרום שור עובר, 5 מיליליטר 10 מ&quot;מ חומצות אמינו לא חיוניים, 5 מיליליטר 200 מ&quot;מ L- alanyl-L- גלוטמין, 5 מיליליטר 100 פירובט נתרן מ&quot;מ, 5 מ&quot;ל 10,000 U / mL פניצילין / סטרפטומיצין ו -5 מ&quot;ל 250 מיקרוגרם / מ&quot;ל ​​Amphotericin B ב 500 מ&quot;ל יחידת הסינון. סנן ומערבבים. השתמש בחומרי הדפסה של עד ארבעה שבועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את כל החומרים בקבינט הבטיחות הביולוגי לפני התחילה לנתיחה: מנות 4x פטרי, 2x 6 צלחות היטב, 2x אזמלים, 15-20 מעוקר תלוש לכסות 15 מ&quot;מ, חיץ מלוח פוספט (PBS), טפטפות סרולוגיות, aspirating טפטפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל של תמיסת הג&#39;לטין סטרילי-autoclaved 0.1% היטב בכל צלחת 6 באר. הגדר את הצלחת בצד במשך 30-60 דקות. כן צלחות 2x 6 באר. </li></ol> 2. הכנת מדגם Leptomeninges הערה: שלבים 2.1 - 2.3 הם להתבצע בתוך ארון בטיחות ביולוגית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף כ 10 מ&quot;ל של PBSצלחת תרבות 10 ס&quot;מ רקמה סטרילית ומניחים המדגם קרומי המוח בצלחת. בעזרת מלקחיים, לשטוף leptomeninges בעדינות עם PBS להסיר דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את קרומי המוח לתוך צלחת תרבות חדשה של 10 ס&quot;מ רקמה המכילה 10 מ&quot;ל של PBS טרי ולהמשיך כביסה. חזור על הצורך להסיר דם רב ככל האפשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השימוש בשתי אזמלים, לחתוך leptomeninges רקמה לתוך חתיכה גדולה כ 6 ס&quot;מ X 6 ס&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום המכסה על צלחת תרבות והעברת מיקרוסקופ לנתח במנדף זרימה למינרית אופקי. </li></ol> 3. Dissection של רקמות Leptomeninges הערה: שלבי 3.1 - 3.3 הן להתבצע בתוך מכסה מנוע זרימה למינרית אופקי באמצעות מיקרוסקופ לנתח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סור כלי דם מאזור על פיסת leptomeninges (שלב 2.3) מספיק גדולה כדי ליצור לפחות חתיכות 20-25 3 מ&quot;מ x 3 מ&quot;מ. החזק את leptomeninges במקום עם אזמל אחד ועם אחרים, להשתמש מו גירוד עדין ורדודtion להפריד את הכלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים ריבועים קטנים של רקמות מאזור מוכן. חותך בתהליך הדרגתי על ידי ביצוע חתיכות גדולות הראשון ולאחר מכן לחתוך אותם לחלקים קטנים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באזמל אחד להחזיק את הרקמה במקום אזמל אחר לחתוך את הרקמה עם תנועת נדנדה. בשל העקביות של רקמות, קשה להחליק את אזמלים אחד נגד השני. זה יהיה רק ​​לקרוע את הרקמה בנפרד תוצאת קצוות משוננים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך ולהוריד את הגזירים לשניים עד ישנם כ חתיכות 20-25 3 מ&quot;מ x 3 מ&quot;מ. </li></ol> העברה 4. גזור קרום המוח חתיכות לצלחות תרבות רקמות הערה: שלב 4 הוא להתבצע בתוך ארון בטיחות ביולוגית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ג&#39;לטין לשאוב מהצלחת 6-היטב (משלב 1.3). הוסף 1 מיליליטר של תקשורת צמיחה קרום מוח היטב כל אחד. בעזרת מלקחיים סטריליות, למקם 3-4 חתיכות ביופסיה לבאר כל אחד. </li></ol> 5. מיקום של תלושים לכסות על Meninges Pieces הערה: שלבי 5.1 - 5.2 הן להתבצע בתוך מכסה מנוע זרימה למינרית אופקי באמצעות מיקרוסקופ לנתח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את חתיכות עם 1-2 coverslips עגול 15 מ&quot;מ סטרילית לכל טוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מהדק היטב עם מלקחיים כדי להבטיח את החתיכות נוגעות בתחתית הצלחת. זה מאפשר התקשרות של פיסות רקמה לתחתית הבאר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צלחת 6-היטב לתוך 37 ° C חממה, 5% CO 2. </li></ol> 6. תחזוקת תרבית תאים הערה: שלבים 6.1 - 6.3 הם להתבצע בתוך ארון בטיחות ביולוגית. טפל תרבות מנות בזהירות coverslips לא צריכה לזוז והוציאי את החתיכות קרום המוח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי 2 ימים בתרבות, להוסיף 1 מיליליטר נוסף של תקשורת צמיחה קרום מוח הטריה היטב כל אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום 7, בזהירות לשאוב התקשורת ולהוסיף 2 מיליליטר של תקשורת הטריה היטב כל אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי יום 9, להמשיך לשנות תקשורת צמיחה בכללפני כמה ימים עד התרבות הופכים ומחוברים. </li></ol> 7. Passaging הערה: כל הצעדים הם להתבצע בתוך ארון בטיחות ביולוגית. לאחר פיברובלסטים קרום המוח הגרו אל מחוץ פיסות רקמת קרום המוח ולהתחיל לגדול לכיוון הקצוות של כלי התרבות, להרחיב פיברובלסטים קרום מוח לתוך צלחת תרבות גדולה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שמתחילים את passaging, מעיל צלחת תרבות עם ג&#39;לטין 1% למשך 15-30 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב התקשורת מצלחת 6-היטב ולשטוף תאים עם 2 מ&quot;ל PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל של טריפסין / EDTA זה היטב לדגור על 37 מעלות צלזיוס למשך 5-10 דקות. אין צורך להסיר את מכסה מחליק או רקמת קרום המוח בשלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר תאים מעוגלים ולהתחיל לנתק, להוסיף 2 מ&quot;ל של התקשורת והתרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאי פיפטה מעלה ומטה כדי לשבש את כל הגושים לחלוטין ולהעביר את פתרון התא כדי בצלחת תרבות גדולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש יחס של 1: 3 ל -1: 4 לשלב תאים משלוש מנות 6-היטבכדי בצלחת תרבות T75 אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר התאים הפיברובלסטים קרום המוח הם ומחוברות צלוחיות תרבות T75, trypsinize את התאים, cryopreserve בתקשורת cryopreservation ב 1x10 6 תאים / מ&quot;ל לכל בקבוקון. בקבוק תרבות T75 אחת עם פיברובלסטים קרום המוח ומחוברות מכיל כ 5-7 מיליון תאים. </li></ol> .8 אפיון של פיברובלסטים קרום המוח על ידי Immunostaining הערה: לפני שמתחילים את ההליך, להכין 4% פתרון paraformaldehyde, 5% נורמלי עז בסרום PBS (חסימת חיץ), 0.3% Triton X-100 ב PBS (חיץ permeabilization), יסודי ותיכון פתרונות נוגדנים, ו 1 מיקרוגרם / מ&quot;ל ​​של Hoechst 33,342 מדולל PBS מ 10 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​המניות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זרע 15,000 ל -30,000 פיברובלסטים קרום המוח ב שקופיות קאמריות 8-היטב מצופים 0.1% ג&#39;לטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 24 שעות שבהן תאים מחוברים, לתקן תאים 100 paraformaldehyde μL 4% לכל טוב במשך 10 דקות בטמפרטורת החדר. שטפו את בארות 3 פעמים עם 1X PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Permeabilize את התאים עם 150 μL של 0.3% Triton X-100 במשך 5 דקות בטמפרטורת החדר. שטפו את בארות 3 פעמים עם 1X PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 200 μL פתרון חסימה (PBS + 5% נסיוב עז נורמלי) עבור 1 שעות בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את הפתרון החוסם, ולהוסיף 150 μL של נוגדנים ראשוניים רצויים מדוללים חסימת פתרון. עבור מכתים כפול, להכין דילולים עובדים של נוגדנים עיקריים צינורות צנטריפוגה נפרדים על קרח כדלקמן: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 1: 300 דילול של פיברונקטין נגד + 1: 200 דילול של אנטי-nestin בחסימת פתרון. כן 1: 250 דילול של אנטי-SERPINH1 + 1: 1,000 דילול של אנטי-Tuj1 בחסימת פתרון. כן 1: 250 דילול-SERPINH1 נגד + 1: 100 דילול של Sox2 אנטי בחסימת פתרון </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה על 4 מעלות צלזיוס למשך הלילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את בארות 3 פעמים עם 1X PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 1 עובד: דילול 400 של fluorescently שכותרתו נוגדנים משני עזים נגד ארנב (ירוק; Ex / Em 2 </sעד&gt; 495/519 ננומטר) אנטי עכבר עז (אדום; Ex / Em 2 590/617 ננומטר) בתמיסת חסימה ולהוסיף 100 μL היטב כל אחד. דגירה של 1 ש &#39;, בחושך, בטמפרטורת החדר. לאחר מכן לשטוף בארות פעם עם 1x PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 100 μL של 1 מיקרוגרם / מ&quot;ל Hoechst 33342 (כחול; Ex / Em 2 358/461 ננומטר) פתרון לכל היטב דגירה בחושך במשך 3 דקות. לשטוף בארות 3 פעמים עם 1X PBS, עוזב בכביסת 1x PBS הסופית באר, ולכסות את השקופית עם רדיד אלומיניום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח התאים תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי. </li></ol>

<ol>
	<li>Decimo, I., Fumagalli, G., Berton, V., Krampera, M., Bifari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meninges:+from+protective+membrane+to+stem+cell+niche.">Meninges: from protective membrane to stem cell niche.</a> Am J Stem Cells. 1 (2), 92-105 (2012).</li><li>Bifari, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+stem/progenitor+cells+with+neuronal+differentiation+potential+reside+in+the+leptomeningeal+niche.">Novel stem/progenitor cells with neuronal differentiation potential reside in the leptomeningeal niche.</a> J Cell Mol Med. 13 (9B), 3195-3208 (2009).</li><li>Bifari, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meninges+harbor+cells+expressing+neural+precursor+markers+during+development+and+adulthood.">Meninges harbor cells expressing neural precursor markers during development and adulthood.</a> Front Cell Neurosci. 9, 383 (2015).</li><li>Decimo, I., Bifari, F., Krampera, M., Fumagalli, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+stem+cell+niches+in+health+and+diseases.">Neural stem cell niches in health and diseases.</a> Curr Pharm Des. 18 (13), 1755-1783 (2012).</li><li>Hayashi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meningeal+cells+induce+dopaminergic+neurons+from+embryonic+stem+cells.">Meningeal cells induce dopaminergic neurons from embryonic stem cells.</a> Eur J Neurosci. 27 (2), 261-268 (2008).</li><li>Nakagomi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leptomeningeal-derived+doublecortin-expressing+cells+in+poststroke+brain.">Leptomeningeal-derived doublecortin-expressing cells in poststroke brain.</a> Stem Cells Dev. 21 (13), 2350-2354 (2012).</li><li>Hjelm, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+autopsy+donor-derived+somatic+cells.">Induction of pluripotent stem cells from autopsy donor-derived somatic cells.</a> Neurosci Lett. 502 (3), 219-224 (2011).</li><li>Hjelm, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro-differentiated+neural+cell+cultures+progress+towards+donor-identical+brain+tissue.">In vitro-differentiated neural cell cultures progress towards donor-identical brain tissue.</a> Hum Mol Genet. 22 (17), 3534-3546 (2013).</li><li>Meske, V., Albert, F., Wehser, R., Ohm, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+autopsy-derived+fibroblasts+as+a+tool+to+study+systemic+alterations+in+human+neurodegenerative+disorders+such+as+Alzheimer's+disease--methodological+investigations.">Culture of autopsy-derived fibroblasts as a tool to study systemic alterations in human neurodegenerative disorders such as Alzheimer's disease--methodological investigations.</a> J Neural Transm (Vienna). 106 (5-6), 537-548 (1999).</li><li>Bliss, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+postmortem+human+dura+mater+and+scalp+for+deriving+human+fibroblast+cultures.">Use of postmortem human dura mater and scalp for deriving human fibroblast cultures.</a> PLoS One. 7 (9), e45282 (2012).</li><li>Sproul, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+iPSC+lines+from+archived+non-cryoprotected+biobanked+dura+mater.">Generation of iPSC lines from archived non-cryoprotected biobanked dura mater.</a> Acta Neuropathol Commun. 2, 4 (2014).</li><li>Adler, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+clinical+diagnostic+accuracy+of+early+vs+advanced+Parkinson+disease:+clinicopathologic+study.">Low clinical diagnostic accuracy of early vs advanced Parkinson disease: clinicopathologic study.</a> Neurology. 83 (5), 406-412 (2014).</li><li>Hughes, A. J., Daniel, S. E., Kilford, L., Lees, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+clinical+diagnosis+of+idiopathic+Parkinson's+disease:+a+clinico-pathological+study+of+100+cases.">Accuracy of clinical diagnosis of idiopathic Parkinson's disease: a clinico-pathological study of 100 cases.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 55 (3), 181-184 (1992).</li><li>Hughes, A. J., Daniel, S. E., Lees, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+accuracy+of+clinical+diagnosis+of+Lewy+body+Parkinson's+disease.">Improved accuracy of clinical diagnosis of Lewy body Parkinson's disease.</a> Neurology. 57 (8), 1497-1499 (2001).</li><li>Langston, J. W., Sch&#252;le, B., Rees, L., Nichols, R. J., Barlow, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multisystem+Lewy+body+disease+and+the+other+parkinsonian+disorders.">Multisystem Lewy body disease and the other parkinsonian disorders.</a> Nature Genetics. 47 (12), 1378-1384 (2015).</li><li>Vangipuram, M., Ting, D., Kim, S., Diaz, R., Sch&#252;le, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skin+punch+biopsy+explant+culture+for+derivation+of+primary+human+fibroblasts.">Skin punch biopsy explant culture for derivation of primary human fibroblasts.</a> J Vis Exp. (77), e3779 (2013).</li><li>Byers, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SNCA+triplication+Parkinson's+patient's+iPSC-derived+DA+neurons+accumulate+alpha-synuclein+and+are+susceptible+to+oxidative+stress.">SNCA triplication Parkinson's patient's iPSC-derived DA neurons accumulate alpha-synuclein and are susceptible to oxidative stress.</a> PLoS One. 6 (11), e26159 (2011).</li><li>Sanders, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LRRK2+mutations+cause+mitochondrial+DNA+damage+in+iPSC-derived+neural+cells+from+Parkinson's+disease+patients:+reversal+by+gene+correction.">LRRK2 mutations cause mitochondrial DNA damage in iPSC-derived neural cells from Parkinson's disease patients: reversal by gene correction.</a> Neurobiol Dis. 62, 381-386 (2014).</li><li>Beevers, J. E., Caffrey, T. M., Wade-Martins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cell+(iPSC)-derived+dopaminergic+models+of+Parkinson's+disease.">Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived dopaminergic models of Parkinson's disease.</a> Biochem Soc Trans. 41 (6), 1503-1508 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

פרוטוקול זה מתאר פרוטוקול פשוט חזק כדי להפיק תרבות פיברובלסטים קרום מוח מן leptomeninges שלאחר המוות האנושי שנאסף יחד עם תרומת מוח. יש מעט מאוד תיאורים של פרוטוקולים לגזור בתרביות תאים מן החומר האנושי לאחר המוות. שני מחקרים לתאר תרבויות עור נגזרת פיברובלסטים 7,...

קרום המוח מורכב משלוש ממברנות כי להגן על המוח: דורת מאטר, מאטר נואיד והפיאה. לאחרונה, הוא הוכר כי קרומי המוח גם לשחק תפקיד חשוב הומאוסטזיס התפתחות המוח והמוח 1. קרום המוח נגזר mesenchymal ותאי הנגזרות רכס עצביים ומעניין, הוכיח כי ובתאים המתגוררים קרום מוח יכול להצמיח נוירונים במבחנה ואחרי השתלת in vivo 2, 3, 4. תרבויות קרום המוח כבר גם השתמשו בהצלחה כמו שכבות מזינות, כפי שהוא בעלי פעילות התרמת תאים שמקורם סטרומה לבידול של תאי גזע עובריים לתוך נוירונים דופאמינרגיים 5. יתר על כן, יש leptomeninges פוטנציאל להבדיל ישירות לתוך הנוירונים, האסטרוציטים, ו oligodendrocytes בתנאים איסכמי 6. עבור פרוטוקול זה, דגימות קרום מוח שלאחר מות אדם נאספות מאטר נואיד ופיאה, שנקראות באופן leptomeninges, ו נרכשות במסגרת תרומת מוח אנושית למטרות מחקר. Dissection של המוח מתבצע תוך 24 שעות של מוות המדגם leptomeninges מושם בתקשורת צמיחה הקרה לעיבוד נוסף בתוך 6-8 השעות הבאות כפי שמודגם כאן בפרוטוקול זה. פרוטוקול זה מתאר את לנתיחה והכנה דגימות קרום מוח האנושי לפיתוח תרבית תאי leptomeninges העיקרי חולה. הרקמה היא חתכה לתוך 25-30 חתיכות של כ 3 מ&quot;מ x 3 ריבועים מ&quot;מ. שלוש יצירות ממוקמות בכל 6-גם ג&#39;לטין מצופה היטב והחזיקה עם coverslips זכוכית עגול. דיסקציה הקרום המוח לוקח בערך 25-35 דקות. האתגר העיקרי עם תרבות זו הוא עקרות כמו רכש המוח, תחבורה לנתיחה לא מבוצעות בדרך כלל בתנאים סטריליים. Therefore, חשוב להשלים את תרבות התקשורת עם קוקטייל של פניצילין, סטרפטומיצין, ו- B amphotericin ולהשתמש מנות רבות גם בנפרד חתיכות רקמת תרבות. תולדה של פיברובלסטים קרום המוח מתרחשת בדרך כלל בתוך השבוע הראשון. מדיה מוחלפת מדי יומית שלוש עד תאים ומחוברות התאים passaged enzymatically. הפיברובלסטים קרום המוח הם cryopreserved ב 1 מיליון תאים לכל מ&quot;ל / בקבוקון בתקשורת cryopreservation. עם פרוטוקול זה, 20-30 מיליון פיברובלסטים קרום המוח ניתן לגזור 6-8 שבועות עבור cryopreservation. יישומי Downstream של פיברובלסטים קרום המוח אלה תרבויות עיקריות למחקר מחלה, והבחנה עצבית ישירה או גזירה של תאי גזע מושרים מן leptomeninges להבנה של מנגנוני מחלה ו לפיתוח תרופות.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1256">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:459px;">Corning Petri dishes</td>
			<td style="width:187px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">351029</td>
			<td style="width:485px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nunc 6-well plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-832-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">15-mm cover slips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td colspan="2">12-545-83 15CIR-1D</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpels, sterile blade, No. 15</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Curved precision tip forceps</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>16-100-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Serological pipettes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-678-11E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pasteur pipettes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-230490</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gelatin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G1890-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phosphate Buffer Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH30264.02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Corning 500 mL filter unit</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>430770</td>
			<td>Combine media components and filter.</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Nunc Cell Culture Treated Flasks with Filter Caps, T175 cm2&#160;</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>178883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">Growth Media</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Hyclone DMEM</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH30081.02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hyclone FBS</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH30910.03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100x)</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>11140-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">GlutaMAX Supplement (100x)</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>35050-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Pyruvate (100 mM)</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>11360-070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Amphotericin B (Yellow Solution/250 &#181;g/mL)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP264520</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bambanker Freeze 120 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9582225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">Fibronectin Staining</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">8 well chamber slides&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>1256518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">20% paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Triton X-100&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100% Glycerol&#160;</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>9455</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100% normal goat serum&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>101098-382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-Fibronectin antibody [F1]</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab32419</td>
			<td>1:300 dilution in blocking solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-SERPINH1</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5950-200ul</td>
			<td>1:250 dilution in blocking solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-SOX2</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB4343</td>
			<td>1:100 dilution in blocking solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-Nestin</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB5326</td>
			<td>1:200 dilution in blocking solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-TUJ1</td>
			<td>Covance</td>
			<td>MMS-435P</td>
			<td>1:1000 dilution in blocking solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488 anti-rabbit</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>A11029</td>
			<td>1:400 dilution in blocking solution; (green channel; Ex/Em2 495/519 nm)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 555 anti-mouse</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>A21424</td>
			<td>1:400 dilution in blocking solution; (red channel; Ex/Em2 590/617 nm)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hoechst 33342 stain</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>H3570</td>
			<td>dilute to a final concentration of 1.0 &#956;g/ml; (blue channel; Ex/Em2 358/461 nm)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="2" height="21" style="height:21px;">Suppliers are suggestions, similar products from alternative vendors can be used as well.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

derivation of leptomeninges explant cultures from postmortem human brain donors

למרות התקדמות גדולה נעשתה באפיון הקליני של מחלת פרקינסון, מספר מחקרים מדווחים כי האבחנה של מחלת פרקינסון לא אשרה פתולוגית של עד 25% של מאובחנים קליני מחלת פרקינסון. לכן, רקמה שנאספו חולים שאובחנו קלינית עם מחלת פרקינסון אידיופטית יכול יש שיעור גבוה של אבחנה מוטעית; ומכאן במבחנה מרקמות כגון ללמוד מחלת פרקינסון כמודל פרה-קליני יכול להיות עקר. על ידי איסוף leptomeninges אדם לאחר המוות עם אבחנת נוירו אשרה של מחלת פרקינסון מתאפיין אובדן תא nigrostriatal תכלילים חלבון תאי בשם גופיפי לוי, אחד יכול להיות בטוח כי פרקינסון קליני שנצפה אינו נגרם על ידי אחר תהליך מחלה (למשל גידול, טרשת עורקת). presen פרוטוקול זהts לנתיחה והכנת leptomeninges אדם לאחר מות גזירה של תרבות פיברובלסטים קרום מוח. הליך זה הוא איתן ויש לה שיעור הצלחה גבוה. האתגר של התרבות הוא סטריליות כמו רכש המוח הוא בדרך כלל לא להתבצע בתנאים סטריליים. לכן, חשוב להשלים את תרבות התקשורת עם קוקטייל של פניצילין, סטרפטומיצין, ו amphotericin B. על הגזרה של פיברובלסטים קרום מוח ממקרי נתיחה-אשר עם מחלת הפרקינסון מספקת את הבסיס לפיתוח מודלים במבחנה של מחלת פרקינסון. פיברובלסטים קרום המוח להופיע 3-9 ימים לאחר הכנת המדגם כ 20-30 מיליון תאים ניתן cryopreserved ב 6-8 שבועות. תרבות פיברובלסטים קרום המוח היא הומוגנית והתאים להביע פיברונקטין, סמן נפוץ לזהות קרומי המוח.

כאשר פרוטוקול עיבוד leptomeninges הצליח, תולדה של פיברובלסטים קרום המוח היא ראשונה שנצפתה שלושה תשעה ימים אחרי הניתוח, אם כי זה יכול להיות תלוי באורך של מרווח שלאחר מוות של המוח. איור 1 מדגים תרבויות פיברובלסטים קרום המוח של ארבעה תורמים שונים. <stro...

Watch this Scientific Journal Video about Derivation of Leptomeninges Explant Cultures from Postmortem Human Brain Donors at JoVE.com

Derivation of Leptomeninges Explant Cultures from Postmortem Human Brain Donors

פרוטוקול תרבות leptomeninges explant מהמוח שלאחר מוות האנושי הוא דרך חזקה ופשוט טכניים לגזור פיברובלסטים קרום מוח חיובי פיברונקטין בתוך 6-8 שבועות cryopreserve כ 20-30 מיליון תאים.

תורם גזירת תרבויות Leptomeninges explant מן לאחר מות המוח האנושי

Even though great progress has been made in the clinical characterization of Parkinson&#39;s disease, several studies report that the diagnosis of ...

derivation-leptomeninges-explant-cultures-from-postmortem-human-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K Views.  Parkinson’s Institute and Clinical Center.  פרוטוקול תרבות leptomeninges explant מהמוח שלאחר מוות האנושי הוא דרך חזקה ופשוט טכניים לגזור פיברובלסטים קרום מוח חיובי פיברונקטין בתוך 6-8 שבועות cryopreserve כ 20-30 מיליון תאים. 

Video: Derivation of Leptomeninges Explant Cultures from Postmortem Human Brain Donors

DiOLISTIC Labeling of Neurons from Rodent and Non-human Primate Brain Slices

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; Gan et al., 2000). Here we provide a detailed description of each step required together with exemplary images of good and bad outcomes that will help when setting up the technique. In our experience, a few steps proved critical for the successful application of DiOLISTICS. These considerations include the quality of the DiI-coated bullets, the extent of fixative exposure, and the concentration of detergent used in the incubation solutions. Tips and solutions for common problems are provided. This is a versatile labeling technique that can be applied to multiple animal species at a wide range of ages. Unlike other fluorescent labeling techniques that are limited to preparations from young animals or restricted to mice because they rely on the expression of a fluorescent transgene, DiOLISTIC labeling can be applied to animals of all ages, species and genotypes and it can be used in combination with immunostaining to identify a specific subpopulation of cells. Here we demonstrate the use of DiOLISTICS to label neurons in brain slices from adult mice and adult non-human primates with the purpose of quantifying dendrite branching and dendritic spine morphology.

We demonstrate the use of the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons in brain slices from rodents and non-human primates of different ages. In this particular case, we use adult mice (3-6 months old) and adult cynomologus monkeys (9-15 years old). This technique, originally described by the laboratory of Dr. Lichtman (Gan et al., 2000), is well suited for the study of dendritic branching and dendritic spine morphology and can be combined with traditional immunostaining, if detergents are kept at a low concentration.

תיוג DiOLISTIC של הנוירונים מפני מכרסמים שאינן פרוסות המוח האנושי הפרימאטים

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; ...

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Multi-אלקטרודה מערך הקלטות של מפולות העצבית תרבויות Organotypic

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

גזירת יעיל של אבות עצב נוירונים האדם מן האדם תאים pluripotent גזע עובריים עם אינדוקציה מולקולה קטנה

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Derivation of Enriched Oligodendrocyte Cultures and Oligodendrocyte/Neuron Myelinating Co-cultures from Post-natal Murine Tissues

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications for understanding the pathogenesis of demyelinating diseases such as Multiple Sclerosis (MS). Cellular development is commonly studied with primary cell culture models. Primary cell culture facilitates the evaluation of a given cell type by providing a controlled environment, free of the extraneous variables that are present in vivo. While OL cultures derived from rats have provided a vast amount of insight into OL biology, similar efforts at establishing OL cultures from mice has been met with major obstacles. Developing methods to culture murine primary OLs is imperative in order to take advantage of the available transgenic mouse lines. 
Multiple methods for extraction of OPCs from rodent tissue have been described, ranging from neurosphere derivation, differential adhesion purification and immunopurification 1-3. While many methods offer success, most require extensive culture times and/or costly equipment/reagents. To circumvent this, purifying OPCs from murine tissue with an adaptation of the method originally described by McCarthy &amp; 
de Vellis 2 is preferred. This method involves physically separating OPCs from a mixed glial culture derived from neonatal rodent cortices. The result is a purified OPC population that can be differentiated into an OL-enriched culture. This approach is appealing due to its relatively short culture time and the unnecessary requirement for growth factors or immunopanning antibodies. 
While exploring the mechanisms of OL development in a purified culture is informative, it does not provide the most physiologically relevant environment for assessing myelin sheath formation. Co-culturing OLs with neurons would lend insight into the molecular underpinnings regulating OL-mediated myelination of axons. For many OL/neuron co-culture studies, dorsal root ganglion neurons (DRGNs) have proven to be the neuron type of choice. They are ideal for co-culture with OLs due to their ease of extraction, minimal amount of contaminating cells, and formation of dense neurite beds. While studies using rat/mouse myelinating xenocultures have been published 4-6, a method for the derivation of such OL/DRGN myelinating co-cultures from post-natal murine tissue has not been described. Here we present detailed methods on how to effectively produce such cultures, along with examples of expected results. These methods are useful for addressing questions relevant to OL development/myelinating function, and are useful tools in the field of neuroscience.

This article describes methods to derive enriched populations of murine oligodendrocyte precursor cells (OPCs) in primary culture, which differentiate to produce mature oligodendrocytes (OLs). In addition, this report describes techniques to produce murine myelinating co-cultures by seeding mouse OPCs onto a neurite bed of mouse dorsal root ganglion neurons (DRGNs).

גזירת תרבויות Oligodendrocyte מועשר Neuron Oligodendrocyte / Myelinating משותף תרבויות מן שלאחר הלידה רקמות Murine

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications ...

Derivation of Glial Restricted Precursors from E13 mice

This is a protocol for derivation of glial restricted precursor (GRP) cells from the spinal cord of E13 mouse fetuses. These cells are early precursors within the oligodendrocytic cell lineage. Recently, these cells have been studied as potential source for restorative therapies in white matter diseases. Periventricular leukomalacia (PVL) is the leading cause of non-genetic white matter disease in childhood and affects up to 50% of extremely premature infants. The data suggest a heightened susceptibility of the developing brain to hypoxia-ischemia, oxidative stress and excitotoxicity that selectively targets nascent white matter. Glial restricted precursors (GRP), oligodendrocyte progenitor cells (OPC) and immature oligodendrocytes (preOL) seem to be key players in the development of PVL and are the subject of continuing studies. Furthermore, previous studies have identified a subset of CNS tissue that has increased susceptibility to glutamate excitotoxicity as well as a developmental pattern to this susceptibility. Our laboratory is currently investigating the role of oligodendrocyte progenitors in PVL and use cells at the GRP stage of development. We utilize these derived GRP cells in several experimental paradigms to test their response to select stresses consistent with PVL. GRP cells can be manipulated in vitro into OPCs and preOL for transplantation experiments with mouse PVL models and in vitro models of PVL-like insults including hypoxia-ischemia. By using cultured cells and in vitro studies there would be reduced variability between experiments which facilitates interpretation of the data. Cultured cells also allows for enrichment of the GRP population while minimizing the impact of contaminating cells of non-GRP phenotype.

This protocol outlines the derivation of Glial Restricted Precursors from fetal spinal cords and maintained in vitro either for transplantation or for the study of oligodendrocytic lineage.

הגזירה של מבשרי מוגבלים גליה מ E13 עכברים

This is a protocol for derivation of glial restricted precursor (GRP) cells from the spinal cord of E13 mouse fetuses. These cells are early precursors ...

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

תרבויות Explant עצביות מן<em&gt; Xenopus laevis</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Progenitor-derived Oligodendrocyte Culture System from Human Fetal Brain

Differentiation of human neural progenitors into neuronal and glial cell types offers a model to study and compare molecular regulation of neural cell lineage development. In vitro expansion of neural progenitors from fetal CNS tissue has been well characterized. Despite the identification and isolation of glial progenitors from adult human sub-cortical white matter and development of various culture conditions to direct differentiation of fetal neural progenitors into myelin producing oligodendrocytes, acquiring sufficient human oligodendrocytes for in vitro experimentation remains difficult. Differentiation of galactocerebroside+ (GalC) and O4+ oligodendrocyte precursor or progenitor cells (OPC) from neural precursor cells has been reported using second trimester fetal brain. However, these cells do not proliferate in the absence of support cells including astrocytes and neurons, and are lost quickly over time in culture. The need remains for a culture system to produce cells of the oligodendrocyte lineage suitable for in vitro experimentation.
Culture of primary human oligodendrocytes could, for example, be a useful model to study the pathogenesis of neurotropic infectious agents like the human polyomavirus, JCV, that in vivo infects those cells. These cultured cells could also provide models of other demyelinating diseases of the central nervous system (CNS). Primary, human fetal brain-derived, multipotential neural progenitor cells proliferate in vitro while maintaining the capacity to differentiate into neurons (progenitor-derived neurons, PDN) and astrocytes (progenitor-derived astrocytes, PDA) This study shows that neural progenitors can be induced to differentiate through many of the stages of oligodendrocytic lineage development (progenitor-derived oligodendrocytes, PDO). We culture neural progenitor cells in DMEM-F12 serum-free media supplemented with basic fibroblast growth factor (bFGF), platelet derived growth factor (PDGF-AA), Sonic hedgehog (Shh), neurotrophic factor 3 (NT-3), N-2 and triiodothyronine (T3). The cultured cells are passaged at 2.5e6 cells per 75cm flasks approximately every seven days. Using these conditions, the majority of the cells in culture maintain a morphology characterized by few processes and express markers of pre-oligodendrocyte cells, such as A2B5 and O-4. When we remove the four growth factors (GF) (bFGF, PDGF-AA, Shh, NT-3) and add conditioned media from PDN, the cells start to acquire more processes and express markers specific of oligodendrocyte differentiation, such as GalC and myelin basic protein (MBP). We performed phenotypic characterization using multicolor flow cytometry to identify unique markers of oligodendrocyte.

Primary, human fetal brain-derived, multipotential progenitor cells proliferate in vitro while maintaining the capacity to differentiate into neurons and astrocytes. This work shows that neural progenitors can be induced to differentiate through stages of the oligodendrocytic lineage by conditioning with select growth factors.

מערכת מוליד-נגזר Oligodendrocyte תרבות ממוח העוברי של אדם

Differentiation of human neural progenitors into neuronal and glial cell types offers a model to study and compare molecular regulation of neural cell ...

Feeder-free Derivation of Neural Crest Progenitor Cells from Human Pluripotent Stem Cells

Human pluripotent stem cells (hPSCs) have great potential for studying human embryonic development, for modeling human diseases in the dish and as a source of transplantable cells for regenerative applications after disease or accidents. Neural crest (NC) cells are the precursors for a large variety of adult somatic cells, such as cells from the peripheral nervous system and glia, melanocytes and mesenchymal cells. They are a valuable source of cells to study aspects of human embryonic development, including cell fate specification and migration. Further differentiation of NC progenitor cells into terminally differentiated cell types offers the possibility to model human diseases in vitro, investigate disease mechanisms and generate cells for regenerative medicine. This article presents the adaptation of a currently available in vitro differentiation protocol for the derivation of NC cells from hPSCs. This new protocol requires 18 days of differentiation, is feeder-free, easily scalable and highly reproducible among human embryonic stem cell (hESC) lines as well as human induced pluripotent stem cell (hiPSC) lines. Both old and new protocols yield NC cells of equal identity.

Neural crest (NC) cells derived from human pluripotent stem cells (hPSC) have great potential for modeling human development and disease and for cell replacement therapies. Here, a feeder-free adaptation of the currently widely used in vitro differentiation protocol for the derivation of NC cells from hPSCs is presented.

גזירה ללא מזין של תאים עצביים קרסט אב קדמון מפלוריפוטנטיים אדם בתאי גזע

Human pluripotent stem cells (hPSCs) have great potential for studying human embryonic development, for modeling human diseases in the dish and as a ...

High-resolution Structural Magnetic Resonance Imaging of the Human Subcortex In Vivo and Postmortem

The focus of this study was to test the resolution limits of structural MRI of a postmortem brain compared to living human brains. The resolution of structural MRI in vivo is ultimately limited by physiological noise, including pulsation, respiration and head movement. Although imaging hardware continues to improve, it is still difficult to resolve structures on the millimeter scale. For example, the primary visual sensory pathways synapse at the lateral geniculate nucleus (LGN), a visual relay and control nucleus in the thalamus that normally is organized into six interleaved monocular layers. Neuroimaging studies have not been able to reliably distinguish these layers due their small size that are less than 1 mm thick.
The resolving limit of structural MRI, in a postmortem brain was tested using multiple images averaged over a long duration (~24 h). The purpose was to test whether it was possible to resolve the individual layers of the LGN in the absence of physiological noise. A proton density (PD)1 weighted pulse sequence was used with varying resolution and other parameters to determine the minimum number of images necessary to be registered and averaged to reliably distinguish the LGN and other subcortical regions. The results were also compared to images acquired in living human brains. In vivo subjects were scanned in order to determine the additional effects of physiological noise on the minimum number of PD scans needed to differentiate subcortical structures, useful in clinical applications.

High-resolution Structural Magnetic Resonance Imaging of the Human Subcortex In Vivo and Postmortem

Here we present a protocol to determine the minimum number images that needed to be registered and averaged to resolve subcortical structures and test whether the individual layers of the LGN could be resolved in the absence of physiological noise.

הדמיית תהודה מגנטית מבנית ברזולוציה גבוהה של תת-הקליפה&quot; האדם<I&gt; In vivo</I&gt; ולאחר המוות

The focus of this study was to test the resolution limits of structural MRI of a postmortem brain compared to living human brains. The resolution of ...

Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic strategies that hold the promise to enhance brain drug delivery, improve brain protection, and treat brain disorders. However, studying the human blood-brain barrier function is challenging. Thus, there is a critical need for appropriate models. In this regard, brain capillaries isolated from human brain tissue represent a unique tool to study barrier function as close to the human in vivo situation as possible. Here, we describe an optimized protocol to isolate capillaries from human brain tissue at a high yield and with consistent quality and purity. Capillaries are isolated from fresh human brain tissue using mechanical homogenization, density-gradient centrifugation, and filtration. After the isolation, the human brain capillaries can be used for various applications including leakage assays, live cell imaging, and immune-based assays to study protein expression and function, enzyme activity, or intracellular signaling. Isolated human brain capillaries are a unique model to elucidate the regulation of the human blood-brain barrier function. This model can provide insights into central nervous system (CNS) pathogenesis, which will help the development of therapeutic strategies for treating CNS disorders.

Isolated brain capillaries from human brain tissue can be used as a preclinical model to study barrier function under physiological and pathophysiological conditions. Here, we present an optimized protocol to isolate brain capillaries from fresh human brain tissue.

בידוד של נימים מוחי מרקמות המוח האנושי טריים

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic ...