תמיכה כספית במחקר זה ניתנה על ידי לאומי מפתח מחקר ופיתוח התוכנית (2016YFC1200601) ואת הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (31390421).

1. Whitefly Rearing ומין מינים זיהוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על מינים לבן על כותנה Gossypium hirsutum (Malvaceae) (cv. Zian-mian 1973) בכלובים בתנאים סטנדרטיים של 27 ± 1 ° C, לחות 70 ± 10% ו 14 שעות אור: 10 שעות משטר כהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף לבן יחיד מבוגר ו homogenize ב 30 μL של חיץ תמוגה (10 מ&quot;מ טריס, pH 8.4, 50 מ&quot;מ KCl, 0.45% [wt / vol] Tween-20, 0.2% [wt / vol] ג &#39;לטין, 0.45% [vol / Vol] Nonidet P 40, 60 גרם / מ&quot;ל ​​Proteinase K). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה homogenate ב 65 מעלות צלזיוס למשך 1 שעות ולאחר מכן 100 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות. הערה: זמן דגירה על 65 מעלות צלזיוס ניתן להגדיל אם יש צורך. זמן דגירה על 100 מעלות צלזיוס צריך להיות מבוקר בביקורתית מספיק להשבית Proteinase K ולהימנע נזק DNA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את התגובה שרשרת פולימראז (PCR) באמצעות DNA לבן (שנרכש בסעיף 1.3) על בסיס אוקטידאז ציטוכרום המיטוכונדריה אני primers. COI-F: 5&#39;-TTGATTTTTGGTCATCCAGAAGT-3 &#39; COI-R: 5&#39;-TAATATGGAGATTAGTGCATTGGA-3 &#39; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את התגובות PCR בנפח סופי של 25 μL המכיל 1 U של פולימרז DNA Taq , 2.5 מאגר μL 10x, 0.2 מ&quot;מ dNTP, 0.2 מ&quot;מ של כל תחל ו 2 μL של DNA לבן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתנאים הבאים הליך PCR: denaturation הראשונית 95 מעלות צלזיוס במשך 3 דקות ואחריו 35 מחזורים של 95 מעלות צלזיוס במשך 45 שניות (denaturation), 50 מעלות צלזיוס במשך 45 שניות (חישול) ו 72 מעלות צלזיוס למשך 1 דקות (הרחבה) ו עוד 10 דקות ב 72 מעלות צלזיוס להארכה נוספת. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את המוצר מוגבר PCR באמצעות ערכת ג &#39;ל DNA החילוץ עם פרוטוקול מומלץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רצף דגימות DNA מטוהרים עם דגימה דנ&quot;א רצף המערכת בעקבות ההוראה של היצרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את sequences באמצעות כלי בסיסי מקומי יישור כלי (BLAST) כדי לזהות את מינים סתומים של זבוב לבן ולמנוע זיהום של speci אחריםEs. </li></ol> 2. זיהוי Endosymbiont לוקליזציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע PCR על DNA לבן (שנרכש בשלב 1.3) כדי להגביר את הגנים הספציפיים של endosymbiont כל בתוך whitefly (מתכון ה- PCR מתואר בסעיף 1.4, ו PCR נהלים פריימרים המפורטים בטבלה 1 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נושא המדגם מוגבר על ג&#39;ל אלקטרופורזה agarose על פי פרוטוקול שפורסם בעבר 20 (1% agarose ג&#39;ל, Tris-אצטט-EDTA כמו חיץ פועל, מתח 5 V / cm) כדי לזהות את הגן הספציפי של כל חיידק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר ורצף כל הלהקה כדי לקבוע את מינים חיידקי בתוך whitefly (ראה סעיפים 1.5-1.7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע הקרינה באתר הכלאות (FISH) על whiteflies לזהות את המיקום של endosymbionts על פי פרוטוקול שפורסם בעבר 19 . הערה: יש להגדיל את הריכוז של בדיקות פלורסנט במידת הצורך. </li></oL&gt; 3. הילוכים אלקטרונים מיקרוסקופית (TEM) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול לתקן whiteflies במאגר פוספט (0.1 M, pH 7.0) המכיל 2.5% [vol / vol] glutaraldehyde עבור 4 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את דגימות במאגר פוספט (0.1 M, pH 7.0) שלוש פעמים, 15 דקות בכל פעם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול ולתקן את דגימות שוב במאגר פוספט (0.1 M, pH 7.0) המכיל 1% [wt / vol] OsO 4 עבור 2 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייבשים את הדגימות על ידי סדרה מדורגת של אתנול (30%, 50%, 70%, 80%, 90%, 95% ו 100%), 15 דקות בכל פעם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברה לטבול את דגימות לתוך אצטון 100% במשך 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הדגימות בתערובת של אצטון 100% ו 100% שרף spurr (1: 1) במשך שעה 1 בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את הדגימות לתערובת של אצטון 100% ו 100% שרף Spurr (1: 3) במשך 3 שעות בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברה לטבול את דגימות 100% שרף spurr (מודגרות על 70 מעלות צלזיוס) במשך יותר מ 9 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סעיף דגימות פרפר באמצעות מיקרולי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כתם את הסרטים דק במיוחד (שנרכש בסעיף 3.9) על ידי טבילה ב אצטט uranyl מוחלטת עבור 5-10 דקות, ואחריו טבילה ב 50% אלקטרלי ציטראט להוביל עוד 5-10 דקות. הערה: כרכים של ריאגנטים מנוצל בסעיף 3.1-3.10 תלויים הדגימות. ודא דגימות שקועים ריאגנטים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו לב לדגימות במיקרוסקופ אלקטרונים בתדר (15,000X) כדי לקבוע את לוקליזציה, צורה וגודל של חיידקים לשימוש נוסף (ראה סעיף 4.6). </li></ol> 4. Whitefly Bacteriome Dissection וטיהור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 100 μL של פתרון 1x PBS על שקופית מיקרוסקופ. בחר כמה 3 rd או 4 th נימפות מן העלים כותנה לטבול אותם לתוך הפתרון PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מחטים אנטומולוגיים בסדר תחת stereomicroscope ולמשוך את הבקטריומים מתוך הגוף פרפר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך בעדינות חור בצד אחד של נימפה, ולחץ מעט על השניבצד לתת את הבקטריומים החוצה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר microloader 20 μL (עם לחתוך את קצה מוביל כדי לענות על גודל bacteriome) על פיפטה 0.5-10 μL. לחלץ את החיידק הפרט מתוך הפתרון PBS לתוך microloader. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את bacteriome לחסל את הזיהום של רקמות רקמות אחרות על ידי pipetting את הבקטריום לתוך הפתרון PBS ולחלץ את הבקטריום. חזור שלוש פעמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיד פיפטה הבקטריום שטף לתוך צינור צנטריפוגה המכיל 60 μL של פתרון PBS 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מזרק לסנן את bacteriome התאספו באמצעות 5 קרום מסנן מיקרומטר (נקבע על ידי גדלים של חיידקים וגרעין של bacteriocyte ב whitefly). חזור על מספר פעמים כדי להעביר את הנוזל המעורב דרך קרום המסנן ביסודיות. הערה: כדי להשיג תוצאה טובה יותר של הגברה ורצף, להרכיב מעל 100 bacteriomes. רטוב קרום המסנן הראשון באמצעות פתרון 1x PBS כדי להפחית את אובדן החיידקיםמחייב את הממברנה. </li></ol> 5. הגברה של הגנום Endosymbiont <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביר את תסנין (בעיקר המכיל endosymbionts של פרפר) באמצעות ערכת הגברה DNA על ידי פרוטוקול מומלץ עם שינוי כלשהו. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את הפרוטוקול המומלץ של הגברה של DNA גנומי מן הדם או תאים ולהכין D2 חיץ לניסוי הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף ישירות 1.5 μL של תסנין (ראה סעיף 4.6) לצינור צנטריפוגה, ואחריו μL 1.5 של D2 הצפת ומערבבים היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדגור על הקרח במשך 10 דקות ולהוסיף 1.5 μL של פתרון להפסיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 15 μL של חיץ התגובה 1 μL של פולימראז DNA לערבב בעדינות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדגור את התערובת על 30 מעלות צלזיוס במשך 16 שעות, ואחריו 3 דקות ב 65 מעלות צלזיוס. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע PCR ישירות על סינון מוגבר (לדלל את הדגימות מוגבר במידת הצורך) באמצעות פריימרים ספציפיים המיועדים bacטריה כדי לאשר את מינים חיידקים (ראה סעיף 2.1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התנהגות PCR כדי לאשר אם יש זיהום של הגנום המארח באמצעות גרגר לבן בטן אקטין ו EF1 primers על פי השיטה שפורסמה בעבר 21 (מתכון ה- PCR מתואר בסעיף 1.4). </li></ol> 6. Endosymbiont Metagenome רצף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נושא סינון מוגבר ספקטרופוטומטר ו fluorometer (על פי הוראות היצרן) לפני רצף לבדוק את איכות דגימות ואם הדגימות לעמוד בקריטריונים של רצף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נושא המוגבר לרצף הגנום בהתאם להוראות היצרן. </li></ol>

<ol>
	<li>Buchner, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosymbiosis+of+animals+with+plant+microorganisms.">Endosymbiosis of animals with plant microorganisms.</a> J. Basic Microbiol. 7 (2), (1967).</li><li>Sloan, D. B., Moran, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosymbiotic+bacteria+as+a+source+of+carotenoids+in+whiteflies.">Endosymbiotic bacteria as a source of carotenoids in whiteflies.</a> Biol. Letters. 8 (6), 986-989 (2012).</li><li>Stouthamer, R., Breeuwer, J. A., Hurst, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wolbachia+pipientis:+microbial+manipulator+of+arthropod+reproduction.">Wolbachia pipientis: microbial manipulator of arthropod reproduction.</a> Annu. Rev. Microbiol. 53, 71-102 (1999).</li><li>Brumin, M., Kontsedalov, S., Ghanim, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rickettsia+influences+thermotolerance+in+the+whitefly+Bemisia+tabaci+B+biotype.">Rickettsia influences thermotolerance in the whitefly Bemisia tabaci B biotype.</a> Insect Sci. 18 (1), 57-66 (2011).</li><li>Hansen, A. K., Degnan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+expression+of+conserved+small+RNAs+in+small+symbiont+genomes.">Widespread expression of conserved small RNAs in small symbiont genomes.</a> ISME J. 8, 2490-2502 (2014).</li><li>Moran, N. A., McCutcheon, J. P., Nakabachi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomics+and+evolution+of+heritable+bacterial+symbionts.">Genomics and evolution of heritable bacterial symbionts.</a> Annu. Rev. Genet. 42, 165-190 (2008).</li><li>Shigenobu, S., Watanabe, H., Hattori, M., Sakaki, Y., Ishikawa, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+sequence+of+the+endocellular+bacterial+symbiont+of+aphids+Buchnera+sp.+APS.">Genome sequence of the endocellular bacterial symbiont of aphids Buchnera sp. APS.</a> Nature. 407, 81-86 (2000).</li><li>Nikoh, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+origin+of+insect-Wolbachia+nutritional+mutualism.">Evolutionary origin of insect-Wolbachia nutritional mutualism.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (28), 10257-10262 (2014).</li><li>Sloan, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+histories+of+horizontal+gene+transfer+facilitated+extreme+reduction+of+endosymbiont+genomes+in+sap-feeding+insects.">Parallel histories of horizontal gene transfer facilitated extreme reduction of endosymbiont genomes in sap-feeding insects.</a> Mol. Biol. Evol. 31 (4), 857-871 (2014).</li><li>Xue, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomes+of+the+rice+pest+brown+planthopper+and+its+endosymbionts+reveal+complex+complementary+contributions+for+host+adaptation.">Genomes of the rice pest brown planthopper and its endosymbionts reveal complex complementary contributions for host adaptation.</a> Genome Biol. 15 (12), 521 (2014).</li><li>Campbell, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+expansion+via+lineage+splitting+and+genomereduction+in+the+cicada+endosymbiont+Hodgkinia.">Genome expansion via lineage splitting and genomereduction in the cicada endosymbiont Hodgkinia.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (33), 10192-10199 (2015).</li><li>Wilson, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+insight+into+the+amino+acid+relations+of+the+pea+aphid,+Acyrthosiphon+pisum,+with+its+symbiotic+bacterium+Buchnera+aphidicola.">Genomic insight into the amino acid relations of the pea aphid, Acyrthosiphon pisum, with its symbiotic bacterium Buchnera aphidicola.</a> Insect Mol. Biol. 19, 249-258 (2010).</li><li>Degnan, P. H., Ochman, H., Moran, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequence+conservation+and+functional+constraint+on+intergenic+spacers+in+reduced+genomes+of+the+obligate+symbiont+Buchnera.">Sequence conservation and functional constraint on intergenic spacers in reduced genomes of the obligate symbiont Buchnera.</a> PLoS Genet. 7 (9), e1002252 (2011).</li><li>Nakabachi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+160-kilobase+genome+of+the+bacterial+endosymbiont+Carsonella.">The 160-kilobase genome of the bacterial endosymbiont Carsonella.</a> Science. 314 (5797), 267 (2006).</li><li>De Barro, P. J., Liu, S. S., Boykin, L. M., Dinsdale, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bemisia+tabaci:+a+statement+of+species+status.">Bemisia tabaci: a statement of species status.</a> Annu. Rev. Entomol. 56, 1-19 (2011).</li><li>Himler, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+spread+of+a+bacterial+symbiont+in+an+invasive+whitefly+is+driven+by+fitness+benefits+and+female+bias.">Rapid spread of a bacterial symbiont in an invasive whitefly is driven by fitness benefits and female bias.</a> Science. 332 (6026), 254-256 (2011).</li><li>Bing, X. L., Ruan, Y. M., Rao, Q., Wang, X. W., Liu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+secondary+endosymbionts+among+different+putative+species+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Diversity of secondary endosymbionts among different putative species of the whitefly Bemisia tabaci.</a> Insect Sci. 20 (2), 194-206 (2013).</li><li>Bing, X. L., Yang, J., Zchori-Fein, E., Wang, X. W., Liu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+newly+discovered+symbiont+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci+(Hemiptera:+Aleyrodidae).">Characterization of a newly discovered symbiont of the whitefly Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae).</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (2), 569-575 (2013).</li><li>Kliot, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+in+situ+hybridizations+(FISH)+for+the+localization+of+viruses+and+endosymbiotic+bacteria+in+plant+and+insect+tissues.">Fluorescence in situ hybridizations (FISH) for the localization of viruses and endosymbiotic bacteria in plant and insect tissues.</a> J. Vis. Exp. (84), e51030 (2014).</li><li>Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+gel+electrophoresis+for+the+separation+of+DNA+fragments.">Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments.</a> J. Vis. Exp. (62), e3923 (2012).</li><li>Rao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+reduction+and+potential+metabolic+complementation+of+the+dual+endosymbionts+in+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Genome reduction and potential metabolic complementation of the dual endosymbionts in the whitefly Bemisia tabaci.</a> BMC Genomics. 16 (1), 226 (2015).</li><li>Thao, L. L., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+relationships+of+primary+prokaryotic+endosymbionts+of+whiteflies+and+their+hosts.">Evolutionary relationships of primary prokaryotic endosymbionts of whiteflies and their hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70 (6), 3401-3406 (2004).</li><li>Zhu, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequencing+and+comparison+of+the+Rickettsia+genomes+from+the+whitefly+Bemisia+tabaci+Middle+East+Asia+Minor+I.">Sequencing and comparison of the Rickettsia genomes from the whitefly Bemisia tabaci Middle East Asia Minor I.</a> Insect Sci. 23 (4), 531-542 (2016).</li><li>Gottlieb, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+localization+of+a+Rickettsia+sp.+in+Bemisia+tabaci+(HomopteraAleyrodidae).">Identification and localization of a Rickettsia sp. in Bemisia tabaci (HomopteraAleyrodidae).</a> Appl. Environ. Microbiol. 72 (5), 3646-3652 (2006).</li><li>Zhang, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+temporal+changes+of+primary+and+secondary+bacterial+symbionts+and+whitefly+host+fitness+following+antibiotic+treatments.">Differential temporal changes of primary and secondary bacterial symbionts and whitefly host fitness following antibiotic treatments.</a> Sci. Rep. 5, 15898 (2015).</li><li>Shan, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+of+symbiont+density+and+host+fitness+after+rifampicin+treatment+in+a+whitefly+of+the+Bemisia+tabaci+species+complex.">Temporal changes of symbiont density and host fitness after rifampicin treatment in a whitefly of the Bemisia tabaci species complex.</a> Insect Sci. 23 (2), 200-214 (2016).</li><li>Zchori-Fein, E., Brown, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+prokaryotes+asscociated+with+Bemisia+tabaci+(Gennadius)+(Hemiptera:+Aleyrodidae).">Diversity of prokaryotes asscociated with Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae).</a> Ann. Entomol. Soc. Am. 95 (6), 711-718 (2002).</li><li>Thao, M. L., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+relationships+of+primary+prokaryotic+endosymbionts+of+whiteflies+and+their+hosts.">Evolutionary relationships of primary prokaryotic endosymbionts of whiteflies and their hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70 (6), 3401-3406 (2004).</li><li>Zchori-Fein, E., Perlman, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+the+bacterial+symbiont+Cardinium+in+arthropods.">Distribution of the bacterial symbiont Cardinium in arthropods.</a> Mol. Ecol. 13 (7), 2009-2016 (2004).</li><li>O'Neill, S. L., Giordano, R., Colbert, A. M., Karr, T. L., Robertson, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=116S+rRNA+phylogenetic+analysis+of+the+bacterial+endosymbionts+associated+with+cytoplasmic+incompatibility+in+insects.">116S rRNA phylogenetic analysis of the bacterial endosymbionts associated with cytoplasmic incompatibility in insects.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 89 (7), 2699-2702 (1992).</li><li>Nirgianaki, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wolbachia+infections+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Wolbachia infections of the whitefly Bemisia tabaci.</a> Curr. Microbiol. 47 (2), 93-101 (2003).</li><li>Everett, K. D., Thao, M. L., Horn, M., Dyszynski, G. E., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+chlamydiae+in+whiteflies+and+scale+insects:+endosymbionts+'Candidatus+Fritschea+bemisiae'+strain+Falk+and+'Candidatus+Fritschea+eriococci'+strain+Elm.">Novel chlamydiae in whiteflies and scale insects: endosymbionts 'Candidatus Fritschea bemisiae' strain Falk and 'Candidatus Fritschea eriococci' strain Elm.</a> Int. J. Syst. Evol. Micr. 55, 1581-1587 (2005).</li></ol>

למחברים אין מה לחשוף.

Since the endosymbionts within whiteflies cannot be cultured in vitro, dissection and assembling bacteriocytes is an effective way to obtain enough genetic material of endosymbionts. Before dissection, the species of whitefly and endosymbionts involved should be explicitly confirmed. The whitefly B. tabaci is a species complex with more than 35 morphologically indistinguishable species and different cryptic species may contain different endosymbionts. Portiera is uniformly harbored as an obliga...

חיידקים המרכיבים מערכת יחסים סימביוטית אינטימית עם המארחים היחסיים נפוצים אצל פרוקי רגליים. את endosymbionts הוכחו כדי להשפיע על היבטים של המארחים, כגון מטבוליזם תזונה, רבייה, תגובות ללחץ סביבתי 2 , 3 , 4 וכו &#39; , כמעט בכל שלב התפתחותי 5 . עם זאת, המנגנון העומד בבסיס הארגונים עדיין אינו ידוע. גנומיקה היא בעלת חשיבות עליונה כאשר לומדים את הפונקציות הפוטנציאליות ואת תפקידים של חיידקים. חלק מהמידע הבסיסי, כלומר המעמד הטקסונומי, הגנים הפונקציונליים, מסלולי חילוף החומרים, מערכות ההפרשה, ניתן להסיק מרצפי הגנום, אשר שופכים אורות על התפקידים הפוטנציאליים של סימביונטות בסימביוזה. עם התפתחות של רצף תפוקה גבוהה, מספר עצום של גנומים חיידקים כבר רצף wIth פונקציות מגוונות גילה 6 . Endosymbionts הם בעלי חשיבות חיונית ב hemipterans, כגון כנימות 7 , פשפשים 8 , פסיילים 9 , Planthoppers חום 10 ו cicadas 11 . לדוגמה, בוכנרה ב כנימות, כמו סימביונט חובה, הוכח להיות מעורב חומצות אמינו חיוניות biosynthesis, יחד עם הגנים של הגנום aphid 12 . יתר על כן, תקנה תעתיק של Buchnera נחשף גם 13 . בפסילים, קרסונלה הוא רצף מדורגת הגנום החיידקי הקטן ביותר שנמצא אי פעם 14 . כל אלה סימני ההיכר של endosymbionts מבוססים ו להסיק את רצפי הגנום. בגלל אלה endosymbionts לא יכול להיות מתורבת במבחנה , מספר גישות הוחלו לבודד חיידקים נאותים עבור seqהעלאה. ב כנימות, endosymbionts מופקים באמצעות צנטריפוגה וסינון, ונתונה ניתוח גנומי נוסף transcriptomic 5 . ב planthoppers חום, endosymbionts הם רצף יחד עם גנום חרק כולו 10 . Whitefly B. Tabaci הוא קומפלקס מינים המכיל יותר מ -35 מינים שאינם ניתנים לזיהוי מבחינה מורפולוגית (מינים סתומים), בהם שני מינים פולשניים פלשו לכל רחבי העולם וגרמו לפגיעה עצומה בייצור החקלאי. של הערה, endosymbionts בתוך מינים tabaci B. הראו חשיבות בפיתוח מזיקים 16 . עד כה, שמונה endosymbionts זוהו ב whitefly, כולל symbiont חובה, Candidatus Portiera alerodididum, ושבע סימביונטות משניות המילטונלה , Rickettsia , ארסנופונוס , קרדיניום , &lt;<html> Em&gt; וולבכיה, פריטשה והמיפטריפילוס הגדירו 17 , 18 . שלא כמו ההמיפטרנים שתוארו קודם לכן, הטפטף הלבן הוא חרק זעיר באורך של 1 מ&quot;מ בלבד. רוב endosymbionts מוגבלים bacteriocytes 19 (תאים מיוחדים המכילים symbionts, אשר טופס נוסף bacteriome ב B. tabaci ). בנוסף, אלה endosymbionts לא יכול להיות מתורבת במבחנה . הדרך היחידה להשיג endosymbionts מ B. tabaci היא לנתח את bacteriome החוצה. עם זאת, יש קושי של דיסקציה. ראשית, החיידק השברירי תמיד מקשר עם רקמות אחרות של הפרפר, שקשה להפריד ביניהם. שנית, הגודל הזעיר של הפרפר מגביל את הבידוד של בקטריום מספיק. שלישית, endosymbionts מקבץ בבקטריום, מה שהופך אותו מסובך מאוד לרכוש מינים בודדים של חיידק. התחת = &quot;jove_content&quot;&gt; כאן, אנו מדווחים פרוטוקול פשוט וזול לבודד endosymbionts whitefly עבור רצף metagenome הבאים. באמצעות דיסקציה, טיהור והגברה, ניתן להשיג DNA מתאים ל- endosymbiont וניתן לאשר את מינים של חיידקים. פרוטוקול המתואר ניתן להשתמש באופן דומה אחרים פרוקי רגליים.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Taq&lt;/em&gt; DNA polymerase</td><td>Takara</td><td>R001A</td><td>including rTaq, 10&amp;times;Buffer and dNTP</td></tr><tr><td>Gel DNA extraction kit</td><td>Qiagen</td><td>28704</td><td></td></tr><tr><td>DNA sample sequencing system</td><td>ABI</td><td>ABI-3730XL</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Leica</td><td>EM UC7</td><td></td></tr><tr><td>Transmission electron microscopy</td><td>Hitachi</td><td>H-7650 TEM</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr><tr><td>20 &amp;mu;L microloader</td><td>Eppendorf</td><td>F2771951</td><td></td></tr><tr><td>Filter holder</td><td>Millipore</td><td>SX0001300</td><td></td></tr><tr><td>Filter membrane filter</td><td>Millipore</td><td>SMWP001300</td><td>5.0 &amp;mu;m SMWP</td></tr><tr><td>REPLI-g UltraFast Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>150033</td><td>DNA amlification kit</td></tr><tr><td>NanoDrop</td><td>Thermo Scientific</td><td>NanoDrop 2000</td><td></td></tr><tr><td>Qubit Fluorometer</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Q33216</td><td></td></tr><tr><td>Genome Sequencer</td><td>Illumina</td><td>Hiseq 2000</td><td></td></tr></tbody></table>

methods for the extraction of endosymbionts from the whitefly bemisia tabaci

חיידקים בקטריאליים יוצרים קשר אינטימי עם המארחים שלהם ומעניקים יתרונות למארח ברוב המקרים. מידע גנומי הוא קריטי ללמוד את הפונקציות ואת האבולוציה של חיידקים חיידקים המארח שלהם. כמו רוב symbionts לא יכול להיות מתורבת במבחנה , שיטות לבודד כמות נאותה של חיידקים עבור רצף הגנום חשובים מאוד. ב bemisia bamisia tabaci , מספר endosymbionts זוהו ו צפויים להיות בעל חשיבות בפיתוח ורבייה של מזיקים דרך גישות רבות. עם זאת, המנגנון המסייע לאסוציאציות נותר בלתי מוכר במידה רבה. המכשול נובע באופן חלקי מהעובדה כי endosymbionts ב whitefly, בעיקר מאופק בבקטריוציטים, קשה להפריד בין התאים המארח. כאן אנו מדווחים על פרוטוקול צעד אחר צעד לזיהוי, מיצוי וטיהור של endosymbionts מ whitefly B. tabaci בעיקר על ידי dissectiב ו סינון. דגימות Endosymbiont שהוכנו על ידי שיטה זו, אם כי עדיין תערובת של מינים שונים endosymbiont, מתאימים רצף הגנום הבאים וניתוח של תפקידים אפשריים של endosymbionts ב Tabaci. שיטה זו עשויה לשמש גם לבידוד endosymbionts מ חרקים אחרים.

המזרח התיכון אסיה 1 מינור 1 (MEAM1) מינים של B. Tabaci מורכבים נלקח כדוגמה כאן לתיאור. כותנה לגידול whiteflies וכמה שלבים התפתחותיים של whiteflies מוצגים באיור 1 כולל צמח כותנה, זבוב לבן ו 1 st, 2 nd ו 4 n נימפות ניר של whitefly (3 rd instar נימפה...

Watch this Scientific Journal Video about Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci at JoVE.com

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לבודד endosymbionts מ tabaci בימייה פרפר באמצעות נתיחה וסינון. לאחר הגברה, דגימות DNA מתאימים לרצף הבאים ולימוד של הדדיות בין endosymbionts ו whitefly.

שיטות להפקת endosymbionts מן Whitefly<em&gt; Bemisia Tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

methods-for-extraction-endosymbionts-from-whitefly-bemisia

Research

JoVE Journal

Biology

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

9.8K Views.  Zhejiang University.  כאן, אנו מציגים פרוטוקול לבודד endosymbionts מ tabaci בימייה פרפר באמצעות נתיחה וסינון. לאחר הגברה, דגימות DNA מתאימים לרצף הבאים ולימוד של הדדיות בין endosymbionts ו whitefly. 

Video: Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

דגימת קרקע ובידוד של Entomopathogenic נמטודות (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Environment

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and rates of mortality in populations, which has a variety of applications in ecology, including agricultural ecosystems. Horizontal, or cohort-based, life tables provide for the most direct and accurate method of quantifying vital population rates because they follow a group of individuals in a population from birth to death. Here, protocols are presented for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field that takes advantage of the sessile nature of the immature life stages of a global insect pest, Bemisia tabaci. Individual insects are located on the underside of cotton leaves and are marked by drawing a small circle around the insect with a non-toxic pen. This insect can then be observed repeatedly over time with the aid of hand lenses to measure development from one stage to the next and to identify stage-specific causes of death associated with natural and introduced mortality forces. Analyses explain how to correctly measure multiple mortality forces that act contemporaneously within each stage and how to use such data to provide meaningful population dynamic metrics. The method does not directly account for adult survival and reproduction, which limits inference to dynamics of immature stages. An example is presented that focused on measuring the impact of bottom-up (plant quality) and top-down (natural enemies) effects on the mortality dynamics of B. tabaci in the cotton system.

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables allow quantification of the sources and rates of mortality in insect populations and contribute to understanding, predicting and manipulating population dynamics in agroecosystems. Methods for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field for an insect with sessile immature life stages are presented.

מתודולוגיית פיתוח טבלאות החיים עבור חרקים Sessile בשימוש השדה כנימת עש הטבק, כנימת עש הטבק, כותנה כמו מערכת מודל

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Maintaining Biological Cultures and Measuring Gene Expression in Aphis nerii: A Non-model System for Plant-insect Interactions

Aphids are excellent experimental models for a variety of biological questions ranging from the evolution of symbioses and the development of polyphenisms to questions surrounding insect's interactions with their host plants. Genomic resources are available for several aphid species, and with advances in the next-generation sequencing, transcriptomic studies are being extended to non-model organisms that lack genomes. Furthermore, aphid cultures can be collected from the field and reared in the laboratory for the use in organismal and molecular experiments to bridge the gap between ecological and genetic studies. Last, many aphids can be maintained in the laboratory on their preferred host plants in perpetual, parthenogenic life cycles allowing for comparisons of asexually reproducing genotypes. Aphis nerii, the milkweed-oleander aphid, provides one such model to study insect interactions with toxic plants using both organismal and molecular experiments. Methods for the generation and maintenance of the plant and aphid cultures in the greenhouse and laboratory, DNA and RNA extractions, microsatellite analysis, de novo transcriptome assembly and annotation, transcriptome differential expression analysis, and qPCR verification of differentially expressed genes are outlined and discussed here.

Maintaining Biological Cultures and Measuring Gene Expression in Aphis nerii: A Non-model System for Plant-insect Interactions

The aphid Aphis nerii colonizes on highly-defended plants in the dogbane family (Apocyanaceae) and provides numerous opportunities to study plant-insect interactions. Here, we present a series of protocols for the maintenance of plant and aphid cultures, and the generation and analysis of molecular and -omic data for A. nerii.

שמירה על תרבויות ביולוגי מדידה ביטוי גנים ב Aphis nerii: מערכת Non-מודל עבור אינטראקציות צמח-חרק

Aphids are excellent experimental models for a variety of biological questions ranging from the evolution of symbioses and the development of polyphenisms ...

Genetics

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

קציר ארס מרעלים חרקים טורפים וחרקים אחרים Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

קביעת שיעור הפריה הביצית של כנימת עש הטבק בטכניקה Cytogenetic

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

בתיווך לולאה Assay איזותרמי הגברה (מנורה), עבור זיהוי מהיר של כנימת עש הטבק

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Fluorescence in situ Hybridizations (FISH) for the Localization of Viruses and Endosymbiotic Bacteria in Plant and Insect Tissues

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a name given to a variety of techniques commonly used for visualizing gene transcripts in eukaryotic cells and can be further modified to visualize other components in the cell such as infection with viruses and bacteria. Spatial localization and visualization of viruses and bacteria during the infection process is an essential step that complements expression profiling experiments such as microarrays and RNAseq in response to different stimuli. Understanding the spatiotemporal infections with these agents complements biological experiments aimed at understanding their interaction with cellular components. Several techniques for visualizing viruses and bacteria such as reporter gene systems or immunohistochemical methods are time-consuming, and some are limited to work with model organisms&#160;and involve complex methodologies. FISH that targets RNA or DNA species in the cell is a relatively easy and fast method for studying spatiotemporal localization of genes and for diagnostic purposes. This method can be robust and relatively easy to implement when the protocols employ short hybridizing, commercially-purchased probes, which are not expensive. This is particularly robust when sample preparation, fixation, hybridization, and microscopic visualization do not involve complex steps. Here we describe a protocol for localization of bacteria and viruses in insect and plant tissues. The method is based on simple preparation, fixation, and hybridization of insect whole mounts and dissected organs or hand-made plant sections, with 20 base pairs short DNA probes conjugated to fluorescent dyes on their 5&#39; or 3&#39; ends. This protocol has been successfully applied to a number of insect and plant tissues, and can be used to analyze expression of mRNAs or other RNA or DNA species in the cell.

Fluorescence in situ Hybridizations FISH for the Localization of Viruses and Endosymbiotic Bacteria in Plant and Insect Tissues

We describe here a simple fluorescence in situ hybridization (FISH) method for the localization of viruses and bacteria in insect and plant tissues. This protocol can be extended for the visualization of mRNA in whole mount and microscopic sections.

פלואורסצנציה<em&gt; באתר</em&gt; הכלאות (דגים) ללוקליזציה של וירוסים וחיידקים Endosymbiotic בצמח ורקמות חרקים

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a name given to a variety of techniques commonly used for visualizing gene transcripts in eukaryotic cells ...

Immunology and Infection

טפילות פונדקאית מלאכותית על ידי Trichogramma dendrolimi ומיצוי ארס

Extracting Venom from the Parasitoid Wasp Trichogramma dendrolimi Using an Artificial Host

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, parasitoid wasps inject venom into their hosts to suppress their hosts&#39; immunity, modulate hosts&#39; development, metabolism, and even behavior. With over 600,000 estimated species, the diversity of parasitoid wasps surpasses that of other venomous animals, such as snakes, cone snails, and spiders. Parasitoid wasp venom is an underexplored source of bioactive molecules with potential applications in pest control and medicine. However, collecting parasitoid venom is challenging due to the inability to use direct or electrical stimulation and the difficulty in dissection because of their small size. Trichogramma is a genus of tiny (~0.5 mm) egg parasitoid wasps that are widely used for the biological control of lepidopteran pests in both agriculture and forests. Here, we report a method for extracting venom from T. dendrolimi using artificial hosts. These artificial hosts are created with polyethylene film and amino acid solutions and then inoculated with Trichogramma wasps for parasitism. The venom was subsequently collected and concentrated. This method enables the extraction of large amounts of Trichogramma venom while avoiding contamination from other tissues caused by dissection, a common issue in venom reservoir dissection protocols. This innovative approach facilitates the study of Trichogramma venom, paving the way for new research and potential applications.

מחבר זרקור: שיטת מיצוי ארס יעילה מצרעות טפיליות טריכוגרמה 

Here, we present a protocol for extracting venom from Trichogramma dendrolimi using an artificial host created with polyethylene film and amino acid solution.

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, ...

שיטות להפקת endosymbionts מן Whitefly

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

דגימת קרקע ובידוד של Entomopathogenic נמטודות (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

מתודולוגיית פיתוח טבלאות החיים עבור חרקים Sessile בשימוש השדה כנימת עש הטבק, כנימת עש הטבק, כותנה כמו מערכת מודל

שמירה על תרבויות ביולוגי מדידה ביטוי גנים ב Aphis nerii: מערכת Non-מודל עבור אינטראקציות צמח-חרק

קציר ארס מרעלים חרקים טורפים וחרקים אחרים Heteropteran

קביעת שיעור הפריה הביצית של כנימת עש הטבק בטכניקה Cytogenetic

בתיווך לולאה Assay איזותרמי הגברה (מנורה), עבור זיהוי מהיר של כנימת עש הטבק

פלואורסצנציה

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי