עבודה זו נתמך על ידי התוכנית עבור שיפור של סביבת מחקר לחוקרים צעירים מקרנות תיאום מיוחד לקידום המדע, הטכנולוגיה (SCF) (ל ט. ס), Grants-in-Aid למחקר מדעי (מס 16K. 09494, ל ט. ס, מספר 26293052, אל. טי) של משרד החינוך, התרבות, הספורט, המדע והטכנולוגיה (MEXT) של יפן. אנו מעריכים Brainvision ואת מר קנג'י Tsubokura לסיוע טכני, אנחנו מעריכים גם מר ג'ון מרטין לסיוע הלשוני שלו.

ניסויים בבעלי חיים זו אושרה והופיע תחת ויסות טיפול בעלי חיים מוסדיים שימוש הוועדה של טוקיו הרפואי ואת שיניים אוניברסיטת.
1. הכנה
<ol><li>פתרונות מניות<ol>
<li>להמיס את צבעי רגיש מתח (di-4-ANEPPS, ו RH237) ו- Ca2 + מחוון (אני רוד-2) עם 100% דימתיל סולפוקסיד (דימתיל סולפוקסיד) להכין מלאי פתרונות עם ריכוזים של 6 מ מ, 10 מ מ ו- 10 מ"מ, בהתאמה.</li>
		<li>להמיס את עירור-התכווצות (E-C) uncoupler, blebbistatin, עם 90% דימתיל סולפוקסיד לעשות פתרון מניות 50 מ מ.</li>
		<li>Aliquot הפתרונות מניות ב- 0.2 מ ל PCR צינור בחדר חשוך, ולהחליף את האוויר בצינור מניות באמצעות גז חנקן כדי למנוע חמצון.</li>
		<li>לעטוף את הצינורות מניות בנייר אלומיניום בנפרד להגנה מפני האור ואחסן אותם ב-20 הלעפה תרוטרפמט.</li>
	</ol>
</li>
	<li>פתרונות עבודה<ol>
<li>להכנת 1 ליטר של תמיסת מלח פוספט buffered (PBS) ללא Ca2 + (137 מ מ NaCl, מ מ 2.7 אשלגן כלורי, 8.0 מ מ נה2HPO4ו- 1.5 מ מ ח'2PO4, pH 7.40 על ידי NaOH)</li>
		<li>להכין 1 ליטר של הפתרון של Tyrode (135 ממ NaCl, 5.4 מ"מ אשלגן כלורי, 1.8 מ"מ CaCl2, מ מ 0.53 MgCl2, 0.33 מ מ NaH2PO4, 5.5 מ"מ D-גלוקוז, ו 5.0 מ"מ HEPES, pH 7.40 על ידי NaOH).</li>
		<li>סינון הפתרון של Tyrode עם מסנן העליון של בקבוק מיקרומטר 0.22, לאוורר אותו היטב על ידי לערבב בועות באמצעות אבן אוויר מחובר עם בלון גז של2 O.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. אופטי מיפוי בליבם Langendorff-perfused
<ol><li>להרכיב מערכת מיפוי אופטי באמצעות שתי מצלמות משלימים תחמוצת מתכת מוליכים למחצה (CMOS) (איור 1a& b)<ol>
<li>להרכיב את מצלמות CMOS קרן הפיצול, המטרה עדשות, עדשה האקדח, מקור האור, מראות ודיקרואיק זוהר, מסננים, חלקים אחרים לתוך מערכת מיפוי אופטי כפי שמוצג באיור 1a& b.</li>
		<li>בחר את רמת ההגדלה על-ידי שינוי העדשה המטרה בצריח, מצוידים עם רמות הגדלה שונות (1.6 X ו- 5 X). הערה: גודל חיישן CMOS הוא 10 מ מ × 10 מ מ, עם רזולוציה 100 × 100, מה שאומר, עם 5 X עדשת אובייקטיבי, מערכת זו מספקת רזולוציה מרחבית 20 מיקרומטר.</li>
		<li>להגדיר את האור עירור באמצעות מנורת דיודות פולטות אור (LED) עם מרכז אורך גל של 530 ננומטר, עברו דרך מסנן הלהקה מעברים (520/35 nm), משתקפת עם מראה ודיקרואיק זוהר (560 ננומטר).</li>
		<li>רשומה האות פליטה מחולק במפצל (665 ננומטר), איזו מצלמה הגדרה 1 עם תנועה ארוכה לעבור את הסינון (697/75 ננומטר) מזהה את קרינה פלואורסצנטית באמצעות צבע רגיש מתח הממברנה (di 4-ANEPPS או RH237), מצלמה 2 תשאר עם מסנן הלהקה מעברים (572/28 ננומטר) מזהה אות של Ca2 + המחוון (Rhod2-AM).</li>
	</ol></li>
	<li>להרכיב את המעגל זלוף Langendorff<ol>
<li>לצרף צינורות פוליוויניל כלוריד (PVC) משאבה סחרור.</li>
		<li>מכניסים לצד צריכת צינור PVC הפתרון של Tyrode מוגזים עם 100% O2 כאמור בשלב 1.2.3.</li>
		<li>להתחבר לצד פריקה של צינור PVC מלכודת אויר בעבודת יד ולאחר מכן לארגן את 5 מיקרומטר מסנן, stopcocks משולשת, רגשי לחץ, חימום זכוכית סליל, ואת המחט קהות 21-מד (גודל מחט הוא הפכפך התואמת את גודל האאורטה) ברצף , באמצעות צינורות PVC אחרים.</li>
		<li>למלא את המעגל זלוף עם הפתרון של Tyrode הימנעות בועות אוויר בתוך המעגל, לעצור את הזרם עד הלב מחובר המעגל.</li>
	</ol></li>
	<li>Heparinization והרדמה<ol>
<li>מזריקים unfractionated הפרין (200 יחב ל, ללא קשר משקל הגוף) intraperitoneally לתוך עכבר באמצעות מחט בקוטר 25 מזרק 1-mL.</li>
		<li>עזים ומתנגד העכבר על ידי זריקה בקרום הבטן של פנטוברביטל (65 מ"ג/ק"ג) 10 דקות לאחר הזרקת הפרין.</li>
	</ol></li>
	<li>תעלות זלוף<ol>
<li>הנח את העכבר במצב פרקדן. אשר חיות הוא ומורדמת באמצעות חוסר תגובה שאורך צביטה. פתח בקיר הבטן מתחת לרמת מצאתי תהליך באמצעות מספריים. עושים חתך רוחבי של הסרעפת חתך צידי הצלעות בקו בבית השחי המדיאלי ללא נזק ללב, הפוך קיר החזה הקדמי כלפי מעלה. לקדם את המלקחיים מעוקל מאחורי הלב, והחזק את אבי העורקים, הוושט, הכלילי. ואז, לסלק את הלב עם מספריים במהירות יחד עם כלי הסמוכים ורקמות, כגון אבי העורקים, הריאות, קנה הנשימה, הוושט, רקמות adipose וכן התימוס.</li>
		<li>לשטוף את הלב עם 10 מ"ל של PBS קר כקרח בצלחת פטרי, ולהסיר את הרקמות הסמוכות.</li>
		<li>להציג את קצה המחט קהות 21-מד מחובר המעגל זלוף לתוך אבי העורקים, לתקן את זה עם חוט תחת stereomicroscope.</li>
		<li>להתחיל perfuse את הלב במשך 10 דקות עם הפתרון של Tyrode מוגזים עם 100% O2.</li>
		<li>נטר את הלחץ זלוף ברציפות עם מתמר לחץ מחובר מגבר ו מקליט.</li>
		<li>לשמור על הלחץ זלוף בין 80-100 מ מ כספית (בדרך כלל תואם ל- 2-5 mL/min עבור קצב הזרימה) במהלך כל השלבים הבאים.</li>
		<li>במהלך זלוף הראשונית (שלב 2.4.4.), הוסף את צינור דק פוליאתילן (PE) (הקוטר החיצוני: 0.8 מ מ) לתוך SVC, לתקן את זה עם חוט. אז, במקום הלב אל החדר ומחוממת זכוכית (איור 1b& c).</li>
		<li>דקירה מחט שכנה 24-מד (הקוטר החיצוני: 0.7 מ מ) לתוך חלל השמאלי (LV) חדרית דרך השיא חדרית כדי למנוע נזק לאטריום ולהסיר את המחט הפנימי עוזב את הצינורית חיצוני ב LV.</li>
		<li>להציג את צנתר אלקטרודה 1-צרפתית גודל מותאם אישית עשה דרך הצינורית PE ב SVC לבצע גירוי חשמלי רע אם יש צורך, לקדם הקטטר לתוך החדר הימני (RV) עבור צועד חדרית.</li>
		<li>הכנס אלקטרודה pin השיא חדרית ברציפות להקליט את electrocardiograms דו קוטבי (א) בין ה-pin אלקטרודה, תעלות המחט אבי העורקים (איור 1 c).</li>
		<li>המשך ניטור אק ג זלוף הלחץ במהלך המחקר כולה.</li>
		<li>לכבות את האור, לבצע את הניסוי הבא בחדר חשוך.</li>
		<li>עבור לשלב 2.5. עבור הקלטות יחיד של מתח הממברנה או 2.6. לצורך הקלטה כפולה של מתח הממברנה, Ca2 + ארעי.</li>
	</ol></li>
	<li>צביעת עבור הקלטה יחיד של מתח הממברנה<ol>
<li>לשמור על הפתרון זלוף מחוממת ב 37 הלעפה תרוטרפמט במהלך הפרוטוקול מכתימים עבור הקלטה יחיד של מתח הממברנה.</li>
		<li>לדלל µL 8.3 של הפתרון מניות di-4-ANEPPS (6 מ מ) עם 10 מ"ל של הפתרון של Tyrode (הריכוז הסופי הוא 5 מיקרומטר).</li>
		<li>להשרות את הנפח הכולל (10 מ ל) של הפתרון מדולל di-4-ANEPPS אל הלב דרך המסלול זלוף למשך 2-5 דקות, ואחריו כשלון עם הפתרון של Tyrode במשך 5 דקות.</li>
		<li>לדלל 5 µL של הפתרון מניות blebbistatin (50 מ"מ) עם 1 מ"ל של הפתרון של Tyrode (הריכוז הסופי הוא 250 מיקרומטר).</li>
		<li>מחלקים את הכמות הכוללת של הפתרון מדולל blebbistatin דרך המסלול זלוף.</li>
		<li>לדלג על שלב 2.6 והמשך לשלב 2.7 עבור שטיפה.</li>
	</ol></li>
	<li>צביעת עבור הקלטה כפולה של מתח הממברנה, Ca2 + ארעי<ol>
<li>לשמור על הפתרון של Tyrode בטמפרטורת החדר. הערה: ההגדרה הראשונית של הטמפרטורה היא שונה מזו של צביעת עבור הקלטה יחיד של מתח הממברנה (שלב 2.5.).</li>
		<li>לנהל את blebbistatin באותו אופן כמו שלבים 2.5.4 ו 2.5.5.</li>
		<li>לערבב 3 µL של Rhod2AM מניות פתרון (10 מ מ), 30 µL של polyoxyethylene-polyoxypropylene בלוק קופולימר F-127 (20% ב דימתיל סולפוקסיד), לאחר מכן לדלל את התערובת עם 10 מ"ל של הפתרון של Tyrode.</li>
		<li>לטעון את הסכום הכולל של Rhod2AM פתרון (3 מיקרומטר) יותר מ 2-5 דקות דרך באותה הדרך כמו blebbistatin.</li>
		<li>לדלל 7 µL של RH237 מניות פתרון (10 מ מ) עם 10 מ"ל של הפתרון של Tyrode.</li>
		<li>לנהל את הסכום הכולל של הפתרון RH237 מדולל (7 מיקרומטר) יותר מ 2-5 דקות.</li>
		<li>לאחר סיום ההליך לעיל, מתחילים לחמם הפתרון של Tyrode הלעפה תרוטרפמט 37.</li>
	</ol></li>
	<li>שטיפה<ol>
<li>לשמור על הטמפרטורה של הפתרון של Tyrode הלעפה תרוטרפמט 37 בניסוי הבא.</li>
		<li>Perfuse את הלב עם הפתרון של Tyrode לפחות 5 דקות לשטוף את צבעי מוגזמת. הערה: יש צורך להגביר את קצב הזרימה במהלך זה לשטוף את שלב (עיין שלב 2.4.6).</li>
		<li>לאשר את היעלמותו של כל חפץ תנועה בשל התכווצויות, ואת ההכתמה הומוגנית בלב perfused.</li>
	</ol></li>
	<li>דיגום וניתוח נתונים<ol>
<li>לשים את מכסה הזכוכית (25 מ"מ × 60 מ"מ) על הלב perfused בקפידה, לשטח פני השטח פרפור בלי יותר מדי לחץ מכני, ולמנוע תנועה חפץ מן רטט של הפתרון. לאשר כי האטריום מייחסת מכסה הזכוכית כראוי.</li>
		<li>שיא זריחה על ידי המצלמות CMOS עם דגימה בשיעור עד 0.1 מילישניות di 4-ANEPPS, ו- 1 ms עבור RH237 ו- Rhod2AM מכתים.</li>
		<li>לנתח את הקלטות שהושג באמצעות תוכנה וניתוח, על פי הוראות היצרן עבור הפעולה בפועל של התוכנה.</li>
		<li>ליצור הפעלה מפה של הסרט לאחר חילוץ האזור של עניין, הסרת להיסחף, סינון הטמפורלי, ו 3 X 3 binning5.</li>
	</ol></li>
</ol>3. אלקטרופיזיולוגיות המחקר
<ol><li>הגדרת את אלקטרודות pacing, ממריץ<ol>
<li>לאשר את המגע של קצה האלקטרודה pacing בהזמנה אישית ב ר. א לרקמת לגירוי (עיין שלב 2.4.9.).</li>
		<li>לספק גירויים כל pacing הקטטר pacing מחובר את ממריץ לתכנות.</li>
	</ol>
</li>
	<li>קביעת הסף pacing<ol>
<li>להגדיר מרווח הזמן pacing בין 100 ו 150 ms (רוחב הדופק של 0.4 ms), הימנעות מהותי חוש קצב הקצב pacing והאנושיים.</li>
		<li>לספק גירוי קבוע צועד לפחות 20 פעימות להשיג צועד פרפור יציב.</li>
		<li>להגדיר את צועד פלט-5 mV, ואז בהדרגה לצמצם את זה עד בהבטחתו pacing ונמסרו depolarize האטריום.</li>
		<li>לאשר את עירור פרפור על ידי הנוכחות של גלי P בא, ו/או אות פרפור עירור על ידי ההקלטה אופטיים.</li>
		<li>קבע את המינימום צועד פלט כי הוא מסוגל depolarize האטריום כמו הסף pacing.</li>
		<li>להגדיר את הפלט pacing עבור המחקרים הבאים מושחרות pacing פעמיים.</li>
	</ol>
</li>
	<li>קבוע, פרץ צועד<ol>
<li>לספק צועד קבוע עבור פעימות 99, עם מרווח pacing החל מ- 150 מילישניות, או את מרווח הזמן הארוך זה מונע והאנושיים הקצב מהותי.</li>
		<li>להפחית את מרווח הזמן pacing בהדרגה עם שלבים 5 מילי-שניות, עד 40 ms או עד להגיע למרווח זה נכשל לקבל 1:1 לכידתו של האטריום.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Extrastimulus יחיד צועד<ol>
<li>הגדר אורך מחזור pacing הכונן בסיסי (S1) 120 ms, 100 ms ו- 80 ms אלא אם הקצב מהותי outpaces הכונן בסיסי או שיהיה כשל pacing להשיג עירור פרפור 1:1.</li>
		<li>הגדר את המספר של צועד גירויים 10 פעימות לרכבת נסיעה בסיסיים.</li>
		<li>הגדר את extrastimulus הראשון (S2)-10 ms אורך מחזור בסיסי.</li>
		<li>לספק S2 לאחר הגירוי pacing האחרון של הכונן בסיסי.</li>
		<li>לקצר את מרווח הזמן צימוד של S2 בהדרגה עם שלבים 5 מילי-שניות, עד S2 לא יצליח depolarize האטריום.</li>
		<li>לקבוע תקופת עקשן יעיל (ERP) בתור הארוך המרווח S2 ואשר depolarize האטריום.</li>
		<li>הערכת ERP באורכים שונים מחזור בסיסי לפחות 3 כדי להעריך את קצב העיבוד של ERP.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Extrastimuli כפולים ומשולשים צועד לזירוז tachyarrhythmias פרפור<ol>
<li>לאפס את מרווח S2 לנקודת 20 ms מחוץ ERP S2 אם אין הפרעות קצב הם נצפו.</li>
		<li>הוסף extrastimulus השני (S3), החל המרווח באותו הזמן כמו S2.</li>
		<li>להקטין את מרווח הזמן צימוד בין S2 S3 בהדרגה עם שלבים 5 מילי-שניות עד S3 נכשל depolarize האטריום.</li>
		<li>אפס את מרווח הזמן של S2 נקודה 10 ms מחוץ ERP, ולאחר מכן חזור על שלב 3.5.3.</li>
		<li>לאפס את המרווחים S2 ו- S3 לנקודות 20 ms מחוץ לכל ERP.</li>
		<li>הוסף extrastimulus השלישי (S4), החל המרווח באותו הזמן כמו S3.</li>
		<li>להקטין את מרווח הזמן צימוד בין S3 S4 בהדרגה עם שלבים 5 מילי-שניות עד S4 נכשל depolarize האטריום.</li>
		<li>לאפס את מרווח S3 לנקודת 10 ms מחוץ ERP, ולאחר מכן חזור על שלב 3.5.7.</li>
		<li>לאפס את המרווחים S2 ו- S3 נקודות 10 ms מחוץ ERP, ולאחר מכן חזור על שלב 3.5.7.</li>
		<li>להגדיר את inducibility של tachyarrhythmias פרפור מאת אינדוקציה לשחזור באמצעות גירויים מתוכנתים באופן דומה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>הערכת inducibility של tachyarrhythmias פרפור<ol>
<li>ללא הרף להקליט א במהלך כל הפרוטוקולים pacing (שלב 3.3-3.5.).</li>
		<li>לבצע הקלטות אופטי במהלך ואחרי כל גירוי, כדי להקליט את תנאי הגיוס של פרפור טכיקרדיה (AT) או תגובה פרפור החוזרות על עצמן (RAR).</li>
		<li>לאשר את הפארמצבטית על-ידי החלת באותו פרוטוקול pacing כאשר AF או של RAR הוא המושרה.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gollob, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatic+mutations+in+the+Connexin+40+Gene+(GJA5)+in+atrial+fibrillation.">Somatic mutations in the Connexin 40 Gene (GJA5) in atrial fibrillation.</a> New Engl J Med. 354, 2677-2688 (2006).</li><li>Gudbjartsson, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variants+conferring+risk+of+atrial+fibrillation+on+chromosome+4q25.">Variants conferring risk of atrial fibrillation on chromosome 4q25.</a> Nature. 448, 353-357 (2007).</li><li>Ellinor, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meta-analysis+identifies+six+new+susceptibility+loci+for+atrial+fibrillation.">Meta-analysis identifies six new susceptibility loci for atrial fibrillation.</a> Nat. Genet. 44, 670-675 (2012).</li><li>Sinner, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+genetic,+transcriptional,+and+functional+analyses+to+identify+5+novel+genes+for+atrial+fibrillation.">Integrating genetic, transcriptional, and functional analyses to identify 5 novel genes for atrial fibrillation.</a> Circulation. 130, 1225-1235 (2014).</li><li>Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+analysis+of+cardiac+optical+mapping+data+obtained+with+potentiometric+dyes.">Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes.</a> Am J Physiol-Heart C. 303, H753-H765 (2012).</li><li>Oishi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stretch+of+Atrial+myocytes+stimulates+recruitment+of+macrophages+via+ATP+released+through+gap-junction+channels.">Stretch of Atrial myocytes stimulates recruitment of macrophages via ATP released through gap-junction channels.</a> J. Pharmacol. Sci. 120, 296-304 (2012).</li><li>Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+voltage+and+calcium+in+cardiac+cells+&amp;+tissues.">Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells &amp; tissues.</a> Circ. Res. 110, 609-623 (2012).</li><li>Girouard, S. D., Pastore, J. M., Laurita, K. R., Gregory, K. W., Rosenbaum, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+in+a+new+guinea+pig+model+of+ventricular+tachycardia+reveals+mechanisms+for+multiple+wavelengths+in+a+single+reentrant+circuit.">Optical mapping in a new guinea pig model of ventricular tachycardia reveals mechanisms for multiple wavelengths in a single reentrant circuit.</a> Circulation. 93, 603-613 (1996).</li><li>Koizumi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+defects+in+a+His-Purkinje+system+transcription+factor,+IRX3,+cause+lethal+cardiac+arrhythmias.">Genetic defects in a His-Purkinje system transcription factor, IRX3, cause lethal cardiac arrhythmias.</a> Eur. Heart J. 37, 1469-1475 (2016).</li><li>Glukhov, A. V., Uchida, K., Efimov, I. R., Nichols, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+roles+of+KATP+channel+subunits+in+metabolic+inhibition.">Functional roles of KATP channel subunits in metabolic inhibition.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 62, 90-98 (2013).</li><li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-fat+diet+increases+vulnerability+to+atrial+arrhythmia+by+conduction+disturbance+via+miR-27b.">High-fat diet increases vulnerability to atrial arrhythmia by conduction disturbance via miR-27b.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 90, 38-46 (2016).</li><li>Choi, B. -. R., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+maps+of+optical+action+potentials+and+calcium+transients+in+guinea-pig+hearts:+mechanisms+underlying+concordant+alternans.">Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans.</a> J. Physiol. 529, 171-188 (2000).</li><li>Hwang, G. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+and+vulnerability+to+fibrillation+and+defibrillation+in+Langendorff-perfused+rabbit+ventricles.">Intracellular calcium and vulnerability to fibrillation and defibrillation in Langendorff-perfused rabbit ventricles.</a> Circulation. 114, 2595-2603 (2006).</li><li>Kwaku, K. F., Dillon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock-induced+depolarization+of+refractory+myocardium+prevents+wave-front+propagation+in+defibrillation.">Shock-induced depolarization of refractory myocardium prevents wave-front propagation in defibrillation.</a> Circ. Res. 79, 957-973 (1996).</li><li>Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+action+potentials+and+calcium+transients+in+the+mouse+heart.">Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart.</a> J. Vis. Exp. (55), e3275 (2011).</li><li>Eijsbouts, S. C. M., Majidi, M., Zandvoort, M. v., Allessie, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+atrial+dilation+on+heterogeneity+in+conduction+in+the+isolated+rabbit+heart.">Effects of acute atrial dilation on heterogeneity in conduction in the isolated rabbit heart.</a> J. Cardiovasc. Electr. 14, 269-278 (2003).</li><li>Ravelli, F., Allessie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Atrial+dilatation+on+refractory+period+and+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+the+isolated+Langendorff-perfused+rabbit+heart.">Effects of Atrial dilatation on refractory period and vulnerability to atrial fibrillation in the isolated Langendorff-perfused rabbit heart.</a> Circulation. 96, 1686-1695 (1997).</li><li>Sasano, T., McDonald, A. D., Kikuchi, K., Donahue, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+ablation+of+ventricular+tachycardia+after+myocardial+infarction.">Molecular ablation of ventricular tachycardia after myocardial infarction.</a> Nat. Med. 12, 1256-1258 (2006).</li><li>Wakimoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+atrial+tachycardia+and+fibrillation+in+the+mouse+heart.">Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart.</a> Cardiovasc. Res. 50, 463-473 (2001).</li><li>Haissaguerre, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+Initiation+of+Atrial+Fibrillation+by+Ectopic+Beats+Originating+in+the+Pulmonary+Veins.">Spontaneous Initiation of Atrial Fibrillation by Ectopic Beats Originating in the Pulmonary Veins.</a> New Engl J Med. 339, 659-666 (1998).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

מיפוי אופטי הוא תרגיל ומבוססת ללמוד את הלב אלקטרופיזיולוגיה7, הוא כלי שימושי למדי להעריך לא רק להפרעה8,9, אלא גם אלה פרפור10,11 . מיפוי סימולטני של פוטנציאל transmembrane ו- Ca2 + שנחשולי שימושי להבנת המנגנון הבסיסי של הפרעות קצב ביחס אי ספיקת לב, מחלות לב אחרות,12,13. כאשר משווים את אלקטרופיזיולוגיות להערכת שיטות אחרות, כגון אלה באמצעות תא בודד או גיליון תא, אחד דברים מוחלטים של מיפוי אופטי בלב perfused הוא ההערכה של התבנית הולכה בפרוזדור ללא פגע, החדר, לא רק במהלך קצב סינוס, אלא גם במהלך induced הפרעות קצב14. ניסיון לנצל מאתר לבבות, במיוחד האטריום, בתור פונדקאית של בני אדם נתקל בקשיים בעיקר בשל גודלם הקטן, עם זאת, העכבר הוא מדגם ניסיוני אטרקטיבי מבחינת ההערכה של חיים מהונדס מודל, בעיה זו להכריעו. הגישה שלנו מספק דיירקשן לפתור אותה.
למרות מכשיר אופטי מיפוי שלנו היה בעיקרון דומה למערכת קונבנציונליים עבור כל מאתר לבבות15, השיטה שלנו יש את היתרון של הערכת האטריום מאתר על ידי ביצוע מספר שינויים אליו. ראשית, אנחנו רדף להשיג רזולוציה יכולות גבוהה של עד 0.1 ms/מסגרת 20 מיקרומטר לפיקסל ואת מיפוי ברזולוציה גבוהה זה תרם מדידה מדויקת יותר של דפוס מהירות והתפשטות של הולכה בפרוזדור מאתר. שנית, כדי למנוע פגיעה מכנית מיותרת או מתיחה של האטריום, אשר יכול לשנות מאפייני אלקטרופיזיולוגיות 16,17, שכנה המחט מוחדרת ישירות לתוך בעירוי כדי להפחית את הלחץ אינטרה-הקאמרית, במקום להכניס את זה דרך לה כפי שבוצע הקודם לומדים15. יתר על כן, הגירוי pacing מועבר דרך קטטר אלקטרודה גודל מותאם אישית 1-צרפתית עשוי להציב את רא, אבל לא על ידי אלקטרודה המחט, אשר עלול לפגוע האטריום. סיכות נחסכים בתיקון הפרוזדור, אשר שימשו את לימוד העבר15. שלישית, מבחינת ההערכה של המנגנון הבסיסי של הפרעות בקצב הלב, פרוטוקול גירוי מתוכנת לזירוז tachyarrhythmias פרוזדורים הוא מכריע18,19. אנו מבצעים זהה לזו מתוכנת גירוי במחקרים קליניים אלקטרופיזיולוגיות, כולל פרץ צועד ועד extrastimuli טריפל צועד, עם שינוי של מרווח הזמן pacing ללב העכבר. לכן, בנוסף הפרמטרים מידה בסיסית, הפרוטוקול יכול להעריך את inducibility של AT. בעת הצורך, inducibility של AT שקובעת עם הממשל של isoproterenol או תרופות אחרות. מניסיוננו, העכברים פראי-סוג בקושי מופיעים כל ATs גם לאחר פרוטוקול גירוי מלאה. לפיכך, inducibility של AT צריך להיות מידע חשוב להערכת התרומה של מספר תנאים פתולוגיים כגון מוטציות גנטיות, ניתוחים הממשל של סמים11. שינויים אלה יכול למטב את ההערכה אלקטרופיזיולוגיות מדויק באטריום מאתר ללא פגע.
בשיטה זו יש גם מספר מגבלות. ראשית, שימוש ברזולוציה המרחבית מקסימלית עם עדשה המטרה X 5, שדה הראייה (FOV) מוגבל לחלק של האטריום (כלומר. רק שמאלה הפרוזדור כמו באיור איור 2a). עבור קבלת של FOV גדול יותר של האטריום, עדשה המטרה X 1.6 הוא לפעמים עדיפה (איור 2b). שנית, מבלי לתקן את האטריום עם סיכות, לפעמים קשה למדוד את המאפיינים הולכה פרפור כראוי, כי השטח פרפור עקום. אז, אנחנו במקום הזכוכית המכסה על המשטח לשטח זה במקום לתקן אותה על-ידי סיכות. שיטה זו היא גם מועיל למניעת תנועה חפץ מן התנודות של הפתרון. שלישית, בשיטה שלנו, זה די קשה להשיג את FOV כולו, אז להשתמש התצוגה anterior ואת אחורי כראוי חשוב יותר בגישה שלנו יותר בגישה אחרת כפי שמוצג באיור2. היתרון של התצוגה הקדמי יהיה ברור התבוננות לאטמוספרה במקרה של מצבים פתולוגיים, במיוחד התוספתן (איור 4). מצד שני, הנוף האחורי יש יתרון של קבלת תצוגה טובה של הקיר האחורי פרפור, וייתכן הקלטה מפורטת של מפעילה פעילות מן השרוול שריר הלב. כאשר קשה להשיג קובץ תצוגה מתאים, לשטח פני השטח שלו מעוקל עם השיטה שלנו, ניתן לתקן את האטריום עם המתח מינימלי באמצעות סיכות.
בשיטה שלנו, יש 3 בעיות אפשריות, כשל של צביעת, צועד בקצב הלב אינדוקציה. לכישלון של צביעת, אם אין או קרינה פלואורסצנטית קלה הוא ציין, אתה צריך לבדוק האם המנגנון מיפוי אופטי מורכב כראוי, וה -אם הכימית כראוי המאוחסנים בשימוש. התנאי של הפתרון זלוף הוא גם חיוני, אשר יכולים להשפיע גם את המאפיינים אלקטרופיזיולוגיות של הלב עצמו, אז המצב של פתרון כולל את ה-pH, טמפרטורה, ויש במציאותם לערבב מספיק להיות במעקב בלבד. חשוב גם להימנע מכל תסחיף אוויר בלב. עבור צועד כשל, אם הגירויים pacing לא יכול לרגש האטריום, חוקרים צריך לבדוק אם החיווט הנכון באמצעות כבודק במעגל. כאשר הגירויים pacing הם outputted כראוי, הבעיה היא הקשר של האלקטרודה עם הרקמה. מיקום מחדש של האלקטרודות ניתן לפתור את הבעיה, הגישה שלנו בעזרת הצנתר pacing מקלה. על הקושי אינדוקציה בקצב הלב, RV צועד יכול לשמש את אינדוקציה של AT במקרים מסוימים המוגבלת. באמצעות צנתר אלקטרודה quadripolar אשר דיסטלי שתי אלקטרודות ואלקטרודות proximal עשויה להימצא ב RV ו רא, בהתאמה, זה קל לשנות את האתר pacing מרה בקרוואן קטטר זה שימושי גם הסטה של עירור חדרית כאשר אות הפעלה בו-זמנית חדרית מסכות האות עירור פרפור.
שיטה זו תורמת כדי לבדוק את ה-גנוטיפ פנוטיפ באינטראקציה AF הקשורים גנים נמצאו לאחרונה על ידי מחקרים חדשניים כגון GWAS, במיוחד על הגנים אשר החקירה נכשל להראות להם על ידי גישות אחרות. עם ההתקדמות של מכשירים וטכניקות, המאפיינים אלקטרופיזיולוגיות של השרוול וריד ריאתי, אשר הוא מקור חשוב של AF20, יכול להיות מוערך בלב שלם עם גישה זו.

הלב מורכב 4 תאי יונקים. שני התאים העליונה הינם אטריה, התחתונות נמצאות החדרים. החדרים לעבוד משאבה כדי להוציא דם מחזור הדם מערכתית או ריאתי. אטריה לקבל דם שחזר מן הורידים מערכתית או ריאתי, ולסייע בהעברת דם לתוך מתגלה כדי לקבל תפקיד משאבת הלב יעיל. מתוך היבט אלקטרופיזיולוגיות, הפונקציה העיקרית אטריה היא לווסת את קצב הלב. האותות החשמליים מקורן הצומת סינוס ממוקם בצומת בין הווריד הנבוב העליון (SVC) לבין העלייה הימנית (RA), ולאחר מכן להפיץ את רא, אטריום שמאל (LA), לנהל את הנוזלים דרך צומת atrioventricular שלו-Purkinje מערכת הולכה.
הפרעות בקצב הלב, אשר הפרעות קצב בלב, מסווגים לתוך חדרית על פי מוצאם, פרפור. פרפור פרוזדורים (AF) היא הצורה הנפוצה ביותר מתמשכת של הפרעה בקצב הלב, המאופיינת על ידי עירור אקראי ומהיר של אטריה. ניתוח גנטי האחרונות ולימודי הגנום כולו האגודה (GWAS) הראו את הקשר בין AF, מוטציות גנטיות או3,2,1,monopolymorphisms4. ממצאים אלה מצביעים על ש-AF משויכת לפחות חלקית הגורם הגנטי. לכן, חיוני כדי להעריך את האינטראקציות גנוטיפ-פנוטיפ אטריה באמצעות מודל בעלי חיים מהונדס. מקובל כי העכבר הוא היונק ביותר על ההנדסה הגנטית.
הטכניקה אופטי מיפוי פותחה כדי להעריך את עירור של רקמת הלב. עם זאת, התבוננות האטריום מאתר על ידי מיפוי אופטי היא הקשו על ידי גודלו הקטן יחסית. אנו מנסים להשיג הערכה מפורטת של האטריום מאתר עם רזולוציה טמפורלית, מרחבית גבוהה.

<table><tbody><tr><td>(-)-Blebbistatin</td><td>SIGMA</td><td>B0560-1MG</td><td>E-C decoupler to eliminate motion artifact during optical mapping</td></tr><tr><td>RH237</td><td>Biotium</td><td>61018</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Rhod2AM</td><td>Biotium</td><td>50024</td><td>Ca indicator</td></tr><tr><td>Pluronic F-127 20% solution in DMSO</td><td>Biotium</td><td>#59000</td><td>To enhance the staining with Rhod2AM</td></tr><tr><td>Di-4-ANEPPS</td><td>Wako</td><td>041-29111</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide</td><td>Wako</td><td>046-21981</td><td>Solvent for reagents</td></tr><tr><td>Bottle top filter</td><td>Corning</td><td>430513</td><td>For filtering Tyrode&#039;s solution</td></tr><tr><td>Haparin Sodium</td><td>Mochida Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>N/A</td><td>To avoid blood clots in the coronary artery</td></tr><tr><td>Air stone (&amp;phi;8 mm x 10 mm)</td><td>Tokyo Koshin Rikagaku Seisakusho</td><td>N/A</td><td>for aeration</td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku Corporation</td><td>N/A</td><td>For an anesthesia</td></tr><tr><td>Programmable stimulator</td><td>Fukuda Denshi</td><td>BC-05</td><td>Fukuda Denshi kindly rented us.</td></tr><tr><td>Power Lab</td><td>AD Instruments</td><td>Powerlab 26/8SP</td><td>To record blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>ML132</td><td>Amprifier for electrocardiogram</td></tr><tr><td>BP Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE117</td><td>Amprifier for blood pressure</td></tr><tr><td>LabChart</td><td>AD Instruments</td><td>Version 7</td><td>Software to record and analyze blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Disposable BP transducer</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td>pressure transducer</td></tr><tr><td>1-Fr custom made electrode catheter</td><td>Unique Medical</td><td>N/A</td><td>To pace right atrium</td></tr><tr><td>Polyethylene tube (OD: 0.8 mm, ID: 0.5 mm)</td><td>Natume Seisakujo</td><td>SP31</td><td>Put into superior vena cava to introduce electrode catheter</td></tr><tr><td>Millex-SV 5.00 &amp;mu;m</td><td>Merk Millipore</td><td>SLSV025LS</td><td>To filter the circulating Tyrode</td></tr><tr><td>24-gauge indwelling needle</td><td>TERUMO</td><td>SR-FS2419</td><td>Introduced into left ventricle to reduce the pressure in chamber</td></tr><tr><td>21-gauge needle</td><td>TERUMO</td><td>SN-2170</td><td>We cut the tip of needle and blunted it by filing</td></tr><tr><td>25-guage needle</td><td>TERUMO</td><td>NN-2525R</td><td></td></tr><tr><td>1-ml syringe</td><td>TERUMO</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>PVC tube</td><td>TERUMO</td><td>SF-ET0525</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>TERUMO</td><td>TS-TL2K</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>As one</td><td>3-1491-01</td><td></td></tr><tr><td>Custum made heating glass coil</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Custum made warming glass chamber</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Constant temperature circulating device</td><td>Lauda</td><td>E100</td><td>connected to heating coil and warming chamber</td></tr><tr><td>Cover glass (25 mm &amp;times; 60 mm)</td><td>Matsunami</td><td>C025601</td><td>Put on the atria to flatten the recording area</td></tr><tr><td>Perista pump</td><td>ATTO</td><td>SJ-1211</td><td>peristaltic pump</td></tr><tr><td>Stemi DV4</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Stereomicroscope</td></tr><tr><td>MiCAM ULTIMA-L2</td><td>Brainvision Inc.</td><td>UL-L2</td><td>Optical mapping System</td></tr><tr><td>BV_Ana Software</td><td>Brainvision Inc.</td><td>BV_Ana</td><td>Data Analysis Software</td></tr><tr><td>THT Macroscope</td><td>Brainvision Inc.</td><td>THT-ZS</td><td>Epi-Illumination Unit</td></tr><tr><td>LED Light Source</td><td>Brainvision Inc.</td><td>LEX2-G</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 560nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM560</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Excitation Filter 520/35nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-520/35-25</td><td></td></tr><tr><td>Projection lens Plan S 1.0X</td><td>Carl Zeiss</td><td>435200-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Focus Drive</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Objective lens Revolver</td><td>Carl Zeiss</td><td>435302-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Manual Focus Column</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Macroscope Base</td><td>Carl Zeiss</td><td>435430-9901-000</td><td></td></tr><tr><td>Straight Light Guide</td><td>MORITEX Corporation</td><td>MSG10-2200S</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Condenser Lens</td><td>MORITEX Corporation</td><td>ML-50</td><td></td></tr><tr><td>PLANAPO 5.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447243</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447157</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.6X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447050</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>Beam-Splitter</td><td>Brainvision Inc.</td><td>FLSP-2</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 665nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM665</td><td>Beam-Splitter</td></tr><tr><td>Emission Filter 572/28nm</td><td>Edmund Optics</td><td>#84-100</td><td>Rhod2-AM</td></tr><tr><td>Emission Filter 697/75nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-697/75-25</td><td>RH237 and Di-4-ANEPPS</td></tr><tr><td>0.2 mL PCR tube</td><td>Greiner Bio-One</td><td>671201</td><td></td></tr><tr><td>aluminum foil</td><td>Toyo alumi</td><td>0020</td><td></td></tr></tbody></table>

electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping

מחקרים שנערכו לאחרונה האגודה הגנום כולו מיקוד פרפור פרוזדורים (AF) הראו קשר חזק בין גנוטיפ פנוטיפ אלקטרופיזיולוגיות בתוך אטריה. זה מעודד אותנו לנצל את מודל העכבר מהונדס התירי את המנגנון של AF. עם זאת, קשה להעריך את המאפיינים אלקטרופיזיולוגיות אטריה מאתר בשל גודלם הקטן. פרוטוקול זה מתאר הערכת אלקטרופיזיולוגיות אטריה באמצעות מערכת מיפוי אופטי עם רזולוציה טמפורלית, מרחבית גבוהה בליבם מאתר Langendorff perfused. מערכת מיפוי אופטי מורכב עם כפולה במהירות גבוהה משלימים תחמוצת מתכת מוליכים למחצה מצלמות ועדשות בהגדלה אובייקטיבי, כדי לזהות את זריחה של מתח רגיש צבע ו- Ca2 + מחוון. כדי להתמקד ההערכה של אטריה מאתר, מתבצע מיפוי אופטי עם שטח של 2 מ מ × 2 מ מ או 10 מ"מ x 10 מ מ, עם 100 × 100 רזולוציה (20 מיקרומטר לפיקסל או 100 מיקרומטר לפיקסל), קצב הדגימה של עד 10 קילו-הרץ (0.1 ms) מקסימום. אלקטרודה quadripolar גודל 1-צרפתית צועד קטטר ימוקם אטריום ימין דרך הווריד הנבוב הימנעות נזק מכני האטריום, צועד גירוי מועבר דרך הקטטר. המחקר אלקטרופיזיולוגיות מתבצע באמצעות גירוי מתוכנת כולל צועד קבוע, פרץ צועד, ועד extrastimuli טריפל צועד. תחת ספונטני או צועד קצב, המיפוי אופטי הקליט את פוטנציאל הפעולה משך ההפעלה מפה, מהירות הולכה, Ca2 + ארעי בנפרד בתוך אטריה ימין ועל שמאל. בנוסף, גירוי מתוכנת קובע גם את inducibility של tachyarrhythmias פרפור. מיפוי מדויק ההפעלה מתבצעת כדי לזהות המשכיות עירור באטריום במהלך tachyarrhythmia פרפור המושרה. מיפוי אופטי עם סביבה מיוחדים מאפשרת הערכה אלקטרופיזיולוגיות יסודית של האטריום מאתר דגמים פתולוגיים.

מיפוי אופטי הניסויים מתבצעים באמצעות המכשירים כפי שמוצג באיור 1a. הסכימה של מערכת אופטית מודגם ב איור 1b. המערכת מספקת ניתוח ברזולוציה גבוהה של פוטנציאל הממברנה, Ca2 + ארעית בתוך הפרוזדור.
כפי שהיא מתוארת באיור 1 c ו- d, בלב המבודד ממוקם בתוך תא טמפרטורה מבוקרת. צנתר אלקטרודה גודל 1-צרפתית מושם ב ר. א דרך צינור PE מוכנס לתוך SVC ולאחר עוד צינור PE שכנה מוכנס לתוך חלל LV מהקודקוד LV כדי למנוע לחץ רב מדי על תא הלב. עבור הקלטה סימולטני אק ג, הקתודה (אק ג עופרת [-]) מחובר המחט תעלות, האנודה (אק ג עופרת [+]) מחובר האלקטרודה pin מוכנס לתוך השיא חדרית. התכונה של הרכבה זו היא למנוע נזק מכני אטריה.
עבור הערכת מתח הממברנה, נרשם עם פלורסצנטיות באמצעות di-4-ANEPPS עד קצב הדגימה מסגרות לשנייה 10,000 (איור 2). המפה הפעלה מתקבל במהלך קבוע צועד נמסר מרע המיפוי בסדר המאפשרת הניתוח של הדפוס הולכה מפורט ב אטריה מאתר קטן.
איור 3 מדגים עקבות נציג של מתח הממברנה, Ca2 + ארעי באל באמצעות RH237 ו- Rhod2AM במהלך קבוע צועד מרע להפחית את קצב הדגימה של המיפוי כדי 1000 מסגרות לשנייה כדי לקבל יחס אות/רעש מספיקות של האות Rhod2AM עם ההגדרה הנוכחית. עם זאת, המערכת מספקת איכות מספיק לניתוח היחסים בין פוטנציאל הפעולה לבין Ca2 + ארעית.
אנחנו לאחר מכן לבצע אינדוקציה של tachyarrhythmia פרפור עם גירוי מתוכנת שימוש בעכברים תחת מצב פתולוגי. איור 4 תערוכות הקלטת האופטי של המושרה AT באטריום מאתר מוכתם di-4-ANEPPS. העכבר עובר הליך התרחבות אבי העורקים רוחבי כדי להחיל עומס הלחץ לאטריום 10 ימים לפני הניסוי6. אנחנו זירוז AT מאת extrastimuli טריפל צועד (120/100/100/80), ולבחון התפשטות של מעגל reentrant.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig1.jpg"> איור 1. מערכת מיפוי אופטי. א העצרת הכללית של מערכת מיפוי electrophysiology/אופטי. b. מפרטים טכניים של ההרכב של מערכת מיפוי אופטי: החץ הכחול מציין את עירור אור שנוצר על ידי מקור האור. ניתן להחליף את העדשה המטרה עם הצריח. האור הנפלט מכל הלב מוכתם מפוצל בין מצלמה 1 מצלמה 2 תשאר. מצלמה 1 מזהה את האותות אורך גל ארוך עבור מתח הממברנה, מצלמה 2 רשומות אורכי הגל עם מסנן bandpass של 580 nm ± 20 עבור Ca2 + והחולף. במהלך ההליך, הלחץ אק ג זלוף נרשמים באופן רציף, האות א הוא גם לייבא בו-זמנית המפה אופטי תוכנת צריבת. ג הכנה של לבבות בודדים: ליבם הם לצינוריות עם מחט קהות דרך העורקים עבור זלוף. להקלטות אק ג בו זמנית, הקתודה מחובר המחט תעלות, האנודה עם האלקטרודה pin מוכנס לתוך השיא חדרית. האלקטרודות ובשעות תעלות ד : הלב הוא לצינוריות עם מחט קהות 21-מד עבור זלוף (תעלות מחט). בגודל 1-צרפתית מגרה אלקטרודה (אלקטרודה) ממוקם באטריום ימין דרך צינור פוליאתילן מוכנס לתוך הווריד הנבוב. תא זכוכית מחומם ב 37 הלעפה תרוטרפמט על ידי מים מחומם במחזור חלל החדר. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig2.jpg"> באיור 2. הפעלת מפה באטריום. א הפעלת נציג מפות בתצוגה קדמית עם 5 X עדשת אובייקטיבי, ו - b בתצוגה האחורי עם עדשה המטרה X 1.6. (משמאל לוח) תיאור סכמטי של אטריום והלב מבודד. (לוח נכון) הפעלת מפה של אטריום שמאל שהושג עם די-4-ANEPPS מכתים-מסגרות 10,000/s. ההקלטה מתבצעת תחת קבוע צועד עם האלקטרודה מגרה ממוקמת ב אטריום ימין. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig3.jpg"> איור 3. הקלטה כפולה של פוטנציאל הפעולה, Ca2 + ארעי ב אטריום שמאל. א סכמטי של הלב מבודד. b. תמונה ייצוגית של האינטנסיביות של זריחה מימדי באמצעות RH237 עבור מתח הממברנה (Vm) ו- Rhod2AM עבור Ca2 + והחולף. ההקלטה מתבצעת עם עדשה המטרה X 5 ב-1000 מסגרות/s. c. הקלטה בו זמנית של אק ג (למעלה), האות RH237 (באמצע), האות Rhod2AM (למטה), בזמן קבוע צועד עם האלקטרודה גירוי ב אטריום ימין. החצים השחורים מציינים גירוי קוצים חיצים צהובים של עירור חדרית. אפקט פיזור אור מן הנוזלים גם יכול להיות שנצפו (חץ צהוב) הן RH237 אות, אות Rhod2AM. ד הממוזג RH237 ו- Rhod2AM לאתר. פוטנציאל הפעולה של Ca2 + שינויים חולף נרשמים בו זמנית. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig4.jpg"> באיור 4. מיפוי ההפעלה במהלך טכיקרדיה פרפור. (משמאל לוח) תיאור סכמטי של הלב מבודד. (התיכון לוח) מפת ההפעלה במהלך טכיקרדיה פרפור (AT). AT הסחרור הושפע extrastimuli טריפל צועד נמסר מהפרוזדור הימני. (לוח נכון) מפת ההפעלה במהלך קצב סינוס בלב העכבר זהה. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
הסרט משלים 1. הסרט מייצג של קרום פוטנציאליים בתוך הפרוזדור באמצעות צביעת עם די-4-ANEPPS. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_1.zip">אנא לחץ כאן כדי להוריד את הקובץ.</a>
הסרט משלים 2. סרטים נציג של המיפוי הפעלה בזמן פרפור קצב סינוס טכיקרדיה. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_2.zip">אנא לחץ כאן כדי להוריד את הקובץ.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping at JoVE.com

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

אלקטרופיזיולוגיות להערכת אטריה מאתר עם מיפוי אופטי ברזולוציה גבוהה

פרוטוקול זה מתאר הערכת אלקטרופיזיולוגיות אטריה מאתר ניצול מערכת מיפוי אופטי עם הגיאופוליטיות והמרחביות טמפורלית רזולוציה גבוהה, כולל הקלטות כפולה של מתח הממברנה, Ca2 + חולף תחת מתוכנת גירוי דרך קטטר אלקטרודה מיוחדת.

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

electrophysiological-assessment-murine-atria-with-high-resolution

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Views.  Tokyo Medical and Dental University. פרוטוקול זה מתאר הערכת אלקטרופיזיולוגיות אטריה מאתר ניצול מערכת מיפוי אופטי עם הגיאופוליטיות והמרחביות טמפורלית רזולוציה גבוהה, כולל הקלטות כפולה של מתח הממברנה, Ca2 + חולף תחת מתוכנת גירוי דרך קטטר אלקטרודה מיוחדת.

Video: Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Multiparametric מיפוי אופטי של הלב Langendorff-perfused הארנב

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Bioengineering

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

מיפוי אופטי של פוטנציאלים פעולה ו הארעית סידן בלב מאוס

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

High-Resolution Endocardial and Epicardial Optical Mapping in a Sheep Model of Stretch-Induced Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance seen in clinical practice and its prevalence is expected to increase in the coming years.3 Increased intra-atrial pressure and dilatation have been long recognized to lead to AF,1,4 which highlights the relevance of using animal models and stretch to study AF dynamics. Understanding the mechanisms underlying AF requires visualization of the cardiac electrical waves with high spatial and temporal resolution. While high-temporal resolution can be achieved by conventional electrical mapping traditionally used in human electrophysiological studies, the small number of intra-atrial electrodes that can be used simultaneously limits the spatial resolution and precludes any detailed tracking of the electrical waves during the arrhythmia. The introduction of optical mapping in the early 90's enabled wide-field characterization of fibrillatory activity together with sub-millimeter spatial resolution in animal models5,6 and led to the identification of rapidly spinning electrical wave patterns (rotors) as the sources of the fibrillatory activity that may occur in the ventricles or the atria.7-9 Using combined time- and frequency-domain analyses of optical mapping it is possible to demonstrate discrete sites of high frequency periodic activity during AF, along with frequency gradients between left and right atrium. The region with fastest rotors activates at the highest frequency and drives the overall arrhythmia.10,11 The waves emanating from such rotor interact with either functional or anatomic obstacles in their path, resulting in the phenomenon of fibrillatory conduction.12 Mapping the endocardial surface of the posterior left atrium (PLA) allows the tracking of AF wave dynamics in the region with the highest rotor frequency. Importantly, the PLA is the region where intracavitary catheter-based ablative procedures are most successful terminating AF in patients,13 which underscores the relevance of studying AF dynamics from the interior of the left atrium. Here we describe a sheep model of acute stretch-induced AF, which resembles some of the characteristics of human paroxysmal AF. Epicardial mapping on the left atrium is complemented with endocardial mapping of the PLA using a dual-channel rigid borescope c-mounted to a CCD camera, which represents the most direct approach to visualize the patterns of activation in the most relevant region for AF maintenance.

This report provides a detailed description of the methodology and results of simultaneous endocardial and epicardial optical mapping of electrical excitation in the intact left atrium of a Langendorff-perfused sheep heart during stretch-induced atrial fibrillation.

ברזולוציה גבוהה מיפוי אופטי Endocardial ו Epicardial במודל הכבשים של פרפור פרוזדורי למתוח-induced

 Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance ...

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

מיפוי אופטי של Langendorff-perfused לבבות עכברוש

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Biology

Optical Imaging of Isolated Murine Ventricular Myocytes

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances in calcium sensitive dyes have permitted the robust optical recording of single cell calcium dynamics, recording of robust transmembrane optical voltage signals has remained difficult. Arguably, this is because of the low single to noise ratio, phototoxicity, and photobleaching of traditional potentiometric dyes. Therefore, single cell voltage measurements have long been confined to the patch clamp technique which while the gold standard, is technically demanding and low throughput. However, with the development of novel potentiometric dyes, large, fast optical responses to changes in voltage can be obtained with little to no phototoxicity and photobleaching. This protocol describes in detail how to isolate adult murine myocytes which can be used for cellular shortening, calcium, and optical voltage measurements. Specifically, the protocol describes how to use a ratiometric calcium dye, a single-excitation calcium dye, and a single excitation voltage dye. This approach can be used to assess the cardiotoxicity and arrhythmogenicity of various chemical agents. While phototoxicity is still an issue at the single cell level, methodology is discussed on how to reduce it.

We present the methodology for the isolation of murine myocytes and how to obtain voltage or calcium traces simultaneously with sarcomere shortening traces using fluorescence photometry with simultaneous digital cell geometry measurements.

הדמיה אופטית של מודציטים מבודדים המוח החדרית

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances ...

High-Throughput Analysis of Optical Mapping Data Using ElectroMap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we present, in a step-by-step guide, the use of ElectroMap for analysis, quantification, and mapping of high-resolution voltage and calcium datasets acquired by optical mapping. ElectroMap analysis options cover a wide variety of key electrophysiological parameters, and the graphical user interface allows straightforward modification of pre-processing and parameter definitions, making ElectroMap applicable to a wide range of experimental models. We show how built-in pacing frequency detection and signal segmentation allows high-throughput analysis of entire experimental recordings, acute responses, and single beat-to-beat variability. Additionally, ElectroMap incorporates automated multi-beat averaging to improve signal quality of noisy datasets, and here we demonstrate how this feature can help elucidate electrophysiological changes that might otherwise go undetected when using single beat analysis. Custom modules are included within the software for detailed investigation of conduction, single file analysis, and alternans, as demonstrated here. This software platform can be used to enable and accelerate the processing, analysis, and mapping of complex cardiac electrophysiology.

This protocol describes the setup and use of ElectroMap, a MATLAB-based open-source software platform for analysis of cardiac optical mapping data. ElectroMap provides a versatile high-throughput tool for analysis of optical mapping voltage and calcium datasets across a wide range of cardiac experimental models.

ניתוח תפוקה גבוהה של נתוני מיפוי אופטי באמצעות מידע אלקטרומגנט

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we ...

Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to larger animals. Yet, larger mammals are better suited for translational research questions related to normal cardiac physiology, pathophysiology, and preclinical testing of therapeutic agents. To overcome the technical barriers associated with employing a larger animal model in cardiac research, we describe an approach to measure physiological parameters in an isolated, Langendorff-perfused piglet heart. This approach combines two powerful experimental tools to evaluate the state of the heart: electrophysiology (EP) study and simultaneous optical mapping of transmembrane voltage and intracellular calcium using parameter sensitive dyes (RH237, Rhod2-AM). The described methodologies are well suited for translational studies investigating the cardiac conduction system, alterations in action potential morphology, calcium handling, excitation-contraction coupling and the incidence of cardiac alternans or arrhythmias.

The objective of this study was to establish a method for investigating cardiac dynamics using a translational animal model. The described experimental approach incorporates dual-emission optocardiography in conjunction with an electrophysiological study to assess electrical activity in an isolated, intact porcine heart model.

אופקרדיוגרפיה ולימודי אלקטרופיזיולוגיה של לשעבר Vivo נגדורף

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte monolayers. HL-1 cells have been widely used as a 2-Dimensional cellular model for studying diverse aspects of cardiac physiology. However, it has been a great challenge to optically map calcium (Ca) transients and action potentials simultaneously from the same field of view in a cultured HL-1 atrial cell monolayer. This is because special handling and care is required to prepare healthy cells that can be electrically captured and optically mapped. Therefore, we have developed an optimal working protocol for dual channel optical mapping. In this manuscript, we have described in detail how to perform the dual channel optical mapping experiment. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of action potential propagation and Ca kinetics in arrhythmia development.

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

מתח וסידן ערוץ כפול אופטי מיפוי של תרבית HL-1 פרוזדורים Myocyte חד שכבתי

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

This article describes the detailed protocol and equipment necessary for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ in the Langendorff-perfused rabbit heart. This method allows for direct observation and quantification of Vm and SR Ca2+ dynamics in the intact heart.

מיפוי אופטי של Intra-sarcoplasmic reticulum Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; ופוטנציאל הטרנסממברני בלב ארנב Langendorff-perfused

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.

אלקטרופיזיולוגיות להערכת אטריה מאתר עם מיפוי אופטי ברזולוציה גבוהה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video