עבודה זו נתמכה על ידי מענק SBIR (1R44EY027654-01A1).

כל ההליכים עם עכברים בוצעו על פי פרוטוקולים שאושרו על-ידי החולים אוקלנד המכון לחקר בעלי חיים טיפול ושימוש הוועדה של הילדים, דבקה האגודה למחקר בהצהרת חזון, רפואת עיניים (ארוו) לשימוש חיות אופטלמולוגיות ועל חזון המחקר.
1. רקמות הכנה Immunostaining
<ol><li>המתת חסד C57 BL/6J עכברים ביום עובריים (E) 16, יום לאחר הלידה (P) 0, P15 ו P90 על ידי פחמן דו חמצני (CO2) ואחריו עריפת ראש (עכברים E16, P0).</li>
	<li>עכבר מיד enucleate העיניים ניקב עם המחט 29G 1/2 בצד הגבי של העין. תקופת דגירה של 5 דקות (דקות) ב 1 מ"ל של 4% paraformaldehyde (PFA) בבאגירה פוספט תמיסת מלח (1 x PBS) pH 8.0 בטמפרטורת החדר.</li>
	<li>כדי להפוך את העין כוסות מן P0, P15 P90, שווייץ קרנית, עדשה עם מספריים אופטלמולוגיות בסדר בעוד העיניים % 4 מחברים. הערה: לדלג על שלב זה עבור העיניים E16 עיניו הם קטנים מדי.</li>
	<li>לתקן את כוסות העין (P0, P15 P90), כל העיניים (E16) ב 4% מחברים עבור 20 דקות בטמפרטורת החדר. ואז לשטוף את העין כוסות, עיניו כל פעמיים ב 1 מ"ל של PBS 1 x 10 דקות בטמפרטורת החדר.</li>
	<li>Cryoprotect העין כוסות, כל העיניים ב 1xPBS, pH 8.0 המכיל 10% סוכרוז למשך שעה. לשמור על 20% סוכרוז ב- PBS 1 x 1 שעה וירווה ואז ב- 30% סוכרוז ב- PBS 1 x לילה ב 4 º C.</li>
	<li>למחרת, להטביע את הכוסות עיניים והעיניים כל אופטימלית טמפרטורה תרכובת חיתוך (אוקטובר), (500 µL) ב cryomolds snap-הקפאת באמבט קרח יבש/אתנול, לאחסן ב- 80 ° c</li>
	<li>להסיר את התבניות עם העין מוטבע כוסות ועיניים כל-80 ° C, מאפשרים equilibrate ל-20 ° C עבור שעה אחת לפני cryosectioning.</li>
	<li>לחתוך חתכי רוחב ברשתית (בעובי 12 מיקרומטר) במקביל לציר temporonasal דרך ראש עצב הראייה באמצעות cryostat ב-20 ° C.</li>
	<li>הר מקטעי רשתית על שקופיות מיקרוסקופ53 וחנות ב-80 מעלות צלזיוס.</li>
</ol>2. Immunostaining עם נוגדנים 5-mC, 5-hmC
<ol><li>להקיף את המקטעים ברשתית רכוב על שקופיות עם עט הידרופובי המכשול. העט הידרופובי המכשול מפחיתה את עוצמת הקול של נוגדן הנדרש כדי להכתים את הרקמה.</li>
	<li>לשטוף את המקטעים ברשתית פעם אחת עם 200 µL 1 x PBS למשך 10 דקות.</li>
	<li>Permeabilize הסעיפים ברשתית עם 200 µL של 0.1% טריטון X-100 ב 1 x PBS (PBS-T) למשך 10 דקות בטמפרטורת החדר.</li>
	<li>Denature מקטעי רשתית למשך 30 דקות עם 200 µL של טריות חומצת מלח (HCl) N 2 ב 1 x PBS ב חממה 37 ° C. הערה: טיטור זהיר של HCl טיפול נחוץ כדי למטב את האות 5mC.</li>
	<li>תמיד כוללים ביולוגי משכפל (3-4) תוך אופטימיזציה 5mC אות54. הערה: עשינו אנטיגן אחזור ב- 4 נקודות זמן (15 דקות, 30 דקות, 1 h ו- 2 h), והוא נמצא 30 דקות הדגירה אופטימלי איתות 5mC. זמן הדגירה עם HCl השתנה המבנה של גרעינים שמוביל לחוסר יכולת לבצע לוקליזציה אות 5mC את הגרעין.</li>
	<li>לאחר דנטורציה, לנטרל סעיפים רשתית על-ידי הוספת µL 100 של 0.1 M טריס-HCl (pH 8.3) על הרשתית מקטעים עבור 10 דקות.</li>
	<li>דגירה בסעיפים 500 µL של חסימת פתרון (5% סרום preimmune עז רגילה ב- 0.1% טריטון X-100 ב 1 x PBS) לשעה בטמפרטורת החדר בתוך תא לחות.</li>
	<li>לאחר חסימת, להוסיף אנטי-5mC; נוגדנים אנטי-5hmC מדולל שבערך בחסימה לפתרון הסעיפים ברשתית.</li>
	<li>דגירה רשתית מקטעים לילה ב 4 מעלות צלזיוס בתא לחות.</li>
	<li>כביסה היום הבא, מקטעי רשתית 3 פעמים (10-15 דקות כל פעם) עם 0.1% PBS-T ואז דגירה בחסימה פתרון עם נוגדנים משניים המתאים (אנטי-ארנב עז, עז העכבר אנטי אג, מדולל; 1:1000), המכיל דאפי (4', 6 - diamidino-2-phenylindole) פתרון (1 µg/mL) בטמפרטורת החדר במשך 1 h בחסימה פתרון. הערה: למנוע ייבוש סעיפים בכל שלבי immunodetection.</li>
	<li>לשטוף את השקופיות בפעם השלישית עם 1 מ"ל של 0.1% ל- PBS-טי</li>
	<li>לאחר השטיפה האחרונה הר הסעיפים מימית הרכבה בינונית תחת coverslip, לאטום עם לק שקוף.</li>
</ol>3. אימונוהיסטוכימיה קונאפוקלית
<ol><li>אוריינט הסעיפים יש את הצד אפיתל הפיגמנט ברשתית של גביע אופטיים פונה תמיד דרך אחת (למשל, למעלה), עקביות.</li>
	<li>לבצע לכידת התמונה סעיפים immunostained רשתית-63 X (הגדלה של עדשת המטרה) עם 2 X או 3 X זום.</li>
	<li>ליצור מספר מקטעים אופטי של כל תמונה שנבחרה (z-ערימות) כל 3 ערוצים (אדום, ירוק וכחול, RGB) באמצעות 0.35 שלב מיקרומטר. הערה: ההגדלה הסופי של הדגימה דמיינו ב- 10-20 X (הגדלה של עדשת המטרה) תהיה 63 X, בהתאמה, כאשר בשילוב עם 10 (בדרך כלל בשימוש) X העדשה הפנימית. דמיינו מחסנית אופטית דחוס כדי לאתר את האות 5mC ו- 5hmC</li>
</ol>

המחברים אין לחשוף.

מתילציה DNA hydroxymethylation דינמי והפיך DNA השינויים אשר modulatethe מגוון רחב של מנגנונים ביולוגיים מתפתחת גם כמו תאים postmitotic בקרב אנשי עסקים ותיירים כאחד. כאן, אנו מתארים שיטה לשחזור לגילוי 5mC ו- 5hmC DNA השינויים בחיי עיר בטכניקת immunohistochemical (באמצעות נוגדנים anti-5mC ו- anti-5hmC) בסעיפים paraformaldehyde-קבוע קפוא של העכבר הרשתית, ולספק הנחיות ולשיפור המתקנות את התוצאות, במיוחד בעת השוואת מספר פרטים שונים. אנחנו קודם לכן השתמשו בשיטה זו על 5mC שינויים ברשתית עכבר עם הרשתית ספציפיים פילוח של Dnmt1, Dnmt3a , Dnmt3b DNA methyltransferase גנים, ודיווח דלדול (הצפויה) של סימני 5mC שלהם קרועות7 .
השלב הקריטי בזיהוי immunohistochemical 5mC הוא אופטימיזציה של טיפול סעיפים היסטולוגית עם HCl: פחות מ 15 דקות רעלני לא צפוי לייצר תוצאות לשחזור, ואילו טיפול מופרז עם HCl הורס את הגרעין ארכיטקטורה. מצאנו את התוצאה הטובה ביותר לאחר דגירה 30 דקות עם HCl. מומלץ תמיד להשתמש HCl טרי מדולל והפתרון PFA טרי 4% עבור קיבוע דנטורציה DNA רקמת רשתית.
כדי לפתור את התוצאות, אנו ממליצים לכלול שלושה או ארבעה ביולוגי משכפל תוך אופטימיזציה 5mC אות. בעוד כל אדם סט של נוגדן עשויה ליצור תוצאות שונות במקצת (אזורים heterochromatic בהיר יותר או פחות), אשר צפויה immunohistochemical בשיטה, 5mC, 5hmC הפצה גרעינית בתוך ערכת בודדים סעיפים צפוי להיות מאוד לשחזור, עבור כל עוד מופיע בפרוטוקול.
טכניקה זו יש גם הגבלה בעקביות הבחנו השתנות בחלוקה 5mC ב גרעינים תא קולט אור בתוך אותו סעיף. . מצאנו כמה גרעינים הראה אות חזק 5mC תוך גרעין התא הסמוך הראה שום אות 5mC... זאת בשל הגבלה ב גם ההומניסטית והאוטונומית אנטיגן 5mC על ידי טיפול HCl בסעיפים קפוא.
המשמעות של טכניקה זו מאפשרת 5mC לוקליזציה ללא טיפול K DNase ו proteinase מובילים יותר לשימור chromocenters. טכניקה זו הוא צפוי לעבוד robustly על כל קטעי כל רקמות בעלי חוליות, 5mC נשיאה, סימני 5hmC, מעובד עם גישה דומה, לא רק העכבר הרשתית, עבור כל עוד מופיע בפרוטוקול.

Epigenetic רגולציה של פיתוח, postmitotic הומאוסטזיס של רשתית העכבר הוא אזור מרתק של מחקר, אילו הבטחות להביא הבנה של מנגנונים ביולוגיים שליטה retinogenesis ותא גורל נחישות, תאים ייחודיים לסוג פונקציה מטבולית וכן תא פתולוגיות, מוות של תאים, התחדשות1,2,3,4,5,6,7,8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13. כרומטין עובר שינויים דינמיים בשלבי פיתוח, כמו גם בתגובה אותות חיצוניים משתנה בין אם זה הלחץ, מטבולית או בתא המוות גירויים6,14,15, 16 , 17 , 18. ב העכבר גרעינים, כרומטין מחולק euchromatin פעיל והטרוכרומטין לא פעיל6,19,20. בגרעין לאטמוספרה, euchromatin שוכן באזור הפנימי של הגרעין ואילו הטרוכרומטין קווים את הפריפריה הגרעין ואת גרעינון. דפוס זה נקרא קונבנציונאלי והוא מאוד כולו ב פרוקריוטים. לעומת זאת, רוד גרעינים בעלי חיים ליליים כגון עכבר או חולדה יש הפוך דפוס שבו הגרעין מאוכלס על ידי הטרוכרומטין במרכז מוקף euchromatin ויוצרים את המעטפת החיצונית ביותר6,18, 20. בלידה, רוד גרעינים יש אדריכלות גרעיני קונבנציונלי. היפוך של רוד הגרעינים מתרחשת במהלך הפיתוח על ידי שיפוץ לאדריכלות גרעיני קונבנציונלי. במהלך תהליך זה, הטרוכרומטין היקפיים מפריד בין הפריפריה גרעינית, chromocenters להינתך יחד לצורה chromocenter יחיד במרכז של גרעין6,18.
מתילציה DNA גנומי משתתפת שליטה מקומיים כרומטין קונפורמציה21. מתילציה DNA מתרחשת במיקום 5' של ציטוזין שאריות של CpG dinucleotides כי הם מועשרים באזור המקדם של גנים רבים העכבר הגנום22,23,24,25,26 כמו גם intergenic ואזורים אינטרון, הנושאות אלמנטים תקינה27. מתילציה של CpG איים ב21,הפרוקסימלית היזמים24 וחלבונים CpG ג'ין משפרי27,28 חשוב בוויסות המצב הדינאמי של כרומטין טרינארית, המכיל רבים גורמים התפתחותיים גנים/תמלול משחקת תפקיד חשוב בתחום הפיתוח, סרטן להזדקנות29,30,31,32,33,34 . דנ א שלושה methyltransferases (DNMTs) להשתתף מתילציה DNA במהלך פיתוח העכבר35. כל שלושת DNMTs באים לידי ביטוי במהלך פיתוח רשתית העכבר36 , שינויים הספציפיים רשתית ב Dnmt גנים השפעת התפתחות הרשתית2,7. Hydroxymethylcytosine (5hmC) הוא מוצר חמצוני של demethylation 5-methylcytosine (5mC). השלושה עשר-11 טרנסלוקציה (ט) אנזימים להשתתף3938,37,demethylation 5mC. Hydroxymethyl-C השינוי מועשר בתמציות היזמים, וגופי ג'ין intergenic רצף גנומית בתוך ג'ין עשיר, אזורים באופן פעיל משועתקים27,40.
יש מגוון של גישות שתואר בקביעת דפוסי מתילציה DNA שינוי של תאים41,42,43,44,45,46, חלקם הפעלת לכימות שינויים כלליים של מתילציה DNA בעוד שאחרים התמקדות מדויק שינויים באזורים עשירים CpG בתוך היזמים, מוצרי טיפוח טבעיים. שיטות זיהוי, כימות של 5hmC היו גם דווח על47, לרבות על ידי אימונוהיסטוכימיה13. Immunohistochemical טכניקות, אשר מאפשרים ניטור חזקים של שינויים 5mC ו- 5hmC הגרעינים של פיתוח תאים postmitotic, הם מאוד אינפורמטיבי עבור בהתוויית כרומטין dynamics בחיי עיר בתגובה לשינויים חיצוני או פנימי להשפיע על48,4913,4,תאים. עם זאת, גישה זו היא נוטה ממעיט מתילציה DNA ושינויים hydroxymethylation עקב קשיים טכניים, הקשורים בזיהוי שינויים ציטוזין בהכנות היסטולוגית. זה בגלל ה-DNA פולרי בסיסים, כולל 5mC ו- 5hmC-השתנה ציטוזין, מוסתרים בתוך המרכז של סליל ה-DNA גדילי כפול50, וזקוקים חשיפת פרצופו האמיתי. . זה מאתגר במיוחד קפוא ההכנות היסטולוגית, אשר עלול לאבד במהירות ארגון מקיף של הרקמה המקורית כאשר היחס הקשה מוחל.
הרשתית העכבר הוא מודל מצוינת לנתח את התרומה של מתילציה DNA התפתחות עצבית, הומאוסטזיס postmitotic. יש רק 6 סוגים של נוירונים (photoreceptors רוד, קונוס, אמקרין, תאים דו-קוטביים, אופקי וגנגליון), תא גליה אחד (מולר עכשיו, דונלד) וסוג אחד neuroepithelial תא סוג (אפיתל הפיגמנט ברשתית)51. סוגי תאים ברשתית דווחו יש דפוסים ברורים של ה-DNA מתילציה18,19, אשר לאחרונה נחקרה על בסיס יחיד רזולוציה1,5,9,12. לאחרונה דיווחנו ליישום אימונוהיסטוכימיה בהתוויית 5mC דפוס של הפצה בתוך גרעין של תאים ברשתית ושינויים הגרעינים של רשתית העכבר למבוגרים, איפה כל שלושת ה-DNA methyltransferases הוסרו על ידי מיקוד מותנה 7. לעומת מספר דוחות, בו הנוכחות של מתילציה DNA של תאים ברשתית יכולה להיחשב רק חיובי או שלילי האות hypermethylated תאי העובר אפופטוזיס, הגישה שלנו זמין גילוי כרומטין ספציפי סידור בתוך האטומים התא רשתית, אשר אנו, מספר קבוצות דיווח קודם5,6,7,18,19,36 , 52. כאן, אנו מתארים את הטכניקה immunohistochemical (IHC) של גילוי 5mC ו- 5hmC בסעיפים קפוא paraformaldehyde-קבוע היסטולוגית הפרטים כמו גם להדגים את הנתונים, אשר היינו יכולים להתרבות מהדוח המקורי שלנו7 .

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>29G1/2 ULTRA-FINE</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>329461</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor</td>
			<td>Fine Science tools, Inc.&#160;</td>
			<td>15000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAP pen</td>
			<td>RPICORP.com</td>
			<td>195505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microslide Superfrost plus</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48311-703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagent</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscope Science</td>
			<td>15710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x PBS</td>
			<td>Corning</td>
			<td>21-031-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek Optical cutting compound (OCT)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X 100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T9284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 N HCl</td>
			<td>VWR analytical&#160;</td>
			<td>BDH7204-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-HCl pH 8.3</td>
			<td>Teknova</td>
			<td>T1083</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>005-000-121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5mC</td>
			<td>Genway Biotech&#160;</td>
			<td>GWB-BD5190</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5hmC</td>
			<td>Active Motif</td>
			<td>39791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LaminB1</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab16048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cy2 AffiniPure Goat Ant-Rabbit IgG</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>111-225-1444</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cy3 AffiniPure Goat Ant-Mouse IgG</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>115-585-166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade medium</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>P36930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICRM HM 550</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>388114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

immunohistochemical detection of 5-methylcytosine and 5-hydroxymethylcytosine in developing and postmitotic mouse retina

אפיגנטיקה של התפתחות הרשתית הוא שדה מחקר למד היטב, אשר מבטיח מביא רמה חדשה של הבנה לגבי המנגנונים של מגוון מחלות ניוון רשתית האדם והצבע גישות טיפול חדשות. הארכיטקטורה הגרעין של רשתית העכבר מאורגן שני דפוסים שונים: הפוך קונבנציונאלי. דפוס קונבנציונלי הוא אוניברסלי שבו הטרוכרומטין הוא מקומי לפריפריה של הגרעין, בעוד euchromatin פעיל שוכנת על הפנים גרעיני. לעומת זאת, הפוך דפוס גרעיני הוא ייחודי רוד למבוגרים קולט אור התא האטום שבו הטרוכרומטין. רגישה למרכז הגרעין, euchromatin מתגורר באזורי הפריפריה גרעינית. מתילציה DNA נצפית בעיקר ב- chromocenters. מתילציה DNA הוא שינוי דינמי קוולנטיות על משקעי ציטוזין (5-methylcytosine, 5mC) של CpG dinucleotides כי הם מועשרים באזורים המקדם של גנים רבים. שלושה methyltransferases DNA (DNMT1, DNMT3A ו- DNMT3B) להשתתף מתילציה של הדנ א במהלך הפיתוח. גילוי 5mC עם טכניקות immunohistochemical הוא מאוד מאתגר, תורם השתנות בתוצאות, כמו כל DNA בסיסים כולל בסיסים 5mC ששינה ומוסתרים בתוך סליל הדנ א גדילי כפול. אולם, תיחום מפורט של התפלגות 5mC במהלך הפיתוח היא מאוד אינפורמטיבי. כאן, אנו מתארים שיטה לשחזור לגילוי immunohistochemical חזקה של 5mC ושל עוד epigenetic DNA סמן 5-hydroxymethylcytosine (5hmC), אשר colocalizes עם כרומטין 'פתח', transcriptionally פעיל בפיתוח, רשתית העכבר postmitotic.

כדי לקבוע את ההתפלגות של 5-methylcytosine (5mC) ו- 5-hydroxymethylcytosine (5hmC) במהלך התפתחות הרשתית, ברשתית postmitotic, אנו immunostained C57BL/6J העכבר ברשתית סעיף E16, P0, P15, P90 עם נוגדנים ספציפיים 5mC, 5hmC.
-E16 ההכתמה 5mC הייתה חזקה ב- chromocenters של גרעינים תא בזמן צביעת חלש נצפתה ב גרעינים התא כולו (איור 1 א'). ההכתמה 5hmC היה מרותק גרעינים תא והיה נעדר מן chromocenters (איור 1b).
ברשתית P0, האות 5mC מקומי את chromocenters של גרעין התא, הגרעין לפריפריה (איור 2a, החצים, חץ). גם הבחנו מכתים חלש של 5mC בין chromocenters של גרעינים התא. האות 5hmC היה מאוד נוכח גרעינים תא חוץ chromocenters (איור 2b). . מצאנו שעוד גרעינים מוכתמים 5mC ו- 5hmC בשכבה הפנימית neuroblast (INBL) (c איור 2, קו מנוקד)
ברשתית P15, מצאנו מכתים חזק של 5mC ושל 5hmC השכבה החיצונית גרעינית (גרת), השכבה הפנימית גרעינית (להיכנס), שכבת תאים גנגליון (שזכתה) (איור 3). גרת (רוד photoreceptors), האות 5mC היה נוכח chromocenters של גרעין התא, הגרעין לפריפריה (דמויות 3a-3 c, 3 g). האות 5hmC נמצאה גרעינים התא כולו למעט chromocenters (דמויות 3d-3f). במיקרוסקופ אלקטרונים הילוכים על הרשתית P15 מציגה את התפלגות של תחומים heterochromatic רוד תא גרעינים דומה לזה נמצא עם האות נוגדן 5mC (דמויות 3 h ו- 3עכשיו).
ההכתמה 5mC להיכנס, שזכתה היה. חזק chromocenters של גרעינים תא, צביעת חלש נצפתה גם בתוך גרעין התא כולו (דמויות 3j-3 l ו- 3r-3t). בניגוד 5mC, האות 5hmC מקומי גרעינים התא כולו למעט chromocenters להיכנס, שזכתה (דמויות 3 מ'-3o ו 3 בגודל 3u-ואט). הבחנו חזקה 5hmC אות על הפריפריה של גרעין התא שזכתה.
ב- photoreceptors רוד למבוגרים, האות 5mC היה מוגבל chromocenter ואת הגרעין לפריפריה של גרעינים תא (דמויות 4a-4 c), ואילו 5hmc האות היה מרותק הפריפריה גרעינית (4 דמויות d-4f).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58274/58274fig1.jpg"> איור 1. לוקליזציה של 5-methylcytosine ו- 5-hydroxymethylcytosine ברשתית העכבר מתחלקים היום 16. Immunostaining של C57BL/6J הרשתית עם נוגדנים 5mC (אדום, a) ו- 5hmC (ירוק, b). -E16, 5mC אות היא מאוד חזקה ב- chromocenters של גרעינים תא גם נוכח גרעינים התא כולו ברמה נמוכה יותר. 5hmC מכתים היה באופן בלעדי מוגבלת את גרעין התא. לוח c מייצג 5mC הממוזג ותמונה 5hmC. הגרעינים הם counterstained עם דאפי (כחול, ג). כניסות מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית של תמונות. סרגל קנה מידה: 5 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58274/58274fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58274/58274fig2.jpg"> באיור 2. נוגדן של 5-methylcytosine, 5-hydroxymethylcytosine ברשתית העכבר ביום כמחנכת 0. Immunolabeling של C57BL/6J הרשתית עם נוגדנים 5mC (אדום, a) ו- 5hmC (ירוק, b). ברשתית P0, 5mC ו 5hmC נוכחים השכבה החיצונית neuroblast (ONBL) והן השכבה הפנימית neuroblast (INBL). a) האות 5mC קיים בחריפות chromocenters (חץ) ואת הגרעין לפריפריה של גרעינים תא (חץ). צביעת חלש של 5mC הוא ציין גם בין chromocenters של גרעין התא. b) 5hmC מכתים מוחזק בתוך גרעין התא, אות חזק נצפית ב- INBL (קו מנוקד לוח ג'). לוח c מייצג 5mC הממוזג ותמונה 5hmC. הגרעינים הם counterstained עם דאפי (כחול, ג). כניסות מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית של תמונות. סרגל קנה מידה: 5 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58274/58274fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58274/58274fig3.jpg"> איור 3. 5-methylcytosine 5-hydroxymethylcytosine והפצה ברשתית העכבר ב 15 יום לאחר הלידה. Immunostaining של C57BL/6J הרשתית עם נוגדנים anti-5mC ו- 5hmC (-g, j-y). בשכבה החיצונית גרעינית (גרת) (רוד photoreceptors), האות 5mC (א) בדרך כלל עולה בקנה אחד עם chromocenters של גרעינים תא (ראש חץ, b), אדום, רגישה גם לפריפריה גרעינית (חץ, b). פאנל b (אדום) ו- c (אפור) מייצג את ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית בתמונה. האות 5hmC (ירוק, d) מוגבל גרעינים התא כולו למעט chromocenters. לוח אלקטרוני (ירוק), f (אפור) מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית קולטים תמונת לוח g מייצגת 5mC הממוזג ותמונה 5hmC. הגרעינים הם counterstained עם דאפי. לוח h ואני הם שידור תמונת מיקרוסקופ אלקטרונים של גרעינים קולט אור-כמחנכת היום 15 בסה כ מציג בחתך תחומים heterochromatic. ראש חץ שחור ב- h לוח מצביע על מוט יחיד קולט אור גרעין בלוח ט ראשי חץ אדום בחלונית שלב לתחומים heterochromatic בתוך מוט קולט אור גרעין בעוד חצים אדומים להצביע הטרוכרומטין בפריפריה גרעינית. להיכנס (j-q), שזכתה תא גרעינים (r-y), האות 5mC (אדום) הוא מקומי כדי chromocenters ההווה בפריפריה, צביעת חלש הוא זוהה גם בשאר חלקי האטום התא. לוח k (אדום) ואני (אפור) מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית בתקופה של התמונה. 5hmC ההכתמה (ירוק) בתוך גרעין התא להיכנס, שזכתה מוגבל גרעין התא כולו. שימו לב חזק 5hmC מכתים בפריפריה גרעיני תאי שזכתה. לוח p ו- x מייצגים 5mC הממוזג, 5hmC התמונה בעוד לוח q ו- y מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית תמונה p, x בהתאמה. הגרעינים הם counterstained עם דאפי. סרגל קנה מידה: 5 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58274/58274fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58274/58274fig4.jpg"> באיור 4. 5-methylcytosine 5-hydroxymethylcytosine והפצה של רוד קולט אור גרעינים של רשתית העכבר C57BL/6J ביום כמחנכת 90. ההכתמה 5mC (אדום,) בחריפות נוכח chromocenter של גרעין התא, גם המתנה חלש באזורי הפריפריה גרעינית. פאנל b (אדום) ו- c (אפור) מייצג את ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית בתמונה. 5hmC ההכתמה (ירוק, d) באופן בלעדי מוגבל על e לוח הגרעין לפריפריה (ירוק), f (אפור) מייצגים ההגדלה של האזור המוצג עם כוכבית קולטים תמונת לוח g מייצג 5mC הממוזגים 5hmC תמונה תוך לוח h הוא הגדלה של האזור המוצג עם כוכבית בתמונה שג גרעינים הם counterstained עם דאפי (כחול). סרגל קנה מידה: 5 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58274/58274fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Immunohistochemical Detection of 5-Methylcytosine and 5-Hydroxymethylcytosine in Developing and Postmitotic Mouse Retina at JoVE.com

Immunohistochemical Detection of 5-Methylcytosine and 5-Hydroxymethylcytosine in Developing and Postmitotic Mouse Retina

Immunohistochemical זיהוי של 5-Methylcytosine, 5-Hydroxymethylcytosine בפיתוח ואת הרשתית העכבר Postmitotic

מטרת הדו ח היא לתאר את הפרוטוקול לגילוי immunohistochemical חזקה של סמני epigenetic, 5-methylcytosine (5mC) ו- 5-hydroxymethylcytosine (5hmC) בפיתוח, postmitotic העכבר הרשתית.

The epigenetics of retinal development is a well-studied research field, which promises to bring a new level of understanding about the mechanisms of a ...

immunohistochemical-detection-5-methylcytosine-5

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

8.8K Views.  BioTime, Inc. מטרת הדו ח היא לתאר את הפרוטוקול לגילוי immunohistochemical חזקה של סמני epigenetic, 5-methylcytosine (5mC) ו- 5-hydroxymethylcytosine (5hmC) בפיתוח, postmitotic העכבר הרשתית.

Video: Immunohistochemical Detection of 5-Methylcytosine and 5-Hydroxymethylcytosine in Developing and Postmitotic Mouse Retina

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus embryos are large, develop externally, and can be easily manipulated by microinjection or surgical procedures. In addition, fate maps have been established for early Xenopus embryos. Targeted microinjection into the individual blastomere that will eventually give rise to an organ or tissue of interest can be used to selectively overexpress or knock down gene expression within this restricted region, decreasing secondary effects in the rest of the developing embryo. In this protocol, we describe how to utilize established Xenopus fate maps to target the developing Xenopus kidney (the pronephros), through microinjection into specific blastomere of 4- and 8-cell embryos. Injection of lineage tracers allows verification of the specific targeting of the injection. After embryos have developed to stage 38 - 40, whole-mount immunostaining is used to visualize pronephric development, and the contribution by targeted cells to the pronephros can be assessed. The same technique can be adapted to target other tissue types in addition to the pronephros.

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

Here, we present a protocol to use fate maps and lineage tracers to target injections into individual blastomeres that give rise to the kidney of Xenopus laevis embryos.

טכניקה לכוון Microinjection אל פיתוח<em&gt; Xenopus</em&gt; כליה

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus ...

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

חי Confocal הדמיה של פיתוח פרחים ארבידופסיס

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

Correlative Super-resolution and Electron Microscopy to Resolve Protein Localization in Zebrafish Retina

We present a method to investigate the subcellular protein localization in the larval zebrafish retina by combining super-resolution light microscopy and scanning electron microscopy. The sub-diffraction limit resolution capabilities of super-resolution light microscopes allow improving the accuracy of the correlated data. Briefly, 110 nanometer thick cryo-sections are transferred to a silicon wafer and, after immunofluorescence staining, are imaged by super-resolution light microscopy. Subsequently, the sections are preserved in methylcellulose and platinum shadowed prior to imaging in a scanning electron microscope (SEM). The images from these two microscopy modalities are easily merged using tissue landmarks with open source software. Here we describe the adapted method for the larval zebrafish retina. However, this method is also applicable to other types of tissues and organisms. We demonstrate that the complementary information obtained by this correlation is able to resolve the expression of mitochondrial proteins in relation with the membranes and cristae of mitochondria as well as to other compartments of the cell.

This protocol describes the necessary steps to obtain subcellular protein localization results on zebrafish retina by correlating super-resolution light microscopy and scanning electron microscopy images.

רזולוציה סופר correlative ואלקטרון לפתרון חלבון לוקליזציה ברשתית דג זברה

We present a method to investigate the subcellular protein localization in the larval zebrafish retina by combining super-resolution light microscopy and ...

A Novel Use of Three-dimensional High-frequency Ultrasonography for Early Pregnancy Characterization in the Mouse

High-frequency ultrasonography (HFUS) is a common method to non-invasively monitor the real-time development of the human fetus in utero. The mouse is routinely used as an in vivo model to study embryo implantation and pregnancy progression. Unfortunately, such murine studies require pregnancy interruption to enable follow-up phenotypic analysis. To address this issue, we used three-dimensional (3-D) reconstruction of HFUS imaging data for early detection and characterization of murine embryo implantation sites and their individual developmental progression in utero. Combining HFUS imaging with 3-D reconstruction and modeling, we were able to accurately quantify embryo implantation site number as well as monitor developmental progression in pregnant C57BL6J/129S mice from 5.5 days post coitus (d.p.c.) through to 9.5 d.p.c. with the use of a transducer. Measurements included: number, location, and volume of implantation sites as well as inter-implantation site spacing; embryo viability was assessed by cardiac activity monitoring. In the immediate post-implantation period (5.5 to 8.5 d.p.c.), 3-D reconstruction of the gravid uterus in both mesh and solid overlay format enabled visual representation of the developing pregnancies within each uterine horn. As genetically engineered mice continue to be used to characterize female reproductive phenotypes derived from uterine dysfunction, this method offers a new approach to detect, quantify, and characterize early implantation events in vivo. This novel use of 3-D HFUS imaging demonstrates the ability to successfully detect, visualize, and characterize embryo-implantation sites during early murine pregnancy in a non-invasive manner. The technology offers a significant improvement over current methods, which rely on the interruption of pregnancies for gross tissue and histopathologic characterization. Here we use a video and text format to describe how to successfully perform ultrasounds of early murine pregnancy to generate reliable and reproducible data with reconstruction of the uterine form in mesh and solid 3-D images.

Mice are widely used to study gestational biology. However, pregnancy termination is required for such studies which precludes longitudinal investigations and necessitates the use of large numbers of animals. Therefore, we describe a non-invasive technique of high-frequency ultrasonography for early detection and monitoring of post-implantation events in the pregnant mouse.

שימוש הרומן של בדיקת אולטרה סאונד בתדירות גבוהה תלת מימדי אפיון בתחילת ההריון העכבר

High-frequency ultrasonography (HFUS) is a common method to non-invasively monitor the real-time development of the human fetus in utero. The mouse is ...

Dissection and Coronal Slice Preparation of Developing Mouse Pituitary Gland

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate embryonic origins and functions &#8212; the neurohypophysis and the adenohypophysis. The developing mouse pituitary gland is tiny and delicate with an elongated oval shape. A coronal section is preferred to display both the adenohypophysis and neurohypophysis in a single slice of the mouse pituitary.
The goal of this protocol is to achieve proper pituitary coronal sections with well-preserved tissue architectures from developing mice. In this protocol, we describe in detail how to dissect and process pituitary glands properly from developing mice. First, mice are fixed by transcardial perfusion of formaldehyde prior to dissection. Then three different dissecting techniques are applied to obtain intact pituitary glands depending on the age of mice. For fetal mice aged embryonic days (E) 17.5 - 18.5 and neonates up to 4 days, the entire sella regions including the sphenoid bone, gland, and trigeminal nerves are dissected. For pups aged postnatal days (P) 5 - 14, the pituitary glands connected with trigeminal nerves are dissected as a whole. For mice over 3 weeks old, the pituitary glands are carefully dissected free from the surrounding tissues. We also display how to embed the pituitary glands in a proper orientation by using the surrounding tissues as landmarks to obtain satisfying coronal sections. These methods are useful in analyzing histological and developmental features of pituitary glands in developing mice.

We present a protocol to dissect pituitary glands and prepare pituitary coronal sections from developing mice.

ניתוח והכנת פרוסה הילתית בפיתוח העכבר בלוטת יותרת המוח

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate ...

Preparing Developing Peripheral Olfactory Tissue for Molecular and Immunohistochemical Analysis in Drosophila

The olfactory system of Drosophila is a widely used system in developmental neurobiology, systems neuroscience, as well as neurophysiology, behavior, and behavioral evolution. Drosophila olfactory tissues house the olfactory receptor neurons (ORNs) that detect volatile chemical cues in addition to hydro- and thermo-sensory neurons. In this protocol, we describe the dissection of developing peripheral olfactory tissue of the adult Drosophila species. We first describe how to stage and age Drosophila larvae, followed by the dissection of the antennal disc from early pupal stages, followed by the dissection of the antennae from mid-pupal stages and adults. We also show methods where preparations can be utilized in molecular techniques, such as the RNA extraction for qRT-PCR, RNAseq, or immunohistochemistry. These methods can also be applied to other Drosophila species after species-specific pupal development times are determined, and respective stages are calculated for appropriate aging.

Preparing Developing Peripheral Olfactory Tissue for Molecular and Immunohistochemical Analysis in Drosophila

Here, we present a protocol to stage and dissect developing olfactory tissue from Drosophila species. The dissected tissue can later be used for molecular analyses, such as quantitative RT-PCR (Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction) or RNA sequencing (RNAseq), as well as in vivo analyses such as immunohistochemistry or in situ hybridization.

הכנת לפתח רקמות היקפיים חוש הריח עבור מולקולרית וניתוח Immunohistochemical ב דרוזופילה

The olfactory system of Drosophila is a widely used system in developmental neurobiology, systems neuroscience, as well as neurophysiology, behavior, and ...

Tracing Gene Expression Through Detection of &#946;-galactosidase Activity in Whole Mouse Embryos

The Escherichia coli LacZ gene, encoding &#946;-galactosidase, is largely used as a reporter for gene expression and as a tracer in cell lineage studies. The classical histochemical reaction is based on the hydrolysis of the substrate X-gal in combination with ferric and ferrous ions, which produces an insoluble blue precipitate that is easy to visualize. Therefore, &#946;-galactosidase activity serves as a marker for the expression pattern of the gene of interest as the development proceeds. Here we describe the standard protocol for the detection of &#946;-galactosidase activity in early whole mouse embryos and the subsequent method for paraffin sectioning and counterstaining. Additionally, a procedure for clarifying whole embryos is provided to better visualize X-gal staining in deeper regions of the embryo. Consistent results are obtained by performing this procedure, although optimization of reaction conditions is needed to minimize background activity. Limitations in the assay should be also considered, particularly regarding the size of the embryo in whole mount staining. Our protocol provides a sensitive and a reliable method for &#946;-galactosidase detection during the mouse development that can be further applied to the cryostat sections as well as whole organs. Thus, the dynamic gene expression patterns throughout development can be easily analyzed by using this protocol in whole embryos, but also detailed expression at the cellular level can be assessed after paraffin sectioning.

Here we describe the standard protocol for the detection of &#946;-galactosidase activity in early whole mouse embryos and the method for paraffin sectioning and counterstaining. This is an easy and quick procedure to monitor gene expression during development that can also be applied to tissue sections, organs or cultured cells.

עקיבה ביטוי גנים דרך זיהוי של β-galactosidase פעילות ב עכבר כל העוברים

The Escherichia coli LacZ gene, encoding &#946;-galactosidase, is largely used as a reporter for gene expression and as a tracer in cell lineage studies. ...

Visualizing the Node and Notochordal Plate In Gastrulating Mouse Embryos Using Scanning Electron Microscopy and Whole Mount Immunofluorescence

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is the formation of the transient organizers, the node and notochordal plate, from cells that have passed through the primitive streak. The proper formation of these signaling centers is essential for the development of the body plan and techniques to visualize them are of high interest to mouse developmental biologists. The node and notochordal plate lie on the ventral surface of gastrulating mouse embryos around embryonic day (E) 7.5 of development. The node is a cup-shaped structure whose cells possess a single slender cilium each. The proper subcellular localization and rotation of the cilia in the node pit determines left-right asymmetry. The notochordal plate cells also possess single cilia albeit shorter than those of the node cells. The notochordal plate forms the notochord which acts as an important signaling organizer for somitogenesis and neural patterning. Because the cells of the node and notochordal plate are transiently present on the surface and possess cilia, they can be visualized using scanning electron microscopy (SEM). Among other techniques used to visualize these structures at the cellular level is whole mount immunofluorescence (WMIF) using the antibodies against the proteins that are highly expressed in the node and notochordal plate. In this report, we describe our optimized protocols to perform SEM and WMIF of the node and notochordal plate in developing mouse embryos to help in the assessment of tissue shape and cellular organization in wild-type and gastrulation mutant embryos.

The node and notochordal plate are transient signaling organizers in developing mouse embryos that can be visualized using several techniques. Here, we describe in detail how to perform two of the techniques to study their structure and morphogenesis: 1) scanning electron microscopy (SEM); and 2) whole mount immunofluorescence (WMIF).

להמחיש את צומת ואת צלחת Notochordal Gastrulating עוברי העכבר באמצעות מיקרוסקופ אלקטרונים סריקה כל הר Immunofluorescence

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is ...

Visualization of Tangential Cell Migration in the Developing Chick Optic Tectum

Time-lapse imaging is a powerful method to analyze migrating cell behavior. After fluorescent cell labeling, the movement of the labeled cells in culture can be recorded under video microscopy. For analyzing cell migration in the developing brain, slice culture is commonly used to observe cell migration parallel to the slice section, such as radial cell migration. However, limited information can be obtained from the slice culture method to analyze cell migration perpendicular to the slice section, such as tangential cell migration. Here, we present the protocols for time-lapse imaging to visualize tangential cell migration in the developing chick optic tectum. A combination of cell labeling by electroporation in ovo and a subsequent flat-mount culture on the cell culture insert enables detection of migrating cell movement in the horizontal plane. Moreover, our method facilitates detection of both individual cell behavior and the collective action of a group of cells in the long term. This method can potentially be applied to detect the sequential change of the fluorescent-labeled micro-structure, including the axonal elongation in the neural tissue or cell displacement in the non-neural tissue.

We describe the methods for fluorescent labeling of tangentially migrating cells by electroporation, and for time-lapse imaging of the labeled cell movement in a flat-mount culture in order to visualize migrating cell behavior in the developing chick optic tectum.

ויזואליזציה של נדידת תאים העוסקות ב Tectum אופטיים לפתח הבחורה

Time-lapse imaging is a powerful method to analyze migrating cell behavior. After fluorescent cell labeling, the movement of the labeled cells in culture ...

Assessment of Ultrastructural Neuroplasticity Parameters After In Utero Transduction of the Developing Mouse Brain and Spinal Cord

The present study combines in utero transduction with transmission electron microscopy (TEM) aiming at a precise morphometrical analysis of ultrastructural parameters in unambiguously identified topographical structures, affected by a protein of interest that is introduced into the organism via viral transfer. This combined approach allows for a smooth transition from macrostructural to ultrastructural identification by following topographical navigation maps in a tissue atlas. High-resolution electron microscopy of the in-utero-transduced tissue reveals the fine ultrastructure of the neuropil and its plasticity parameters, such as cross-sectioned synaptic bouton areas, the number of synaptic vesicles and mitochondria within a bouton profile, the length of synaptic contacts, cross-sectioned axonal areas, the thickness of myelin sheaths, the number of myelin lamellae, and cross-sectioned areas of mitochondria profiles. The analysis of these parameters reveals essential insights into changes of ultrastructural plasticity in the areas of the nervous system that are affected by the viral transfer of the genetic construct. This combined method can not only be used for studying the direct effect of genetically engineered biomolecules and/or drugs on neuronal plasticity but also opens the possibility to study the in utero rescue of neuronal plasticity (e.g., in the context of neurodegenerative diseases).

The combination of transmission electron microscopy and in utero transduction is a powerful approach for studying morphological changes in the fine ultrastructure of the nervous system during development. This combined method allows deep insights into changes in structural details underlying neuroplasticity with respect to their topographical representation.