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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

La procedura chirurgica utilizzata per indurre infarto miocardico sperimentale in topi inizia con toracotomia sinistra tra il terzo e il quarto nervature per visualizzare la superficie anteriore del cuore e polmone sinistro. Coronaria sinistra viene ligato, il torace è chiuso e il mouse viene consentito di recuperare spontaneamente.

Abstract

Infarto del miocardio (MI) è una delle più importanti cause di mortalità negli esseri umani 1-3. Al fine di migliorare la morbilità e la mortalità nei pazienti con infarto miocardico che dobbiamo migliore conoscenza fisiopatologia di ischemia miocardica. Questa conoscenza può essere utile per definire nuovi bersagli terapeutici per le innovative terapie cardiovascolari 4. Sperimentale modello MI nei topi è un sempre più popolare piccoli animali modello nella ricerca preclinica in cui è indotta MI mediante legatura permanente o temporanea di sinistra dell'arteria coronaria (LCA) 5. In questo video, si descrive il passo-passo di come metodo per indurre MI sperimentale nei topi.

L'animale è anestetizzato prima con 2% isoflurano. Il mouse inconscio viene intubato e collegato ad un ventilatore per la ventilazione artificiale. Il lato sinistro del petto è rasato e 1,5 cm lungo incisione ascellare metà linea è realizzata in pelle. Il muscolo grande pettorale sinistra è senza mezzi termini dissocIATED finché le nervature sono esposti. Gli strati muscolari sono tirato da parte e fissato con una palpebra-divaricatore. Dopo queste preparazioni, toracotomia sinistra viene eseguita tra le costole terzo e quarto per visualizzare la superficie anteriore del cuore e polmone sinistro. Il segmento prossimale dell'arteria LCA viene poi legato con una sutura 7-0 Ethilon che induce tipicamente un infarto dimensione ~ 40% del ventricolo sinistro. Alla fine, la cassa è chiusa e gli animali ricevono postoperatoria (Temgesic, 0,3 mg/50 ml, ip). Gli animali sono tenuti in una gabbia caldo fino a recupero spontaneo.

Protocollo

1. Protocollo di testo

  1. Prima di procedere alla chirurgia, anestetizzare un topo maschio (C57BL / 6) che è di 6 settimane di età o più anziani per inalazione del 2-5% isoflurano. Eseguire un pizzico punta a confermare che l'animale è sufficientemente anestetizzato.
  2. Il mouse inconscio è posto sul dorso su un pad calda per mantenere una temperatura costante di 37 ° C. Il petto precordiale sul lato sinistro è rasata.
  3. Fissare il mouse per un dispositivo di intubazione con isoflurano camera piena. Inserire un tubo di 0,2 diametro interno nella trachea del topo attraverso la bocca, poi posizionare il mouse intubato su un'area asettica chirurgico (37 ° C da un controllore di temperatura) e collegare il tubo endotracheale ad un ventilatore (tasso di 120 per min, pressione di 4-6 mmH 2 O); disinfettare la zona con Betadine e 75% di etanolo.
  4. Applicare una pomata oftalmica agli occhi del topo. Posizionare standard di elettrodi ECG sulle zampe e collegare il mouse al registratore ECG.
  5. Utilizzare le forbici sterili per fare un 1,5 centimetri un'incisione lungo la linea ascellare media. Forbici sono utilizzati piuttosto che un bisturi per evitare lesioni al tessuto sottostante nei topi. Quindi, utilizzare le forbici punta smussa-vaso di sezionare e ritrarre il muscolo precordiale dalla parete toracica.
  6. Eseguire una toracotomia sinistra tra le costole terzo e il quarto per visualizzare la superficie anteriore del cuore e del polmone sinistro
  7. Retrarre ulteriormente la parete toracica utilizzando un riavvolgitore adatto per migliorare la visualizzazione e l'accessibilità. Rimuovere il pericardio utilizzando pinze dentate e punta smussata forbici.
  8. Legare l'arteria coronaria sinistra posizionando l'ago (fissato con sutura 7-0 Ethilon) sotto l'arteria con una banda di miocardio tra la legatura e l'arteria. Un successo di occlusione coronarica è verificata da ipocinesia / akinesis della parete anteriore del ventricolo sinistro e dalle alterazioni di registrazione ECG (ad esempio innalzamento del tratto ST, QRS broadening)
  9. Chiudere il petto ponendo due punti (6-0 sutura Ethilon) sulle nervature terzo e quarto.
  10. Utilizzare 5-0 Ethilon sutura per chiudere la pelle.
  11. Per analgesia post-operatoria, somministrare una singola iniezione intraperitoneale di buprenorfina (0,05 mg / kg). Gli animali spontaneamente recuperare entro 2-5 minuti dopo l'interruzione anestesia isoflurano. Infine, posizionare il mouse in una gabbia calda e fornire 0,6 mg / ml di buprenorfina in acqua potabile (sovrapposizione di testo: 0,6 mg / ml in acqua potabile) per prevenire post-operatorio. Seguire da vicino il mouse per le prime 24 ore dopo l'intervento.
  12. L'ecocardiografia è eseguita per valutare la funzione cardiaca 3 giorni dopo infarto miocardico. Procedura di successo è verificato da acinesia nella parete anteriore del ventricolo sinistro (vedere il video allegato nei risultati). Alla fine dell'esperimento, il cuore saranno raccolti e conservati in-80oC per ulteriori investigazioni. Genica ie.

Risultati

Strumento Descrizione delle funzioni
Blunt-punta forbici Usato per tagliare la pelle, muscolo toracico intercostale, e suture
Eye divaricatore Usato per esporre vista chirurgico
Blunt-punta pinza Usato per afferrare la pelle e muscoli
Porta aghi Per tenere un ago
5-0 sutura Utilizzato per suturare la pelle

Discussione

La procedura chirurgica per la LCA legatura come dimostrato in questa relazione è un metodo affidabile e riproducibile per l'induzione di infarto miocardico sperimentale nei topi 3, 6. La legatura di LCA secondo questo protocollo induce ischemia miocardica impegnarsi in genere circa il 40% del ventricolo sinistro 3. Questo induce significativi cambiamenti ECG nel segmento ST 7 e pallore visibile sulla superficie anteriore del cuore. A causa del grande infarto del miocardio, la morta...

Divulgazioni

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Riferimenti

  1. Tabrizchi, R. Beta-blocker therapy after acute myocardial infarction. Expert Rev. Cardiovasc. Ther. 11, 293-296 (2013).
  2. Pell, S., Fayerweather, W. E. Trends in the incidence of myocardial infarction and in associated mortality and morbidity in a large employed population, 1957-1983. N. Engl. J. Med. 312, 1005-1011 (1985).
  3. Ramunddal, T., Gizurarson, S., Lorentzon, M., Omerovic, E. Antiarrhythmic effects of growth hormone--in vivo evidence from small-animal models of acute myocardial infarction and invasive electrophysiology. J. Electrocardiol. 41, 144-151 (2008).
  4. Thom, T., Haase, N., Rosamond, W., Howard, V. J., Rumsfeld, J., Manolio, T., Zheng, Z. J., Flegal, K., O'Donnell, C., Kittner, S., et al. Heart disease and stroke statistics--2006 update: A report from the american heart association statistics committee and stroke statistics subcommittee. Circulation. 113, 85-151 (2006).
  5. van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, 1291-1300 (2005).
  6. Omerovic, E., Ramunddal, T., Lorentzon, M., Nordlander, M. Effects of neuropeptide y2 receptor blockade on ventricular arrhythmias in rats with acute myocardial infarction. Eur. J. Pharmacol. 565, 138-143 (2007).
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  8. Lindbom, M., Ramunddal, T., Camejo, G., Waagstein, F., Omerovic, E. In vivo effects of myocardial creatine depletion on left ventricular function morphology and lipid metabolism: Study in a mouse model. J. Card Fail. 14, 161-166 (2008).
  9. Omerovic, E., Bollano, E., Basetti, M., Kujacic, V., Waagstein, L., Hjalmarson, A., Waagstein, F., Soussi, B. Bioenergetic, functional and morphological consequences of postinfarct cardiac remodeling in the rat. J. Mol. Cell. Cardiol. 31, 1685-1695 (1999).
  10. Gao, E., Lei, Y. H., Shang, X., Huang, Z. M., Zuo, L., Boucher, M., Fan, Q., Chuprun, J. K., Ma, X. L., Koch, W. J. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ. Res. 107, 1445-1453 (2010).

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