Generazione di cellule CAR T per adottiva terapia nel contesto di Glioblastoma standard di cura

Riepilogo

The lymphodepletive and immunomodulatory effects of chemotherapy and radiation standard of care can be leveraged to enhance the antitumor efficacy of T cell immunotherapy. We outline a method for generating EGFRvIII-specific chimeric antigen receptor (CAR) T cells and administering them in the context of glioblastoma standard of care.

Abstract

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo to express chimeric antigen receptors specific for glioma antigens (CAR T cells). The expansion and function of adoptively transferred CAR T cells can be potentiated by the lymphodepletive and tumoricidal effects of standard of care chemotherapy and radiotherapy. We describe a method for generating CAR T cells targeting EGFRvIII, a glioma-specific antigen, and evaluating their efficacy when combined with a murine model of glioblastoma standard of care. T cells are engineered by transduction with a retroviral vector containing the anti-EGFRvIII CAR gene. Tumor-bearing animals are subjected to host conditioning by a course of temozolomide and whole brain irradiation at dose regimens designed to model clinical standard of care. CAR T cells are then delivered intravenously to primed hosts. This method can be used to evaluate the antitumor efficacy of CAR T cells in the context of standard of care.

Introduzione

Glioblastoma (GBM) è il tumore maligno al cervello primario più comune ed è invariabilmente fatale. La resezione chirurgica accoppiato con standard di non-specifica delle cure di chemioterapia e radioterapia non riesce ad eliminare completamente le cellule maligne, con conseguente prognosi infausta di meno di 15 mesi in pazienti affetti da questa malattia ^1. Al contrario, l'immunoterapia offre un metodo preciso per specifico le cellule tumorali, e quindi ha il potenziale per servire come piattaforma trattamento altamente efficace con un ridotto rischio di tossicità garanzie ^2-4. Le cellule T progettati ex vivo per esprimere i recettori chimerici antigene (auto) offrono una strategia versatile per tumore immunoterapia. CAR vengono generati fondendo la regione variabile extracellulare di un anticorpo con la molecola di segnalazione uno o più cellule T intracellulare (s), al posto di un integrale complesso maggiore di istocompatibilità (MHC) -restricted recettore delle cellule T ^5. Questo modo di anticorpi come att antigeneon permette cellule T antigene-specifiche reattivi per riconoscere e rispondere ad antigeni tumorali, in assenza di MHC e possono essere adattati per un antigene repertorio virtualmente infinita.

Cellule T ingegnerizzate CAR contro una varietà di antigeni tumorali hanno dimostrato l'efficacia preclinica e promessa eccezionale nella clinica ^6-9. In particolare, nel contesto di GBM, un CAR piattaforma di cellule T di targeting di crescita epidermico recettore del fattore di variante III (EGFRvIII), una mutazione specifica per tumore espresso sulla superficie delle cellule ^{del 10,} ha dimostrato di prolungare la sopravvivenza in glioma-cuscinetto topi ^11. Nonostante la loro versatilità, tuttavia, il beneficio clinico di CAR terapia adottiva non è stato pienamente realizzato, in parte a causa immunosoppressione associata al tumore e l'evasione immune ^12-16 e sfide nel creare e mantenere le cellule T antigene-specifiche in vivo. Sfruttando standard di cura (SOC) con immunoterapia può potenzialmente superare molti di questi limitazioni, con conseguente maggiore efficacia sia in ambito preclinico e clinico.

SOC per la post-resezione GBM consiste di temozolomide alte dosi (TMZ), un DNA agente alchilante ^17, e tutta l'irradiazione cerebrale (WBI) ^1. Questi trattamenti si presume di sinergizzare con i vaccini tumorali attraverso upregulation di tumore MHC espressione ^18-20 e lo spargimento di antigeni da parte delle cellule tumorali morte ^17,19,21,22. In effetti, l'aggiunta di TMZ ^20,23 o ^18,24 WBI porta a una maggiore efficacia antitumorale dei trattamenti a base immunitaria nel setting preclinico. Inoltre, come molti chemioterapici citotossici non specifici, TMZ è noto per provocare ^25,26 linfopenia sistemica, che può essere sfruttato come mezzo di accoglienza condizionata per le piattaforme di terapia adottivi ^27-29. Lymphodepletion TMZ mediata ha dimostrato di aumentare la frequenza e la funzione delle cellule T antigene-specifiche, con conseguente maggiore efficacia di un ADOPPiattaforma terapia tive contro i tumori intracranici ^30. Nel contesto della terapia CAR, lymphodepletion serve come mezzo di host-condizionata sia la riduzione del numero di cellule T soppressori endogena ^31, e indurre proliferazione omeostatica ³² attraverso concorrenza ridotta per citochine ^33, migliorando così l'attività antitumorale ^11,34. Dato il rapporto sinergico tra le piattaforme SOC e immunoterapia GBM, valutare nuove terapie adottivi e piattaforme vaccino nel contesto del SOC è fondamentale per trarre conclusioni significative per quanto riguarda l'efficacia.

In questo protocollo, delineiamo un metodo per la generazione e la somministrazione endovenosa di cellule murine CAR T specifiche per EGFRvIII accanto TMZ e WBI in topi portatori di tumori intracranici EGFRvIII-positivi (vedi Figura 1 per il trattamento temporale). Brevemente, le cellule T sono realizzati CAR ex vivo da trasduzione retrovirale. Rene embrionale umano (HEK) 293T cellule sono trasfettate con un complesso DNA / lipide (contenente il vettore CAR e plasmidi PCL-Eco) per produrre virus, che viene poi utilizzato per trasdurre splenociti murini attivate che vengono raccolte e coltivate in parallelo. Durante il corso della generazione CAR, ospita murine recanti tumori intracranici EGFRvIII-positivi vengono somministrati frazionata tutto il cervello a raggi X irradiazione e il trattamento sistemico TMZ a dosi paragonabili a SOC clinica. Cellule T auto sono poi consegnati per via endovenosa a host lymphodepleted.

La seguente procedura è descritta in sette fasi distinte: (1) La somministrazione di Temozolomide per tumore Mice, (2) irradiazione cerebrale totale di topi tumore-cuscinetto, (3) Transfection, (4) La splenectomia e T cellule Preparazione, (5 ) trasduzione, (6) Cultura celle CAR T e Harvest, e (7) la somministrazione di cellule T di topi CAR tumore-cuscinetto. Queste fasi sono costituite da diversi passaggi che si estendono 6-7 giorni e sono state compiute contemporaneamente.

Protocollo

Questo protocollo si basa su un disegno sperimentale in cui 10 topi vengono trattati con 10 ⁷ CAR cellule T ciascuno. Ciò significa che saranno necessari 10 ⁸ cellule CAR T; il rendimento dovrebbe essere sovrastimata da 5 x 10 ⁷ -1 x 10 ⁸ per conto per la perdita di redditività. Il protocollo che segue viene scalato per generare circa 200 x 10 ⁶ cellule. Le cellule sono poi somministrati per via endovenosa al femminile C57BL / 6 topi con 9 giorni stabiliti singenici tumori intracranici EGFRvIII-positivo, sviluppato dalle linee esistenti di cellule di melanoma KR158B astrocitoma o B16. In concomitanza con il CAR generazione di cellule T, i topi di tumore vengono somministrati dosi clinicamente rilevanti di lymphodepletive TMZ (60 mg / kg) e WBI (16.5 Gy).

I topi sono stati mantenuti e allevati in condizioni esenti da organismi patogeni della Duke University Medical Center (DUMC). Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti secondo protocolli approvati dalla Duke University Istituzioneal Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. La somministrazione di Temozolomide per Mice tumore-cuscinetto

Giorni 0 a 4:

1. Calcolare il numero totale di topi da iniettare e moltiplicare tale da 0,5 a determinare il volume di soluzione TMZ necessario (ad esempio, 30 topi x 0.5 ml = 15 ml TMZ) e aggiungere 1,5 ml di volume per tenere conto di ricaduta (16.5 ml TMZ ).
2. Moltiplicate questo volume totale da 3 mg / ml per determinare il peso di liofilizzato TMZ necessario (ad esempio, 16,5 x 3 = 49.5 mg TMZ). Pesare questo in una conica da 50 ml.
   ATTENZIONE: TMZ è tossico per inalazione, ingestione e contatto con gli occhi, la pelle e le membrane mucose. Consultare la sicurezza dell'istituzione del lavoro e / o di salute ambientale e il reparto wellness per le raccomandazioni in materia di riduzione del rischio di esposizione.
3. Moltiplicare il volume totale di 0,15 per determinare il volume di dimetilsolfossido (DMSO) necessaria (ad esempio, 16,5 x0,15 = 2.475 ml DMSO). Filtro sterilizzare questo volume di DMSO (più altri 2 ml per spiegare ricaduta) attraverso un filtro da 0,2 micron in una provetta sterile. Aggiungere 2,475 ml di DMSO sterile per la polvere TMZ.
4. Posizionare la soluzione TMZ / DMSO in un becher di acqua su una piastra calda a 65 ° C per 10-15 min. Una volta TMZ è completamente sciolto, la soluzione dovrebbe diventare colore giallo paglierino; se la soluzione diventa rosa, allora il TMZ è degradata, e una nuova soluzione dovrebbe essere preparata con un nuovo sacco di TMZ.
5. Calcolare il volume appropriato di soluzione salina sterile necessario moltiplicando 0,85 per il volume totale (0,85 x 16,5 ml = 14,025 ml di soluzione salina). Aggiungere 15 ml di soluzione salina sterile per un conica da 50 ml. Mentre TMZ sta dissolvendo in DMSO, saline di calore a 65 ° C.
6. Vortex la soluzione / DMSO TMZ per garantire che la polvere TMZ è completamente sciolto e aggiungere lentamente salina riscaldata alla soluzione / DMSO TMZ.
7. Immediatamente dopo la preparazione, caricare completamente 15 x 1 ml tubercolina syringes con la soluzione TMZ per l'amministrazione di quattro giorni stabiliti tumorali cuscinetto topi.
8. Ripetere questa procedura nei giorni da 1 a 4 per un totale di cinque amministrazioni TMZ.

2. Whole Brain irradiazione dei topi tumore-cuscinetto

Giorni 2 a 4:

1. Accendere il irradiatore X-ray e lasciarlo riscaldare-fino a piena tensione. Assicurarsi che il filtro appropriato è a posto e ingresso la tensione corretta e le impostazioni correnti (Figura 2a).
   NOTA: La dosimetria del irradiatore andrà stabilita anticipatamente per stabilire i provvedimenti impostazioni di tensione e layout a griglia (figura 2A, B).
2. Calcolare la lunghezza di tempo che è necessario per provocare 5,5 Gy X-ray irradiazione. Ad esempio, se i raggi X vengono forniti ad una velocità di 2 Gy / min, poi 2,75 min è necessario fornire un totale di 5,5 Gy. Inserire la durata di tempo adeguato.
   NOTA: La tabella 2 fornisce il mouse WBI dosa unnd loro equivalenti clinico nell'uomo. Nel contesto di gliomi ad alto grado, 60 Gy frazionata WBI (2 frazioni Gy, 5 giorni / settimana per 6 settimane) è lo standard clinico di cura, e l'equivalente murino utilizzato è 16,5 Gy (5,5 Gy x 3).
3. Preparare una soluzione fresca di ketamina / xylazina per anestesia sistemica aggiungendo 2 ml di ketamina e 1 ml a 17 ml xilazina soluzione salina in modo che la soluzione finale è di 10 mg / ml di ketamina e 1 mg / ml xylazina.
4. Pesare topi e amministrare 10 ml di ketamina / xilazina intraperitoneale per grammo di peso corporeo tale che gli animali ricevono una dose di ketamina a 100 mg / kg e 10 mg / kg xilazina. I topi dovrebbe essere pienamente sedato e visibilmente la respirazione entro 2 minuti di somministrazione / xylazina ketamina.
5. Per mantenere l'umidità oftalmica negli animali sedati, strofinare delicatamente una piccola quantità di lacrime artificiali unguento su ciascun occhio.
6. Inserire topi sedati sulla griglia in modo tale che le teste sono posizionati nella zona che riceve il massimo raggi X intensity (Figura 2B, C). Corpi Shield dal collo in giù, con opportunamente dimensionate tubi di piombo per bloccare la consegna a raggi X sistemica (Figura 2D).
7. Inserire topi posizionati sotto il fascio di raggi X in modo che il laser indica il punto focale del fascio di raggi X è al di coordinate (0,0) sul layout della griglia. Inizia consegna X-ray.
8. Quando la consegna a raggi X, rimuovere gli animali dal irradiatore e posto su una piastra elettrica caldo. Non accogliere animali sedati con animali coscienti fino animali hanno ripreso conoscenza sufficiente per mantenere prona sternale. Una volta che gli animali possono mantenere prona sternale, posizionare animali coscienti nel loro gabbie appropriate.
9. Ripetere questa procedura nei giorni 3 e 4 per un totale di tre dosi frazionate di radiazioni.

3. Trasfezione

-1 ° giorno:

1. Preparare supporti D10 aggiungendo 50 ml di siero bovino fetale (FBS) a 500 ml di Dulbecco Modified (DMEM).
2. Preparare supporti di cellule T (TCM) con l'aggiunta di 5,5 ml di L-glutammina, 5,5 ml di piruvato di sodio, 5,5 ml aminoacidi non essenziali, e 5.5 ml Pencillin / di streptomicina (pen / strep) a 500 supporti ml RPMI-1640. Avanti, aggiungere 550 ml di 2-mercaptoetanolo e 550 ml gentamicina. Infine, aggiungere 50 ml di FBS.
3. Harvest vitro cellule in coltura HEK293T e portare a una concentrazione di 7,5 x 10 ⁶ cellule / ml nei media D10.
4. La tavola 10 ml supporti D10 e aggiungere 1 ml di sospensione cellulare HEK293T in ciascuno di 16 x 10 centimetri poli-D-lisina (PDL) piastre rivestite.
5. Incubare per una notte a 37 ° C con 5% di CO _2.

Giorno 0:

6. Sostituire i media con 10 ml D10 fresco almeno 30 minuti prima di trasfezione le cellule.
7. Determinare la quantità di vettore plasmidico, PCL-Eco vettoriale, e liposomiale trasfezione reagente necessario per trasfezione moltiplicando il numero totale di piatti + 1 (16 + 1 = 17) 14.1 mgplasmide vettore (14.1 x 17 = 239,7 mg), 9.9 mg PCL-Eco vettore (9,9 x 17 = 168,3 mg), e 60 ml di reagente liposomiale trasfezione (60 x 17 = 1.020 ml). Tutti i reagenti devono essere a temperatura ambiente prima di preparare soluzioni.
8. Etichettare due provette A e B. In tubo A, aggiungere 239,7 mcg vettore plasmidico e 168,3 mg PCL-Eco vettore a (1,5 x 17) ML-siero ridotto modificato mezzo di Eagle (RS-MEM). Nel tubo B, aggiungere 1020 ml liposomiale trasfezione reagente (1,5 x 17) ml RS-MEM.
9. Incubare A e B separatamente per 5 min a temperatura ambiente.
10. Mescolare A e B insieme delicatamente (vortex per 1-2 sec capovolgere varie volte) e incubare per 20 min a temperatura ambiente per formare lipidi complessi / DNA.
11. Aggiungere lipidi / DNA complesso goccia a goccia per le cellule HEK293T a 10 centimetri piatto.
12. Incubare a 37 ° C per 6-8 ore o durante la notte (non superare 24 ore).
13. Dopo 6-8 ore di incubazione, sostituire medie con 12 ml di TCM fresco per la produzione virale. Questo placcato supportisaranno utilizzati al Day 2 come surnatante virale per la trasduzione di cellule T.

4. La splenectomia e preparazione delle cellule T

Giorno 0:

1. Versare 10 ml di TCM in una conica da 50 ml e posto in ghiaccio per la raccolta della milza.
2. Sacrifica il numero appropriato di animali da CO ₂ asfissia e decapitazione secondario: Posizionare gli animali in gabbia ricevere CO ₂ ad una portata di 10-30% gabbia volume / minuto, secondo le linee guida American Veterinary Medical Association (non più di 5 animali possono essere sacrificato contemporaneamente) fino termina respirazione e per due minuti successivi. Rimuovere gli animali dalla camera di CO ₂ e di decapitarlo.
   NOTA: Uno spleen di un 6-12 settimane vecchia femmina C57BL / 6 del mouse produrrà circa 4,5-5 x 10 ⁷ splenociti. Qui, 4 milze saranno raccolte per circa 200 x 10 ⁶ cellule.
3. Posare il mouse in modo che il suo lato destro rivolto verso l'alto, espruzzare con il 70% di etanolo. Con le pinze, afferrare un sottile lembo di pelle sotto la gabbia toracica sinistra e tagliare una leggera incisione con le forbici. Rimuovere la pelle, afferrare con cura un sottile piega del peritoneo con una pinza, e tagliare una piccola cavità.
4. La milza è un piccolo, allungato, organo rosso scuro che ricorda un fagiolo appiattita; delicatamente afferrare la milza con le pinze e le accise tagliando via il tessuto connettivo circostante. Posizionare le milze asportati nel conica contenente 10 ml di TCM su ghiaccio.
5. Versare milze oltre un filtro 70 micron cella maglie e disaggregare da schiacciare con l'estremità smussata della parte interna di una siringa da 5 ml per generare una cella singola sospensione. Un massimo di due milze dovrebbe essere disaggregate per filtro a rete.
6. Utilizzare un piccolo volume di TCM di lavare accuratamente il filtro seguente disaggregazione per raccogliere eventuali splenociti rimanenti. Piscina tutto milze disaggregati in una cella singola sospensione. Portare il volume finale di 50 ml con TCM per un lavaggio did girare a 300 xg per 10 min.
7. Preparare una soluzione di tampone di lisi 1x aggiungendo 5 ml 10x tampone di lisi a 45 ml di acqua sterile. Per eliminare i globuli rossi, risospendere pellet in 5 ml di 1x tampone di lisi per milza in una conica da 50 ml, mescolando bene pipettando gentilmente su e giù. Se superiore a 5 milze, utilizzare un tubo da centrifuga da 250 ml. Inserire conica o tubo da centrifuga in un bagno d'acqua 37 ° per 5 minuti.
8. Rimuovere la reazione lisi dal bagno di acqua e aggiungere TCM in un rapporto 1: 1 con tampone di lisi per neutralizzare la reazione. Lavare facendo girare a 300 xg per 10 min.
9. Aspirare il surnatante e pellet completamente risospendere in MTC (2 ml / milza, 8 ml totale per 4 milza) pipettando su e giù.
10. Contare le cellule con l'aggiunta di 10 ml di sospensione cellulare a 190 ml blu trypan (1:20 diluizione). Moltiplicare il numero ottenuto in uno dei quattro quadrati reticolati da 20 x 10 x ⁴ volume totale (8 ml) per ottenere il numero totale di cellule (ad esempio, 125 cellule x 20 x 10 ⁴ x 8 ml = 200 x 10 ⁶ splenociti).
11. Diluire le cellule ad una concentrazione di 2 x 10 ⁶ cellule / ml in TCM, supplementato con 2 ug / ml concanavalina A (ConA) e 50 UI / ml ricombinante umano interleuchina-2 (rhIL-2). Così, per 200 x 10 ⁶ splenociti, aggiungere 92 ml di media per 8 ml cellule, 200 mcg Cona e 5.000 UI rhIL-2.
12. Aggiungere 2 mL cellule in ciascun pozzetto 24 pozzetti tessuto-cultura piastre trattati, tale che 4 x 10 ⁶ cellule sono in ogni pozzetto (es, 100 ml di cellule richiederanno circa 4 piastre).
13. Incubare per una notte a 37 ° C con 5% di CO _2.

5. Trasduzione

1 ° giorno:

1. Calcolare il numero della cultura non-tessuto trattato piastre da 24 pozzetti necessari per la trasduzione moltiplicando il numero di milza raccolte da 2 (8 piastre sono necessari per 4 milza).
2. Successivamente, calcolare il volume richiesto di soluzione ricombinante frammento fibronectina umana (RHFF)necessario per lastre cappotto moltiplicando (numero totale di pozzi + 3) x 0,5 ml (8 piastre x 24 pozzi = 192 + 3 = 195) x 0,5 ml = 97,5 ml.
3. Preparare 97,5 ml di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) contenente RHFF ad una concentrazione di 25 ug / ml moltiplicando il volume totale da 25 mg (97,5 x 25 = 2437,5 mg). Aggiungi questa quantità di RHFF a 97,5 ml di PBS.
4. Coat coltura non-tessuto trattato piastre da 24 pozzetti aggiungendo 0,5 ml di soluzione PBS / RHFF per pozzetto.
5. Incubare una notte a 4 ° C.

2 ° giorno:

6. Dump soluzione PBS / RHFF dalla cultura non-tessuto trattato piastre da 24 pozzetti.
7. Aggiungere 1 ml / pozzetto di albumina sierica bovina 2% (BSA) in PBS e incubare a temperatura ambiente per 30 min.
8. Rimuovere BSA saldamente ribaltare piatto. Lavare con l'aggiunta di 2 ml di PBS.
9. Raccogliere surnatante virale trasferendo file multimediali da ogni HEK293T PDL piastra in una provetta da 250 ml centrifuga e spin 10 min a 500 x g.
10. Trasferire accuratamente su viralepernatant in un fresco 250 ml tubo da centrifuga, assicurandosi di non disturbare il pellet che possono essersi formate.
11. Aggiungere TCM fresco al surnatante virale tale che il volume finale è 3 ml più che la quantità necessaria per pozzi RHFF rivestite. Ad esempio, per 192 pozzetti RHFF rivestite, portare il volume del surnatante virale a 192 + 3 ml = 195 ml.
12. Rimuovere splenociti coltivate dal incubatore e risospendere pipettando gentilmente su e giù 2 - 3 volte in ogni pozzetto. Trasferire in un conica 250 ml. Se si utilizza una pipetta multicanale, con un serbatoio sterile prima del trasferimento contribuirà ad accelerare questo passaggio. Conta come descritto in precedenza e far girare a 300 xg per 10 min.
13. Aggiungere rhIL-2 per surnatante virale ad una concentrazione di 50 UI / ml. Ad esempio, aggiungere 50 x 195 = 9.750 UI a 195 ml di surnatante virale-2 rhIL.
14. Risospendere splenociti di surnatante virale a 1 x 10 ⁶ cellule / ml
15. Aggiungere 1 ml / pozzetto di sospensione splenocyte a piastre da 24 pozzetti RHFF rivestite.
16. Spin per 90 min in base alle seguenti impostazioni: 770 xg, accelerazione = 4, freno / decelerazione = 0, 32 ° C.
17. Preparare una soluzione TCM con 50 UI / ml rhIL-2. Ad esempio, preparare una soluzione 200 TCM aggiungendo 10.000 UI rhIL-2. Aggiungere 1 ml di rhIL-2 / TCM a ciascun pozzetto dopo centrifugazione.
18. Culture notte a 37 ° C in 5% CO _2.

6. CAR T cellule Cultura e Harvest

Giorni 3 e 4:

1. Se le cellule T raggiungono> 80% di confluenza, le cellule possono essere divise (questo di solito avviene il giorno 3 o 4 giorni). Per dividere le celle, delicatamente pipettare su e giù in ciascun pozzetto 2-3 volte, e passare 1 ml da ogni pozzetto in nuovi pozzetti di una 24-pozzetti trattati tessuto-coltura fresco. Quindi, aggiungere 1 ml di TCM fresca con 50 UI / ml di IL-2 in ciascun pozzetto tale che il volume finale di 2 ml in tutti i pozzetti.
2. Se le cellule non raggiungono> 80% di confluenza, effettuare un cambiamento mezza mezzi lentamente pipettando off 1 ml del supporto dalla parte superiore di ciascun pozzetto. Evitare disturbing cellule insediate sul fondo durante la rimozione dei media. Aggiungere 1 ml di TCM fresco contenente 50 UI / ml rhIL-2.

5 ° giorno:

3. Risospendere le cellule T CAR pipettando gentilmente su e giù per 3 volte in ogni pozzetto e il trasferimento ad un tubo da centrifuga da 250 ml. Spin cellule a 300 xg per 10 min.
4. Surnatante completamente aspirate senza disturbare pellet. Risciacquare una volta con PBS, contare le cellule come precedentemente descritto, e lavare con PBS una seconda volta. Una resa di cellule CAR T tipico è di circa 1 x 10 ⁶ cellule per bene (8 piastre cellule x 24 pozzi = 192 x 10 ⁶ CAR T).
5. Risospendere le cellule in PBS ad una concentrazione di 5 x 10 ⁷ / ml per una iniezione di 1 x 10 ⁷ in un volume di 200 mg (per esempio, per 192 x 10 ⁶ cellule T CAR, risospendere pellet lavate in PBS 3,84 ml).

7. CAR T cellule Administration per Mice tumore fruttiferi

5 ° giorno:

1. Transpocellule rt sul ghiaccio per stabulario per iniezione endovenosa. Load 500-1000 ml in siringa da insulina con 27-31 G ago, assicurando che tutte le bolle vengono espulsi.
2. Prendete un mouse alla base della coda e mettere in fermo tubi.
3. Estrarre la coda tesa con la vena rivolto verso l'alto, e scivolare l'ago di circa 1-2 mm sotto la pelle nella vena inserendolo parallelo alla vena della coda. Lentamente espellere 200 microlitri nella vena. Se l'ago è correttamente inserito nella vena, il volume sarà facile flusso in; altrimenti ci sarà la resistenza e l'ago dovranno essere rimossi dalla coda e ri-inserito correttamente.

Risultati

Cellule T CAR sono generati dalla trasduzione con il EGFRvIII CAR vettore retrovirale ^11. Questo vettore, MSGV1, è stato sviluppato dal vettore SFGtcLuc_ITE4 ^35, che contiene il virus cellule staminali murine (MSCV) lunghe ripetizioni terminali, la estesa regione gag e sito di splicing busta (splice donatore, sd, e splice accettore, sa), e virale Segnale di imballaggio (ψ). Il CAR EGFRvIII contenente l'anti-EGFRvIII catena singola frammento umano variabile (scFv) 139, in tandem con CD8TM muri...

Discussione

La timeline trattamento qui descritto è stato progettato per modello standard clinico di cura e di sfruttare i suoi effetti per l'automobile la terapia adottiva. AUTO dosi T cellulari, regimi di TMZ, e l'amministrazione radioterapia possono essere modificati per aumentare in vivo l'attività delle cellule T, lymphodepletion, e tumore uccisione. Regimi TMZ può essere aumentata per produrre mieloablazione host e una maggiore espansione delle cellule adoptively trasferiti ^30. Inoltre, gli ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
pCL-Eco Retrovirus Packaging Vector	Imgenex	10045P	Helper vector for generating CAR retrovirus
Concanavalin A	Sigma Aldrich	C2010	Non-specific mitogen to induce T cell proliferation and viral transduction
Retronectin	ClonTech/Takara	T100B	Facilitates retroviral transduction of T cells
Lipofectamine 2000	Life Technologies	11668-019	Transfection reagent
DMEM, high glucose, pyruvate	Life technologies	11995-065	HEK293 culture media
RPMI 1640	Life Technologies	11875-093	T cell culture media
Opti-MEM I Reduced Serum Medium	Life technologies	11058-021	Transfection media
200 mM L-Glutamine	Life technologies	25030-081	T cell culture media supplement
100 mM Sodium Pyruvate	Life technologies	11360-070	T cell culture media supplement
100X MEM Non-Essential Amino Acids Solution	Life technologies	11140-050	T cell culture media supplement
55 mM 2-Mercaptoethanol	Life technologies	21985-023	Reducing agent to remove free radicals
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/ml)	Life technologies	15140-122	T cell culture media supplement
Gentamicin (50 mg/ml)	Life technologies	15750-060	T cell culture media supplement
GemCell U.S. Origin Fetal Bovine Serum	Gemini Bio Products	100-500	Provides growth factors and nutrients for in vitro cell growth
Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V–Standard Grade	Gemini Bio Products	700-100P	Blocks non-specific binding of retrovirus to retronectin-coated plates
Pharm Lyse (10x concentrate)	BD Biosciences	555899	Lyses red blood cells during splenocyte processing
70 μm Sterile Cell Strainers	Corning	352350	Filters away large tissue particles during splenocyte processing
100 mm BioCoat Culture Dishes with Poly-D-Lysine	Corning	356469	Promotes HEK293 cell adhesion to maximize proliferation after transfection
[header]
Temozolomide	Best Pharmatech	N/A	Lyophilized powder prepared on the day of administration
Dimethyl Sulfoxide	Sigma Life Sciences	D2650	Necessary for complete dissolution of temozolomide
Saline	Hospira	IM 0132 (5/04)	Solvent for temozolomide and ketamine/xylazine
Ketathesia HCl	Henry Schein Animal Health	11695-0701-1	Ketamine solution
AnaSed	Lloyd Inc	N/A	Xylazine sterile solution 100 mg/ml