JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Qui, presentiamo un protocollo per isolare e caratterizzare la struttura, la potenza olfattiva e la risposta comportamentale dei composti di feromone presunto di lamprede di mare.

Abstract

Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio iterativo che utilizza i risultati delle analisi biologiche fisiologici e comportamentali per guidare l'isolamento e l'identificazione di un composto attivo feromone. Questo metodo ha provocato la riuscita caratterizzazione dei segnali chimici che funzionano come i feromoni in una vasta gamma di specie animali. Lampreda di mare si basano su olfatto per rilevare i feromoni che mediano le risposte comportamentali o fisiologiche. Usiamo questa conoscenza della biologia dei pesci a postulare funzioni di putativi feromoni e per guidare l'isolamento e l'identificazione dei componenti attivi di feromone. Cromatografia è usata per estrarre, concentrarsi e separare composti dall'acqua climatizzata. Electro-olfactogram (EOG) registrazioni sono condotte per determinare quali frazioni elicitare risposte olfattive. Analisi comportamentale di due-scelta labirinto vengono quindi utilizzate per determinare se uno qualsiasi delle frazioni odorose sono anche relativamente al comportamento attivo e indurre una preferenza. Spettroscopici e spettrometrici metodi forniscono il peso molecolare e strutturale informazioni per assistere con la delucidazione della struttura. La bioattività dei composti puri è confermata con analisi comportamentale ed EOG. Le risposte comportamentali osservate nel labirinto, in definitiva, devono essere convalidate in un ambiente di campo per confermare la loro funzione in un ambiente naturale flusso. Queste analisi biologiche giocano un doppio ruolo per 1) guida il processo di frazionamento e 2) confermare e definire ulteriormente la bioattività di componenti isolati. Qui, segnaliamo i risultati rappresentativi di un'identificazione del feromone di lampreda di mare che esemplificano l'utilità dell'approccio frazionamento analisi biologica-guida. L'identificazione di feromoni lampreda di mare è particolarmente importante poiché una modulazione del suo sistema di comunicazione di feromone è fra le opzioni considerate per controllare la lampreda di mare dilagante in grandi laghi Medicea Laurenziana. Questo metodo può essere facilmente adattato per caratterizzare la comunicazione chimica in una vasta gamma di taxa e gettare luce sull'ecologia chimica a base acquosa.

Introduzione

I feromoni sono specifici segnali chimici rilasciati dagli individui che li aiutano nell'individuazione di fonti di cibo, rilevamento di predatori e mediare le interazioni sociali di conspecifici1. Comunicazione di feromone negli insetti è stato ben studiato2; Tuttavia, l'identificazione chimica e funzione biologica dei feromoni di vertebrati acquatici non sono stati studiati come ampiamente. Conoscenza dell'identità e della funzione dei feromoni rilasciati possono essere applicati per facilitare il recupero di specie minacciate3,4 o controllo dei parassiti specie5,6. L'applicazione di queste tecniche richiedono l'isolamento e la caratterizzazione dei componenti bioattivi feromone.

Identificazione di feromone è una branca della chimica dei prodotti naturali. Progresso nella ricerca di feromone è stato parzialmente limitato a causa della natura delle molecole feromone stesse. I feromoni sono spesso instabili e rilasciato in piccole quantità, ed esistono solo alcune tecniche di campionamento per rilevare piccole quantità di volatili7,8 o9di composti solubili in acqua. Approcci per identificare i feromoni includono 1) uno screening mirato di composti conosciuti, 2) metabolomica e frazionamento 3) analisi biologica-guida. Uno screening mirato di composti noti test disponibili in commercio sottoprodotti metabolici dei processi fisiologici supposti per funzionare come i feromoni. Questo approccio è limitante perché i ricercatori possono testare solo composti noti e disponibili. Tuttavia, ha provocato l'identificazione riuscita degli ormoni sessuali nel pesce rosso che la funzione come feromoni10,11,12. Metabolomica è un secondo metodo di identificazione di feromone che contraddistingue i prodotti metabolici piccola molecola potenziale all'interno di un sistema biologico13. Un confronto dei profili metabolici dei due gruppi (cioè, un attivo contro un estratto inattivo) consente l'identificazione di un profilo metabolico potenziale da cui il metabolita viene purificato, la struttura è stata chiarita e la bioattività è confermata14. Effetti additivi o sinergici delle complesse formulazioni di miscele specifiche sono più probabili essere rilevato con metabolomica poiché i metaboliti sono considerati insieme, piuttosto che come una serie di frazioni13. Ancora, l'implementazione della metabolomica si basa sulla disponibilità di riferimenti sintetici perché i dati risultanti non facilitano la delucidazione di nuove strutture.

Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio iterativo che si estende su due campi: chimica e biologia. Questo approccio utilizza i risultati delle analisi biologiche fisiologici e comportamentali per guidare l'isolamento e l'identificazione di un composto attivo feromone. Un estratto grezzo è frazionato da una proprietà chimica (cioè, dimensioni molecolari, polarità, ecc.) e testato con electro-olfactogram (EOG) registrazioni e/o in un'analisi biologica. I componenti bioattivi sono proiettati ripetendo questi passi di frazionamento ed EOGs e/o le analisi biologiche. Le strutture di composti attivi puri sono delucidate da metodi spettroscopici e spettrometrici, che forniscono il peso molecolare e strutturale informazioni per produrre un modello del composto da sintetizzare. Frazionamento analisi biologica-guida può produrre metaboliti diversi e potenzialmente romanzo feromoni con scheletri chimici unici che difficilmente essere predetto dalle vie biosintetiche.

Qui, descriviamo il protocollo di frazionamento analisi biologica-Guida utilizzato per isolare e caratterizzare la bioattività di lampreda di mare maschio sesso composti di feromone. La lampreda di mare (Petromyzon marinus) è un modello ideale di vertebrati di studiare comunicazione di feromone, perché questi pesci si basano molto sulla rilevazione olfattiva dei segnali chimici per mediare la loro storia di vita anadroma composto da tre fasi distinte: le larve, giovanile e adulto. Petromyzon marinus larve traforare il sedimento di corsi d'acqua dolce, subiscono una drastica metamorfosi e trasformano in novellame che migrano a un lago o un oceano dove essi parassitano pesci di host di grandi dimensioni. Dopo aver scollegato dal pesce host, gli adulti migrano indietro in flussi di deposizione delle uova, guidati dai migratori feromoni rilasciati da larve di flusso-residente15,16,17,18,19 . I maschi maturi salire verso le zone di riproduzione, rilascia un feromone sessuale multi-componente per ottenere gli accoppiamenti, in modo intermittente deporre le uova per circa una settimana e poi morire15,20. L'identificazione di feromoni lampreda di mare è importante poiché una modulazione del sistema di comunicazione di feromone è fra le opzioni considerate per controllare le lamprede di mare dilagante nel Laurentian Great Lakes21.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocollo

Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Comitato della Michigan State University (AUF # 03/14-054-00 e 02/17-031-00).

1. raccolta ed estrazione di lampreda di mare condizionata acqua

  1. Posto sessualmente maturi lamprede mare maschile (15-30 animali) in un serbatoio fornito con 250 L di acqua di Lago Huron aerata mantenuta a 16-18 ° C.
  2. Raccogliere l'acqua uomo-condizionato in tutto ogni sera da giugno a luglio.
    Nota: lamprede di mare naturalmente muoiono dopo la deposizione delle uova. Se un pesce si avvicina a questo punto della sua vita, è possibile sostituirlo con un uomo maturo fresco.
  3. Estrarre l'acqua condizionata di estrazione in fase solida.
    1. Immergere la resina in metanolo per 4 h prima di caricarli in una colonna. Caricare la resina nella colonna, quindi pompa 10 L di acqua attraverso la colonna per eliminare il solvente organico.
    2. Passare l'acqua condizionata dal serbatoio che tiene i pesci tramite il sistema di pompaggio alla parte superiore della colonna. L'acqua passa attraverso un letto di 2 kg di resina a scambio ionico, moderatamente polare polimerici (ad es.., resina Amberlite XAD-7 HP), contenuta in una serie di quattro colonne di vetro 2,5 L-capacità. Mantenere la velocità di carico compresa tra 400 e 600 mL/min. 6 eluire i metaboliti con 10 L di metanolo seguita immediatamente da 5 L di acetone.
      Attenzione: Questo passaggio utilizza metanolo e acetone. Entrambi sono infiammabili e velenosi.
      Nota: Il pool residuo sono memorizzabili a-80 ° C fino a ulteriormente elaborati.
  4. Riattivare la colonna dopo 1 settimana di arricchimento mediante lavaggio con acqua (circa 10 L).
  5. Rimuovere il solvente organico (la miscela di acqua e metanolo) e raccogliere l'estratto per evaporazione rotatorio per 5 h sotto pressione ridotta (meno di 300 mbar) a 40 ° C. Concentrare il residuo di acqua da congelare liofilizzazione essiccatore per 48 h a-20 ° C fino a secco.

2. isolamento della frazione piscine con cromatografia

  1. Immergere il gel di silice (230-400 mesh) nella fase iniziale mobile per 30 min. trasferimento del gel con il solvente (sospensione) per una colonna di vetro. Aprire la valvola della colonna per consentire la fase mobile passare attraverso. Lasciare che il gel di silice a precipitare e formare un letto di gel di silice.
  2. Mescolare accuratamente gli estratti con gel di silice (70-230 mesh) e caricarli nella colonna cromatografia liquida sopra il letto di gel di silice. Eluire li con un gradiente dal 95% CHCl3 (cloroformio) / MeOH (metanolo) al 100% MeOH, 2,5 L di volume totale. Raccogliere l'eluente in fiale individuali (ogni 10 ml).
    Attenzione: Il cloroformio utilizzato in questo passaggio è un reagente velenoso.
  3. Guida la condivisione degli eluenti in 20 frazioni da un'analisi di cromatografia (TLC) di strato sottile.
    1. Eseguire l'esperimento di TLC su lastre di gel di silice prepatinato applicando il campione sulla linea di partenza e immergendo la linea di partenza della piastra nei solventi in via di sviluppo (scegliere la polarità per il rapporto di CHCl3 di metanolo da 100-0%) in un bicchiere sigillato serbatoio.
    2. Selezionare il rapporto di sviluppo di solvente per rendere tutte le macchie TLC con un fattore di conservazione (Rf) che vanno da 0,3 - 0,8.
    3. Dopo che il solvente in via di sviluppo raggiunge il fine linea, prendere la piastra dal serbatoio e attendere 10 min per evaporare il solvente.
    4. Visualizzare le macchie prima sotto UV luce a 254 nm e macchia poi loro da spruzzare con una soluzione acida metanolo di 5% anisaldeide (20 μL) di uno spruzzatore di cromatografia e loro riscaldamento a 85 ° C per 3 min.
      Nota: Le macchie colorate sulla piastra TLC indicano il componente principale della frazione.
    5. Combinare l'eluente a 20 frazioni sulla base del colore spot e la somiglianza dif R del componente principale.
  4. Concentrare la frazione ad un residuo di evaporazione rotatorio sotto pressione ridotta (300 mbar secondo la proprietà di solventi) a 40 ° C per circa 30 min.

3. Electro-olfactogram (EOG) registrazioni per identificare frazioni/composti odorosi

  1. Tirare tubi capillari in vetro borosilicato (diametro esterno: 1,5 mm; diametro interno: 0.86 mm; Lunghezza: 100 mm) con una micropipetta estrattore con il livello di riscaldamento impostato su 65.
  2. Punteggio ottenuto e tagliare l'apertura all'estremità del capillare con un tagliavetro a punta di diamante e riempirlo con fuso 0,4% agar in soluzione fisiologica allo 0,9%. L'apertura all'estremità del capillare dovrebbe essere circa 10 µm di diametro.
  3. Riempimento degli elettrodi capillari tirati da passaggi 3.1-3.2 e titolari di elettrodi a stato solido prefabbricati con pellet di Ag/AgCl (Vedi Tabella materiali) con 3M KCl utilizzando una micropipetta.
    Nota: Rimuovere eventuali bolle d'aria nel capillare o il pinza porta elettrodo.
  4. Inserire gli elettrodi tirati i portaelettrodi.
  5. Preparare 100 mL di 10-5 M L-arginina in acqua filtrata carbone da una soluzione madre di L-arginina 10-2 M in acqua deionizzata (conservato a 4 ° C) in un matraccio tarato. Trasferire 20 mL del 10-5 M L-arginina per un flaconcino di vetro.
  6. Per la curva di concentrazione-risposta, preparare 10 mL di 10 volte diluizioni delle piscine frazione dal passaggio 2.3 in flaconcini di vetro. Preparare diluizioni fresche tutti i giorni prima degli esperimenti e utilizzarli all'interno di un giorno. Mettere i flaconi di vetro delle soluzioni lavoro di L-arginina e le diluizioni di piscina frazione in un bagno di acqua a ricircolo per consentire alla temperatura di equilibrare a 8 ° C.
  7. Anestetizzare la lampreda con estere etilico dell'acido 3-aminobenzoic (MS222; 100 mg/L) e immobilizzare e con un'iniezione intramuscolare di gallamine triethiodide (3 mg/kg di peso corporeo, in soluzione fisiologica allo 0,9%) con una siringa sterile.
    Nota: Una sufficiente profondità dell'anestesia è determinata osservando nessun movimento di gill, un'incapacità di mantenere una postura eretta e nessuna aspirazione ai lati della cisterna con relativo disco orale. Per ridurre al minimo qualsiasi contaminazione microbica prima e durante la chirurgia, indossare guanti sterili e immergere gli strumenti di dissezione in etanolo al 70% (v: v) in acqua deionizzata per almeno 10 minuti prima dell'uso.
  8. Orientare la lampreda anestetizzata in un basamento a forma di V e avvolgerlo con un tovagliolo di carta bagnato per evitare il disseccamento.
    Nota: Non ostruire le aperture branchiali.
  9. Inserire un tubo di ricircolo acqua aerata contenenti 50 mg/L di MS222 nella cavità buccale, regolare la portata e garantire che l'acqua sta uscendo tramite le aperture branchiali per irrigare continuamente le branchie.
  10. Utilizzare un bisturi sterile e forcipe [sotto il microscopio stereoscopico a ingrandimento 1.25 X (Vedi Tabella materiali)] per rimuovere una sezione di2 5 mm della pelle sulla superficie della capsula olfattiva per esporre l'epitelio olfattivo.
  11. Sciacquare il tubo di consegna odorant con acqua filtrata e collegarlo alla valvola montata su un micromanipolatore. Posizionare il tubo capillare di consegna odorant nella cavità epitelio olfattivo utilizzando il micromanipolatore per fornire acqua filtrata all'epitelio olfattivo per evitare essiccazione non somministrare odoranti.
  12. Montare gli elettrodi di riferimento e registrazione sui micromanipolatori. Abbassare l'elettrodo di riferimento sulla pelle esterna vicino la naris. Utilizzando il microscopio stereoscopico (1,25 X), l'elettrodo di registrazione inferiore a malapena a toccare la superficie dell'epitelio olfattivo.
  13. Trasferire l'assorbimento del tubo di consegna odorant dall'acqua filtrata di sfondo per la soluzione di L-arginina 10-5 M.
  14. Accendere il computer, amplificatore (impostato su modalità DC), filtro e digitalizzatore. Utilizzando il software del driver valvola, programmare la procedura per l'amministrazione di un singolo impulso 4 di s di odorizzante selezionando la casella di T1, impostazione T a 4 s e selezionando la casella di T2.
  15. Del software di acquisizione dati (Vedi Tabella materiali), impostare la modalità di acquisizione di un oscilloscopio ad alta velocità, fare clic sull'icona del gioco e quindi fare clic su Avvia nel driver della valvola per innescare l'impulso di odorizzante.
    Nota: Il software di acquisizione dati registra automaticamente l'ampiezza di risposta EOG differenziale per 20 s (3 s prima, 4 s durante l'impulso di odorizzante e 13 s in seguito). Utilizzare il micromanipolatore per manovrare le posizioni della registrazione dell'elettrodo, elettrodo di riferimento o del tubo di consegna odorant per aumentare il rapporto segnale-rumore con un massimo di risposta per lo standard di L-arginina e una risposta minima per il controllo in bianco ( acqua filtrata). L'interruttore AC-DC amplificatore a GND durante lo spostamento gli elettrodi di terra dell'amplificatore.
  16. Avviare la registrazione di controllo vuoto, L-arginina e quindi l'odorizzazione preparata al punto 3.6 da bassa ad alta concentrazione con una scala di 2 min di acqua filtrata tra le applicazioni.
  17. Dopo aver registrato le risposte a tutti l'odorizzazione da testare, massa l'amplificatore e ritrarre accuratamente gli elettrodi e odorant tubo capillare di consegna. Seguendo i metodi approvati istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC), al termine dell'esperimento EOG, eutanasia la lampreda anestetizzata con una overdose di MS222 (1 g/L).
    Nota: Verificare successo eutanasia osservando una mancanza di movimento gill e battito cardiaco per almeno 5 min seguita da spinale al cervello.
  18. Analizzare e tracciare i dati utilizzando software di analisi. Determinare la soglia di rilevazione di odorizzazione22 per identificare le frazioni odorose che suscitano le risposte rispetto al controllo di acqua vuota. Le piscine di frazione che suscitano le risposte olfattive dipendente dalla concentrazione che sono diverse rispetto al controllo di acqua vuota quindi sono testate in un'analisi comportamentale (passaggio 4).

4. due-scelta comportamentale analisi biologica per identificare frazioni/composti attivi relativamente al comportamento del labirinto

  1. Acclimatare la lampreda di mare femmina sessualmente matura nella gabbia rilascio nel labirinto (Vedi complementare figura 1) per 5 min, mantenere la portata delle acque del fiume nel labirinto
    Nota: Il labirinto è costruito da legno verniciato marino del grado e misure 6,5 m di lunghezza e 1,2 m di larghezza con un divisore di 2,7 metri di lunghezza per separare il labirinto in due canali alla fine a Monte. Acqua viene temporaneamente deviato verso il labirinto. La profondità dell'acqua deve essere mantenuta a 0,19 m e la velocità dovrebbe essere mantenuta a 0,07 m/s ± 0.01.
  2. Rilasciare la lampreda di mare e registrare l'importo cumulativo del tempo che la lampreda passa in quella sperimentale e canale di controllo ogni fiume contenente acqua per 10 min.
    Nota: Se la lampreda di mare non riesce a inserire la sperimentale e di controllo canale per almeno 10 s durante questo periodo di 10 min, terminare il processo, come questa è un'indicazione di inattività o lato forte parzialità.
  3. Applicare lo stimolo test (cioè, un feromone presunto alle 10-12 M disciolto in 50% metanolo/deionizzata) al canale sperimentale assegnato in modo casuale e il veicolo (50% metanolo/deionizzata) per il canale di controllo utilizzando peristaltico Pompe a tassi costanti di 200 mL/min per 5 min.
    Nota: La concentrazione di soglia di rilevazione dello stimolo test come determinato con le registrazioni di electro-olfactogram deve essere utilizzata come la concentrazione iniziale per il test del comportamento.
  4. Applicare lo stimolo di prova e il veicolo per altri 10 min e registrare l'importo cumulativo di tempo che trascorre la lampreda in sperimentale e canale di controllo.
  5. Sciacquare il labirinto con acqua per 10 minuti prima dell'inizio della prova successiva. Ripetere i passaggi 4.1-4.4 con almeno 7 lamprede se stimolo prova sufficiente è disponibile.
  6. Calcolare un indice di preferenza22 per ogni prova e valutare il significato utilizzando un test di Wilcoxon firmare-allinea.
    Nota: I risultati di indice in un singolo numero che può essere positivo o negativo. Un valore positivo dell'indice di preferenza indica attrazione, mentre un valore negativo dell'indice di repulsione di indicazioni di preferenza. Se l'indice di preferenza è significativamente diverso da zero, la frazione è considerata attiva.
    figure-protocol-13336
    Qui,
    Bc = il tempo trascorso dalla lampreda di prova nel canale di controllo prima dell'applicazione di odorizzante,
    Be = il tempo trascorso nel canale sperimentale prima dell'applicazione di odorizzante,
    Unac = il tempo trascorso nel canale di controllo dopo l'applicazione di odorizzante, e
    Ae = il tempo trascorso nel canale sperimentale dopo l'applicazione di odorizzante.

5. cromatografica isolamento dei composti puri da frazioni attive

  1. Ripetere i passaggi 2.1-2.4 con le piscine di frazione che inducono risposte olfattive (passaggio 3) e suscitare le risposte comportamentali (passaggio 4).
  2. Purificare ulteriormente le frazioni attive in composti con cromatografia di esclusione dimensionale utilizzando una colonna del Sephadex LH-20.
    1. Preparare il campione in 0,5 mL nella fase iniziale mobile [CHCl3- MeOH (1:1) o MeOH 100%], caricare nella corrispondente colonna un CHCl3- MeOH (1:1) e quindi una MeOH (100%) colonna ed eluire loro per produrre i composti.

6. delucidazione di un composto puro con spettrometria di massa (MS) e risonanza magnetica nucleare (NMR)

  1. Sciogliere e portare il composto purificato nella fase mobile iniziale (solitamente, metanolo e acqua, 1:1, v: v) della cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) per formare un 10 μL di soluzione di circa 1 μg/mL.
    1. Trasferire la soluzione campione in HPLC fiale e impostarle nell'autocampionatore HPLC. Iniettare il campione (10 μL) la spettrometria totale di ionizzazione electrospray (ESIMS) e registrare gli spettri di spettrometria di massa (HRESIMS) di ionizzazione electrospray ad alta risoluzione utilizzando uno spettrometro di massa di cromatografia23.
  2. Prevedere la formula molecolare secondo il database del software di uno spettrometro di massa (Vedi Tabella materiali)24.
    1. Aprire il cromatogramma del campione iniettato e ottenere il relativo spettro di massa selezionando il picco cromatografico.
    2. La massa misurata al valore dello ione (m/z) (4 decimali) nella composizione elementare sotto il modulo di strumento di input. Impostare il parametro di tolleranza su PPM < 5.
    3. Regolare i parametri di simbolo per adattare la composizione di elementi della molecola misurata. Il software produce una predizione della formula molecolare sulla base dell'analisi di massa singola.
  3. Selezionare i solventi deuterati (600 μL, CH3OH -d4 o DMSO -d6) secondo il protocollo25 per sciogliere i campioni.
    1. Sciogliere completamente il campione nei solventi deuterati selezionati per formare una soluzione con una concentrazione che varia approssimativamente da 0,1 a 10 mg/mL. Trasferire la soluzione campione in una provetta NMR per registrare la 1D (1H, 13C) e 2D NMR [spettroscopia di correlazione di1H -1H (accogliente), eteronucleari single coerenza quantistica (HSQC), eteronucleari correlazione multipla di legame (HMBC)] spettri su un 900 MHz NMR spettrometro26.
  4. Collocare la provetta NMR con il campione all'interno della turbina di spinner. Utilizzare il calibro di profondità per garantire che l'altezza del campione è al centro della finestra di misurazione. Aprire il software di NMR (Vedi Tabella materiali) e fare clic sul pulsante " Lift " per modificare il campione nel magnete.
    Nota: Tenere una mano sopra la parte superiore del magnete per sentire il gas proveniente dalla parte superiore del magnete. Allo stesso tempo, un suono di fischio dovrebbe essere udibile.
  5. Delicatamente il campione viene posto sul cuscino d'aria sopra il magnete e premere il pulsante di sollevare nuovamente a scendere il campione nel magnete NMR.
    Nota: Ascoltare un rumore di "click" indicare che l'esempio è nella giusta posizione.
  6. Creare un nuovo dataset e caricare i parametri di default raccomandati dallo strumento NMR (Vedi Tabella materiali).
    1. Tipo "lock" per richiamare la procedura di chiusura automatica e selezionare il solvente alla pagina richiesta.
    2. Per la messa a punto, nel Pannello di manipolare, regolate il pulsante nel modello di sblocco , regolare il cursore sul pannello di manipolare e bloccare di nuovo il magnete.
    3. Il prompt pagina Atma , regolare il parametro nel pannello manipola per la procedura di sintonizzazione, che può richiedere alcuni minuti. Attendere che l'accordatura è completato per procedere.
    4. Avviare la routine di spessoramento automatica digitando "topshim" nel prompt. Attendere che l'utilizzo di shim è completato per procedere.
    5. Tipo "rga" impostare automatico ricezione guadagno regolazioni, quindi tipo "d1" per impostare il ritardo tra impulsi, quindi tipo "zg" per avviare l'acquisizione e attendere il completamento dell'acquisizione.
    6. Digitare "ef" o "efp" per elaborare i dati e quindi digitare "apk" per fasatura automatica. Elaborare i dati sul software di elaborazione di NMR.
  7. Delucidare la struttura chimica di un'interpretazione dell'analisi dati NMR.
  8. Contare i segnali di carbonio nello spettro NMR C 13. Selezionare la formula molecolare abbinata dal risultato prevedibile in spettrometria di massa ad alta risoluzione (HR-MS).
  9. Integrare i segnali di protone nello spettro 1H NMR 1e assegnare la connettività del carbonio e protone-based sui segnali nello spettro HSQC.
  10. Assegnare la connettività dello scheletro di carbonio sulla base delle correlazioni in 1H -1H COSY e spettro HMBC.
  11. Assegnare provvisoriamente la struttura chimica basata sulla struttura razionale27. Ricerca la struttura provvisoria nei database struttura chimica. Confrontare la struttura provvisoria con gli analoghi nei riferimenti.
  12. Assegnare la relativa configurazione con lo spettro di spettroscopia di effetto nucleare Overhauser (NOESY).
    Nota: Poiché la proprietà di identità di enantiomeri visualizzati su spettrometria e metodi spettroscopici sono identiche, la configurazione assoluta di alcuni composti, specialmente quelli con 2'-alcol e 2'-NH2, deve essere determinata con un reazione di derivatizzazione. Dopo la reazione di derivatizzazione, le differenze indicate su spettri facilitano l'assegnazione inequivocabile delle configurazioni assolute della maggior parte dei composti28.

7. EOG e analisi biologica per confermare composti puri sono odorosi e comportamentale attivo

  1. Ripetere i passaggi da 3.1-3.5.
  2. Per la curva di concentrazione-risposta, preparare 10 mL di 10 volte diluizioni dei composti puri da 10-6 M - 10-13 M di una soluzione di riserva di feromone 10-3 M in 50% metanolo/acqua conservato a-20 ° C sulla base del peso molecolare determinato in passo 6.2. Mettere i flaconi di vetro con le soluzioni di lavoro di L-arginina e i composti puri in un bagno di acqua a ricircolo per consentire alla temperatura di equilibrare a 8 ° C.
  3. Ripetere i passaggi da 3,7-3.18.
  4. Ripetere i passaggi da 4.1-4.2.
  5. Applicare il composto puro alla concentrazione di soglia di rilevamento EOG al canale sperimentale assegnato in modo casuale e il veicolo (50% metanolo/deionizzata) per il canale di controllo utilizzando una pompa peristaltica a tassi costanti di 200 mL/min per 5 min.
  6. Ripetere i passaggi da 4.4-4.6.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Risultati

Nella Figura 1è riportato un diagramma che riassume i passaggi descritti nel protocollo del frazionamento analisi biologica-guida. Il protocollo prevede passaggi per isolare e caratterizzare la struttura, la potenza olfattiva e l'attività comportamentale di 5 Petromyzon marinus putativi feromoni (Figura 2). Utilizzando la spettrometria di massa e dati NMR (Figura 3 e Figura 4

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussione

Pesci vivono in un mondo chimico completo di composti ancora da identificare. Frazionamento analisi biologica-guida ha dimostrato essenziale per identificare e caratterizzare molecole bioattive che mediano molte interazioni chimiche, come quelle osservate in salmone masu31, elefanti asiatici32e lamprede di mare33, 34,35. Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio effica...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Riconoscimenti

Ringraziamo l'US Geological Survey Hammond Bay stazione biologica per l'utilizzo delle loro strutture di ricerca e il personale del U.S. Fish e Wildlife Service e della pesca e degli oceani Canada per la fornitura di lamprede di mare. Questa ricerca è stata sostenuta da sovvenzioni dalla Commissione per la pesca dei grandi laghi a Weiming Li e Ke Li.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Premium standard wall borosilicate capillaries with filament Warner InstrumentsG150F-4recording and reference electrode (OD 1.5 mm, ID 0.86 mm)
Pipette puller instrumentNarishigePC-10pulls electrodes for EOGs
Diamond-tipped glass cutterGenericcut tip of electrodes for EOG
Borosilicate glass capillariesWorld Precision Instruments1B150-4odorant delivery tube for EOG
Recording electrode holder E Series straight body with Ag/AgCl pellet for glass capillary OD 1.5 mmWarner InstrumentsESP-M15Nrecording electrode holder
Reference electrode holder E Series with handle with  Ag/AgCl pellet  for glass capillary OD 1.5 mmWarner InstrumentsE45P-F15NHreference electrode holder
1 mm pinWarner InstrumentsWC1-10to bridge reference and recording electrode holders
2 mm pinWarner InstrumentsWC2-5to bridge reference and recording electrode holders
AgarSigmaA1296molten agar to fill electrodes
Potassium chloride (KCl)SigmaP93333M KCl to fill electrodes and electrode holders
Micropipette microfilWorld Precision InstrumentsMF28G-5to fill electrodes and electrode holders
L-ArginineSigmaA5006positive control odorant for EOG
MethanolSigma34860
Water bathCustom madeN/Aholds odorants for EOG
3-aminobenzoic acid ethyl ester (MS222)Syndel USATricaine1GEOG anesthetic
Gallamine triethiodideSigmaG8134-5GEOG paralytic
1 mL syringeBD Biosciences301025to administer paralytic
Subcutaneous needle 26G 5/8BD Biosciences305115to administer paralytic
Roller clampWorld Precision Instruments14043-20adjust flow rate of anesthic into lamprey's mouth
Sodium chloride (NaCl)J.T. Baker3624-05for preparation of 0.9% saline
V-shaped plastic stand as specimen stageCustom madeN/Aholds lamprey during EOG
Plastic troughCustom madeN/Aholds V-shaped plastic stand during EOG
Scalpel Blades - #11Fine Science Tools10011-00for EOG dissection
Scalpel Handle - #3Fine Science Tools10003-12for EOG dissection
Straight ultra fine forcepsFine Science Tools11252-00for EOG dissection, Dumont #5SF Forceps
Curved ultra fine forcepsFine Science Tools11370-42for EOG dissection, Moria MC40B
Straight pring ScissorsFine Science Tools15003-08for EOG dissection
StereomicroscopeZeissDiscovery V8for EOG dissection
Illuminator lightZeissCL 1500 ECOfor EOG dissection
Plastic tubingGenericto connect re-circulating EOG setup and water baths
Odorant delivery tubingCustom madeN/A
In line filter and gasket setLee CompanyTCFA1201035A
MicromanipulatorsNarishigeMM-3to position electrodes and odorant delivery capillary tube
Magnetic holding devicesKanetecMB-K
Valve driverArduinocustom madeto control the opening of the valve for odor stimulation
Electromagnetic valveLee CompanyLFAA1201618Hvalve for odor stimulation
NeuroLog AC/DC amplifierDigitimer Ltd.NL106to increase the amplitude of the elictrical signal
NeuroLog DC pre-amplifier with headstageDigitimer Ltd.NL102Gto increase the amplitude of the elictrical signal
Low-pass 60 Hz filterDigitimer Ltd.NL125
DigitizerMolecular Devices LLCAxon Digidata 1440A
Dell computer (OptiPlex 745) running Axoscope data acquistion softwareMolecular Devices LLCAxoScope version 10.4
Faraday cageCustom madeN/AElectromagnetic noise shielding
Two-choice mazeCustom madeN/Awaterproofed marine grade plywood covered with plastic liner
Trash pumpHondaWT30XK4Afills maze with water from nearby river
Peristaltic pump with tubingCole ParmerMasterflex 07557-00to adminster odorants in maze
Inverter GeneratorHondaEU1000ipowers perstaltic pump
Release cageCustom madeN/Aused to acclimate lamprey in the maze
MeshGenericused to contain the dimensions of the maze and minimize water turbulance with mesh rollers
Buckets (5 gallon)Genericto mix odorants
Flow meterMarsh-McBirneyFlo-Mate 2000to measure discharge
XAD 7 HP resinDow chemical37380-43-1for extraction of conditioned water 
MethanolSigma34860for extraction of conditioned water 
Water bathYamatoBM 200for extraction of conditioned water 
Freeze dryerLabconcoCentriVap Concentratorfor extraction of conditioned water
chloroformSigmaCX1050for isolation of fraction pools
Silica gel 70-230 meshSigma112926-00-8for isolation of fraction pools
Silica gel 230-400 meshSigma112926-00-8for isolation of fraction pools
Pre-coated silica gel TLC platesSigma99571for isolation of fraction pools
anisaldehydeSigmaA88107for isolation of fraction pools
Sephadex LH-20GE Healthcare17-0090-01for isolation of fraction pools
Amberlite XAD 7 HP resinSigmaXAD7HPfor extraction of conditioned water 
4, 2.5L capacity glass columnsAce Glass Inc.5820for extraction of conditioned water 
AcetoneSigma650501for extraction of conditioned water 
TQ-S TOF LC Mass spectrometer (or equivalent)Waters Co.N/Afor structure elucidation
Binary HPLC pumpWaters Co.1525for isolation of fraction pools/compounds
Agilent NMR spectrometer, 900MHz (or equivalent)AgilentN/Afor structure elucidation
Rotovap drying systemBuchiRIIfor extraction of conditioned water 
UV lamp (254 nm)Spectronics Co.ENF-240Cfor thin layer chromatography 

Riferimenti

  1. Wyatt, T. D. Pheromones and Animal Behavior: Chemical Signals and Signatures. , Cambridge University Press. Cambridge, UK. (2014).
  2. El-Sayed, A. M. The pherobase: database of insect pheromones and semiochemicals. , Available from: http://www.pherobase.com (2009).
  3. Zhu, J., et al. Reverse chemical ecology: Olfactory proteins from the giant panda and their interactions with putative pheromones and bamboo volatiles. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (46), E9802-E9810 (2017).
  4. Leal, W. S. Reverse chemical ecology at the service of conservation biology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (46), 12094-12096 (2017).
  5. Carde, R. T., Minks, A. K. Control of moth pests by mating disruption: successes and constraints. Annual Review of Entomology. 40 (1), 559-585 (1995).
  6. Witzgall, P., Kirsch, P., Cork, A. Sex pheromones and their impact on pest management. Journal of chemical ecology. 36, (2010).
  7. Cheng, Y. -n, Wen, P., Dong, S. -h, Tan, K., Nieh, J. C. Poison and alarm: the Asian hornet Vespa velutina uses sting venom volatiles as an alarm pheromone. Journal of Experimental Biology. 220 (4), 645-651 (2017).
  8. Howse, P., Stevens, J., Jones, O. T. Insect Pheromones and Their Use in Pest Management. , Springer Science & Business Media. (2013).
  9. Pizzolon, M., et al. When fathers make the difference: efficacy of male sexually selected antimicrobial glands in enhancing fish hatching success. Functional Ecology. 24 (1), 141-148 (2010).
  10. Stacey, N., Sorensen, P. Hormones in communication | Hormonal Pheromones Encyclopedia of Fish Physiology. , Elsevier Inc. (2011).
  11. Kobayashi, M., Sorensen, P. W., Stacey, N. E. Hormonal and pheromonal control of spawning behavior in the goldfish. Fish Physiology and Biochemistry. 26 (1), 71-84 (2002).
  12. Stacey, N. Hormonally-derived pheromones in teleost fishes. Fish Pheromones and Related Cues. , 33-88 (2015).
  13. Kuhlisch, C., Pohnert, G. Metabolomics in chemical ecology. Natural Product Reports. 32 (7), 937-955 (2015).
  14. Prince, E. K., Pohnert, G. Searching for signals in the noise: metabolomics in chemical ecology. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 396 (1), 193-197 (2010).
  15. Teeter, J. Pheromone communication in sea lampreys (Petromyzon marinus): implications for population management. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 37 (11), 2123-2132 (1980).
  16. Moore, H., Schleen, L. Changes in spawning runs of sea lamprey (Petromyzon marinus) in selected streams of Lake Superior after chemical control. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 37 (11), 1851-1860 (1980).
  17. Vrieze, L. A., Bergstedt, R. A., Sorensen, P. W. Olfactory-mediated stream-finding behavior of migratory adult sea lamprey (Petromyzon marinus). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 68, (2011).
  18. Wagner, C. M., Jones, M. L., Twohey, M. B., Sorensen, P. W. A field test verifies that pheromones can be useful for sea lamprey (Petromyzon marinus) control in the Great Lakes. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 63 (3), 475-479 (2006).
  19. Wagner, C. M., Twohey, M. B., Fine, J. M. Conspecific cueing in the sea lamprey: do reproductive migrations consistently follow the most intense larval odour? Animal Behaviour. 78, (2009).
  20. Siefkes, M. J., Winterstein, S. R., Li, W. Evidence that 3-keto petromyzonol sulphate specifically attracts ovulating female sea lamprey Petromyzon marinus. Animal Behaviour. 70, (2005).
  21. Siefkes, M. J., Steeves, T. B., Sullivan, W. P., Twohey, M. B., Li, W. Sea lamprey control: past, present, and future. Great Lakes Fisheries Policy and Management. , Michigan State University Press. East Lansing, MI. 651-704 (2013).
  22. Li, K., et al. Three Novel Bile Alcohols of Mature Male Sea Lamprey (Petromyzon marinus) Act as Chemical Cues for Conspecifics. Journal of Chemical Ecology. 43 (6), 543-549 (2017).
  23. Hird, S. J., Lau, B. P. -Y., Schuhmacher, R., Krska, R. Liquid chromatography-mass spectrometry for the determination of chemical contaminants in food. TRAC Trends in Analytical Chemistry. 59, 59-72 (2014).
  24. Little, J. L., Williams, A. J., Pshenichnov, A., Tkachenko, V. Identification of "known unknowns" utilizing accurate mass data and ChemSpider. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 23 (1), 179-185 (2012).
  25. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nature Protocols. 2 (11), 2692(2007).
  26. Kaiser, B., Wright, A. Draft Bruker XRF Spectroscopy User Guide: Spectral Interpretation and Sources of Interference. , BRUKER. Madison, WI. (2008).
  27. Breitmaier, E., Sinnema, A. Structure Elucidation by NMR in Organic Chemistry: A Practical Guide. , Wiley. Chichester, New York, Brisbane, Toronto, Singapore. (1993).
  28. Seco, J. M., Quinoá, E., Riguera, R. The assignment of absolute configuration by NMR. Chemical Reviews. 104 (1), 17-118 (2004).
  29. Li, K., et al. Bile Salt-like Dienones Having a Novel Skeleton or a Rare Substitution Pattern Function as Chemical Cues in Adult Sea Lamprey. Organic Letters. , (2017).
  30. Li, K., Buchinger, T. J., Li, W. Discovery and characterization of natural products that act as pheromones in fish. Natural Product Reports. , In press (2018).
  31. Yambe, H., et al. L-Kynurenine, an amino acid identified as a sex pheromone in the urine of ovulated female masu salmon. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15370-15374 (2006).
  32. Rasmussen, L., Lee, T. D., Zhang, A., Roelofs, W. L., Daves, G. D. Jr Purification, identification, concentration and bioactivity of (Z)-7-dodecen-1-yl acetate: sex pheromone of the female Asian elephant, Elephas maximus. Chemical Senses. 22 (4), 417-437 (1997).
  33. Sorensen, P. W., et al. Mixture of new sulfated steroids functions as a migratory pheromone in the sea lamprey. Nature Chemical Biology. 1 (6), 324-328 (2005).
  34. Hoye, T. R., et al. Details of the structure determination of the sulfated steroids PSDS and PADS: New components of the sea lamprey (Petromyzon marinus) migratory pheromone. The Journal of organic chemistry. 72 (20), 7544-7550 (2007).
  35. Fine, J. M., Sorensen, P. W. Isolation and biological activity of the multi-component sea lamprey migratory pheromone. Journal of Chemical Ecology. 34 (10), 1259-1267 (2008).
  36. De Buchinger, T. J., Wang, H., Li, W., Johnson, N. S. Evidence for a receiver bias underlying female preference for a male mating pheromone in sea lamprey. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 280, (2013).
  37. De Bruyne, M., Baker, T. Odor detection in insects: volatile codes. Journal of Chemical Ecology. 34 (7), 882-897 (2008).
  38. Bradshaw, J., Baker, R., Lisk, J. Separate orientation and releaser components in a sex pheromone. Nature. 304 (5923), 265-267 (1983).
  39. Linn, C., Campbell, M., Roelofs, W. Pheromone components and active spaces: what do moths smell and where do they smell it. Science. 237 (4815), 650-652 (1987).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

Biochimicaproblema 137comunicazione chimicaecologia chimicaolfattoisolamento di piccola molecoladelucidazione della struttura chimicacromatografia liquidarisonanza magnetica nucleare NMRregistrazione elettro olfactogram EOGdue scelta labirintoCyclostomatagestione integrata dei parassitile specie invasive

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati