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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Il protocollo presentato può determinare la competenza vettoriale delle popolazioni di zanzare Aedes aegypti per un dato virus, come Zika, in un ambiente di contenimento.

Abstract

Le procedure presentate descrivono una metodologia generalizzata per infettare le zanzare Aedes aegypti con il virus Zika in condizioni di laboratorio per determinare il tasso di infezione, l'infezione disseminata e la potenziale trasmissione del virus nella popolazione di zanzare in questione. Queste procedure sono ampiamente utilizzate con varie modifiche nelle valutazioni delle competenze vettoriali a livello globale. Sono importanti nel determinare il ruolo potenziale che una data zanzara (cioè specie, popolazione, individuo) può svolgere nella trasmissione di un determinato agente.

Introduzione

La competenza vettoriale è definita come la capacità a livello di specie, popolazione e persino individuo, di un dato artropode come una zanzara, una zecca o una mosca di sabbia flebotomina, di acquisire e trasmettere un agente biologicamente con replicazione o sviluppo nell'artropode1,2. Per quanto riguarda le zanzare e i virus trasmessi dagli artropodi (cioè gli arbovirus), l'agente viene assorbito da un ospite viremico da una zanzara femmina. Dopo l'ingestione, il virus deve infettare in modo produttivo una di una piccola popolazione di cellule epiteliali dell'intestino medio3, superando vari ostacoli fisiologici come la degradazione proteolitica da parte degli enzimi digestivi, la presenza del microbiota (barriera di infezione dell'intestino medio, o MIB) e la matrice peritrofica secreta. L'infezione dell'epitelio midgut deve essere seguita dalla replicazione del virus e dall'eventuale fuga dal midgut nel sistema circolatorio aperto della zanzara, o emolinfa, che rappresenta l'insorgenza di un'infezione disseminata che supera la barriera di fuga del midgut (MEB). A questo punto il virus può stabilire infezioni dei tessuti secondari (ad esempio, nervi, muscoli e corpi adiposi) e continuare a replicarsi, sebbene tale replicazione secondaria possa non essere strettamente necessaria affinché il virus infetti le cellule acinari delle ghiandole salivari (superando la barriera di infezione della ghiandola salivare). L'uscita dalle cellule acinari della ghiandola salivare nelle loro cavità apicali e quindi il movimento nel dotto salivare consente l'inoculazione del virus in ospiti successivi al morso e completa il ciclo di trasmissione1,2,4,5,6,7.

Dato questo meccanismo di diffusione ben caratterizzato e generalmente conservato all'interno di un vettore di zanzara, le valutazioni delle competenze vettoriali di laboratorio sono spesso metodologicamente simili, sebbene esistano differenze nei protocolli1,2. Generalmente, dopo l'esposizione orale al virus, le zanzare vengono sezionate in modo che i singoli tessuti come l'intestino medio, le gambe, le ovaie o le ghiandole salivari possano essere analizzati per l'infezione virale, l'infezione disseminata, l'infezione disseminata / potenziale trasmissione transovarica e l'infezione disseminata / potenziale competenza di trasmissione, rispettivamente8. La semplice presenza di un virus nelle ghiandole salivari, tuttavia, non è una prova definitiva della capacità di trasmissione, data l'evidenza di una barriera di fuga/uscita della ghiandola salivare (SGEB) in alcune combinazioni vettore/virus1,2,4,5,7,9. Il metodo standard per dimostrare la competenza di trasmissione rimane la trasmissione delle zanzare a un animalesuscettibile10,11,12. Tuttavia, dato che per molti arbovirus ciò richiede l'uso di modelli murini immunocompromessi13,14,15,16,questo metodo è spesso proibitivo in termini di costi. Un'alternativa comunemente usata è la raccolta della saliva della zanzara, che può essere analizzata mediante reazione a catena trascrizione inversa-polimerasi (RT-PCR) o un test infettivo per dimostrare la presenza del genoma virale o di particelle infettive, rispettivamente. Vale la pena notare che tali metodi di raccolta della saliva in vitro possono sovrastimare12 o sottostimare17 la quantità di virus depositata durante l'alimentazione in vivo, indicando che tali dati devono essere interpretati con cautela. Tuttavia, il metodo in vitro è molto prezioso se analizzato dal punto di vista della semplice presenza di virus nella saliva, indicando il potenziale di trasmissione.

Esistono due approcci principali per determinare il ruolo dei vettori di zanzare nelle epidemie di malattie arbovirali. Il primo metodo prevede la sorveglianza sul campo, in cui le zanzare vengono raccolte nel contesto della trasmissione attiva18,19,20,21,22,23,24. Tuttavia, dato che i tassi di infezione sono in genere piuttosto bassi (ad esempio, il tasso di infezione stimato dello 0,061% delle zanzare nelle aree di circolazione attiva del virus Zika (ZIKV) negli Stati Uniti21), l'incriminazione di potenziali specie di vettori può essere fortemente distorta dalla metodologia di cattura25,26 e dalla casualità (ad esempio, campionando un individuo infetto su 1.600 non infetti)21 . Tenendo conto di ciò, un determinato studio potrebbe non acquisire zanzare sufficienti sia in numero grezzo che in diversità di specie per campionare accuratamente le zanzare coinvolte nella trasmissione. Al contrario, le analisi della competenza vettoriale vengono eseguite in un ambiente di laboratorio, consentendo un controllo rigoroso di parametri come la dose orale. Sebbene non pienamente in grado di rappresentare la vera complessità dell'infezione da zanzara e la capacità di trasmissione in un ambiente di campo, queste valutazioni di laboratorio rimangono potenti strumenti nel campo dell'arbovirologia.

Sulla base di varie analisi di competenza vettoriale con ZIKV in diverse specie di zanzare, popolazioni e metodi27,28,29,30,31,32,nonché di una recente revisione delle valutazioni della competenza vettoriale1,descriviamo qui molti dei protocolli associati a un tipico flusso di lavoro di competenza vettoriale. In questi esperimenti, tre popolazioni di Ae. aegypti provenienti dalle Americhe (la città di Salvador, Brasile; repubblica Dominicana; e la bassa valle del Rio Grande, TX, USA) sono state esposte a un singolo ceppo di ZIKV (Mex 1-7, GenBank Accession: KX247632.1) a 4, 5 o 6 log10 unità di focalizzazione (FFU) / mL dosi sotto forma di farine di sangue artificiali. Successivamente, sono stati analizzati per prove di infezione, infezione disseminata e competenza di trasmissione dopo vari periodi di incubazione estrinseca (2, 4, 7, 10 e 14 giorni) mediante dissezione e un test infettivo basato su colture cellulari. Sebbene l'attuale flusso di lavoro / protocolli sia ottimizzato per ZIKV, molti elementi sono direttamente traducibili in altri arbovirus trasmessi dalle zanzare nel contenimento degli artropodi e nei livelli di biosicurezza 2 e 3 (ACL / BSL2 o ACL / BSL3).

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Protocollo

Tutte le procedure eseguite in questi protocolli sono state eseguite nel pieno rispetto dei protocolli approvati dall'Institutional Biosafety Committee e dall'Institutional Animal Care and Use Committee della University of Texas Medical Branch di Galveston.

1. Amplifica ZIKV nelle celle Vero

  1. Coltiva cellule Vero (CCL-81 o VeroE6) nella modifica di Dulbecco del mezzo essenziale minimo (DMEM) di Eagle integrato con il 10% v / v siero bovino fetale inattivato dal calore (FBS) e l'1% (v / v) penicillina-streptomicina (100 U / mL e 100 μg / mL, rispettivamente) in un incubatore umidificato a 37 ° C con co5% con co 2 a una confluenza compresa tra 80-90% in un pallone di coltura tissutale di 150 cm2.
  2. In un armadio di biosicurezza (BSC), rimuovere il mezzo e smaltire in candeggina al 10% o in una diluizione di lavoro di doppio ammonio quaternario (Tabella dei materiali). Inoculare immediatamente il monostrato con 1 mL di stock virale, mirando a 0,1-1 particella virale infettiva per cellula. Agitare immediatamente il pallone in modo tale che l'inoculo entri in contatto con il monostrato nella sua interezza.
  3. Ricaricare il mezzo a un volume di 5 ml utilizzando DMEM integrato con FBS inattivato dal calore al 2% v / v e 1% (v / v) penicillina-streptomicina. Quindi spostare il pallone nell'incubatore umidificato a 37 °C con il 5% di CO2 per 60 minuti.
  4. Rimuovere il pallone dall'incubatrice e portarlo in un BSC. Aggiungere ulteriore mezzo a un volume totale di 15 ml utilizzando DMEM integrato con FBS inattivato dal calore al 2% v / v e 1% (v / v) penicillina-streptomicina. Spostare il matraccio in un incubatore umidificato a 37 °C con il 5% di CO2.
  5. Esaminare il pallone ogni giorno al microscopio a contrasto di fase per l'evidenza di effetti citopatici (CPE). Procedere alla raccolta virale (fase 1.7) quando solo circa il 40-50% delle cellule rimane nel monostrato, generalmente 3-5 giorni dopo la concentrazione a seconda del ceppo di ZIKV utilizzato.
  6. Aspirare il surnatante e metterlo in un flaconcino conico da 50 ml. Chiarire il surnatante dei detriti cellulari mediante centrifugazione (3.500 x g per 20 min).
    NOTA: se più palloni sono stati infettati in modo identico, i supernatanti di più palloni possono essere combinati in tubi conici da 50 ml.
  7. Rimuovere il surnatante dal tubo conico da 50 ml in uno fresco, facendo attenzione a non disturbare il pellet. Integrare il surnatante con FBS inattivato dal calore ad una concentrazione finale del 30% (v/v). Aliquotare questa miscela in singoli tubi con tappo a vite e congelare a -80 °C fino all'uso.

2. Preparazione di farine di sangue artificiali

  1. Il giorno in cui le zanzare devono essere esposte a farina di sangue infettiva, accendere la fonte di energia (Tabella dei materiali) in un impianto di contenimento degli artropodi in modo tale che le unità di alimentazione ( Tabella deimateriali) siano preriscaldate nel momento in cui le zanzare sono preparate per l'esposizione.
  2. Preparare farine di sangue artificiali utilizzando uno dei metodi descritti di seguito.
    1. Metodo 1: Combinare sangue umano appena raccolto (entro una settimana) citrato o eparinizzato acquistato commercialmente 1:1 v/v con brodo virale (preparato come descritto nel paragrafo 1).
      NOTA: Questo metodo è subordinato all'assenza di anticorpi contro la famiglia virus/virus presenti nel sangue.
    2. Se l'assenza di anticorpi non può essere confermata o se la fonte di sangue è nota per avere una precedente esposizione al flavivirus, lavare e imballare manualmente gli eritrociti.
      1. In un BSC, aggiungere 30 mL di sangue umano intero a un tubo conico da 50 mL e rabboccare fino a 50 mL con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS).
      2. Centrifuga a 3.500 x g per 20 min.
      3. Aspirare il surnatante versando delicatamente in una vaschetta contenente candeggina al 10% o diluizione di lavoro di doppio ammonio quaternario, facendo attenzione a non scartare il pellet di eritrociti.
      4. Aggiungere 10 ml di PBS e picchiettare delicatamente il fondo del tubo conico contro il fondo del BSC in modo tale che il pellet di eritrociti sia stato ricostituito. Portare il volume della sospensione fino a 50 ml con PBS. Mescolare per inversione delicata.
      5. Ripetere i passaggi 2.2.2.1−2.2.2.4 per un totale di 4−6x. Confermare che il surnatante è chiaro o solo leggermente rosa e non più opaco. Rimuovere tutto il surnatante usando una pipetta sierologica. Sospendere il pellet di eritrociti in 1−2 ml di PBS.
      6. Assemblare la farina di sangue: 350 μL di eritrociti confezionati, 100 μL di saccarosio al 10%, 200 μL di FBS inattivato dal calore, ATP ricombinante da 900 μM e 2 ml di stock virale opportunamente diluito utilizzando DMEM integrato con FBS inattivato dal calore al 2% v / v e 1% (v / v) penicillina-streptomicina.
  3. Sovrapporre un'unità serbatoio standard da 3 ml(Tabella dei materiali)con la pelle di un topo non infetto (altre opzioni includono film di paraffina, membrane collagenose o involucro di salsiccia).
  4. Posizionare il serbatoio coperto su asciugamani di carta bianca. Aggiungere ~ 2 mL di farina di sangue infettiva al serbatoio 1 mL alla volta. Ispezionare l'asciugamano sotto l'alimentatore per eventuali prove di perdite. Se sono presenti perdite, recuperare la farina di sangue dagli alimentatori e scartare le coperture. Sigillare gli alimentatori con tappi. Ancora una volta conferma che non sono presenti perdite.

3. Backtitration di farine di sangue/test della placca

  1. Utilizzando il volume rimanente della farina di sangue preparata, eseguire una serie di diluizioni seriali 10x (cioè 6 diluizioni, che vanno da diluito 10x a 1.000.000x) utilizzando DMEM integrato con FBS inattivato dal calore al 2% v / v e 1% (v / v) penicillina-streptomicina.
  2. Aliquota 100 μL delle diluizioni nei pozzetti di 24 o 12 piastre di pozzo dal più diluito al più concentrato.
  3. Incubare per 1 ora in un incubatore a 37 °C, 5% CO2.
  4. Alla fine del periodo di incubazione di 1 ora, riportare le piastre nel BSC e aggiungere 1 mL o 2 mL di sovrapposizione di metilcellulosa alle piastre a 24 pozzetti o 12 pozzetti, corrispondentemente.
  5. Riposizionare le piastre sovrapposte in un incubatore a 37 °C, 5% CO2 e incubare per 3-7 giorni (virus dipendente dal ceppo).
  6. Dopo l'incubazione, rimuovere le piastre dall'incubatore e portarle nel BSC. Scartare la sovrapposizione di metilcellulosa in una vaschetta contenente il 10% di candeggina o un doppio disinfettante al ammonio quaternario.
  7. Lavare ogni pozzetto 2 volte con PBS, scartando il lavaggio in una teglia contenente il 10% di candeggina o doppio ammonio quaternario.
  8. Aggiungere ~1 mL di metanolo:acetone (1:1 v:v) e lasciare che le celle si fissino sulla piastra per almeno 30 minuti nel BSC a temperatura ambiente (RT). Scartare il metanolo: acetone secondo la politica istituzionale sui rifiuti organici.
  9. Visualizza ZIKV utilizzando uno dei due metodi descritti di seguito.
    1. Dopo la rimozione del metanolo: acetone, colorare immediatamente con una soluzione di cristallo viola (0,25% p/v in metanolo al 30%) per 5 minuti. Risciacquare 2 volte nell'acqua del rubinetto e lasciare asciugare, quindi visualizzare direttamente ad occhio per prove di placche o distruzione del monostrato.
    2. In alternativa, eseguire il test di formazione del focus.
      1. Lasciare asciugare le piastre all'aria fino a quando non rimane alcun fissativo organico.
        NOTA: questo dovrebbe richiedere ~ 2-3 ore al di fuori del BSC, ma può essere accelerato dall'essiccazione all'aria in un BSC o in una cappa di fumi chimici.
      2. Lavare ogni pozzetto 3 volte per 15 minuti ciascuno in PBS non sterile (Mg2+ e Ca2+ libero) su un bilanciere a piastra orbitale. Rimuovere PBS e aggiungere 1 mL di soluzione di blocco (PBS + 3% FBS) a ciascun pozzo e roccia per 15 minuti a RT.
      3. Aggiungere 100 μL per pozzetto di anticorpo primario α-ZIKV o α-flavivirus (ad esempio, ibridoma del gruppo flavivirus D1-4G2-4-15 [4G2]) a una diluizione 1:2.000 in soluzione bloccante. Incubare con dondolo per un minimo di 4 ore (preferibilmente durante la notte, non superiore a 18 ore) a RT.
      4. Rimuovere l'anticorpo primario e lavare 3 volte per 15 minuti ciascuno con PBS (Mg2+ e Ca2+ libero) su un bilanciere a piastra orbitale.
      5. Aggiungere 100 μL per pozzetto dell'anticorpo secondario (capra α topo HRP-marcato) diluito 1:2.000 nel tampone bloccante. Incubare con dondolo per 1 ora a RT.
      6. Lavare 3 volte per 15 minuti ciascuno con PBS (Mg2+ e Ca2+ libero) su un bilanciere a piastra orbitale.
      7. Aliquota 100 μL di reagente per lo sviluppo del substrato (Tabella dei materiali) per pozzetto. Piastre di roccia a RT per 15 min.
      8. Arrestare la reazione allo sviluppo di focolai / placche rimuovendo il substrato e risciacquando le piastre 2 volte con acqua del rubinetto. Versare l'acqua del rubinetto e lasciare asciugare all'aria le piastre prima di quantificare.
      9. Contare i focolai virali per determinare il numero di FFU presenti nel campione dato.

4. Somministrazione di farine di sangue

  1. Usa le zanzare Ae. aegypti 2-4 giorni dopo l'eclosione. Ordinare le zanzare femmine in cartoni di cartone da 0,5 L con coperchi schermati e privarle di zucchero (generalmente 36-48 ore prima della farina di sangue infettiva). Fornire acqua ad libitum tramite batuffoli di cotone saturi d'acqua.
  2. Rimuovere i batuffoli di cotone saturi d'acqua al mattino in cui le zanzare saranno esposte alla farina di sangue infettiva.
  3. Collegare serbatoi contenenti farine di sangue artificiali ai cavi dell'unità di alimentazione all'interno di un vano portaoggetti di plastica trasparente.
  4. All'interno del vano portaoggetti, posizionare una scatola di cartone da 0,5 L con un coperchio schermato, contenente 50-100 zanzare Ae. aegypti affamate, sotto l'unità di alimentazione attaccata al serbatoio.
    NOTA: le zanzare opportunamente affamate si nutrono generalmente entro 20 minuti. L'alimentazione può essere prolungata secondo necessità per aumentare le dimensioni del campione nelle popolazioni più lente, anche se questo non dovrebbe estendersi oltre i 60 minuti, perché il titolo virale (ZIKV) può diminuire all'interno dell'alimentatore dopo ~ 60 minuti.
  5. Al termine dell'alimentazione, rimuovere il serbatoio e immergere nella candeggina al 10% appena fatta.
  6. Anestetizzare a freddo le zanzare mediante incubazione per 30 s a -20 °C o per 5 minuti in frigorifero.
  7. All'interno del vano portaoggetti, versare le zanzare in una capsula di Petri sul ghiaccio. Conta e ordina le femmine ingorgate dalle zanzare non impegnate. Smaltire le zanzare non innestate per immersione in un tubo conico da 50 ml riempito con etanolo al 70%. Mentre le zanzare sono ancora anestetizzate, versarle di nuovo nella scatola di cartone da 0,5 L e coprire rapidamente con lo schermo e il coperchio. Tagliare la rete dello schermo in eccesso dal cartone e fissare la rete con del nastro adesivo.
  8. Aggiungere un batuffolo di cotone saturo di saccarosio acquoso filtrato sterile al 10% sullo schermo di ciascuna scatola. Metti tutti i cartoni delle zanzare in un grande contenitore secondario di plastica con una spugna umida per mantenere l'umidità.
  9. Posizionare un contenitore secondario contenente cartoni di zanzare in un'incubatrice con una temperatura di 27 ± 1 °C (o a seconda dei casi per simulare le condizioni nella regione di interesse) con l'80% di ± il 10% di umidità relativa e un ciclo luce-buio 16:8). Mantenere le zanzare con accesso ad libitum al 10% di saccarosio fino al completamento degli esperimenti.

5. Acquisizione ed elaborazione del campione

  1. Nei giorni specificati dopo l'alimentazione, aspirare un numero predeterminato di zanzare dai cartoni appropriati utilizzando un aspiratore meccanico all'interno di un vano portaoggetti. Coprire il tubo di raccolta con un tondo di cotone dopo aver acquisito il numero richiesto di zanzare.
  2. Anestetizzare a freddo le zanzare mediante incubazione per 30 secondi a -20 °C o per 5 minuti a 4 °C.
  3. All'interno del vano portaoggetti, versare le zanzare in una capsula di Petri sul ghiaccio. Utilizzando due paia di pinze, rimuovere tutte e sei le zampe di ciascuna zanzara e posizionarle in un tubo microcentrifuga a fondo rotondo preetichettato da 2 mL contenente un cuscinetto a sfere in acciaio inossidabile sterilizzato (7/32 ") e 500 μL di mezzi di raccolta delle zanzare (MCM) composti da DMEM, 2% FBS, 1% penicillina-streptomicina e 2,5 μg / mL di amfotericina.
  4. Posizionare delicatamente la zanzara su una goccia di olio minerale per trattenerla, avendo cura di non permettere alcun contatto tra l'olio e la testa e la proboscide della zanzara.
  5. Inserire la proboscide della zanzara in una punta della pipetta da 10 μL riempita con 10 μL di FBS inattivato dal calore.
    NOTA: In alternativa, la pipetta può essere riempita con saccarosio, sangue o olio minerale. L'olio consente la visualizzazione diretta delle bolle di saliva tramite microscopia ottica.
  6. Lasciare salivare la zanzara per 30 minuti. Espellere la punta della micropipetta contenente FBS + saliva in un tubo di microcentrifuga contenente 100 μL di MCM, quindi posizionare la carcassa in un tubo microcentrifuga a fondo tondo da 2 mL separato contenente un cuscinetto a sfere in acciaio sterilizzato e 500 μL di MCM. Assicurarsi che i tubi utilizzati per i corpi, le gambe e la saliva siano etichettati in modo che sia chiaro che tutti e tre i campioni provengono dalla stessa zanzara.
  7. Mentre le zanzare stanno salivando, eseguire i passaggi 5.3-5.5 sulle zanzare rimanenti.
  8. Trasportare i tubi contenenti i corpi e le gambe a un dispositivo di omogeneizzazione del tessuto di fresatura di perline contenuto all'interno di un BSC. Triturare tutti i campioni del corpo e delle gambe a 26 Hz per 5 minuti per liberare particelle virali nel surnatante. Chiarire tutti i campioni mediante centrifugazione a 200 x g per 5 minuti a pellet detriti cellulari.
    NOTA: A questo punto, i campioni possono essere congelati a -80 °C o analizzati immediatamente.

6. Rilevazione di ZIKV mediante test infettivo

  1. In un BSC, preparare 24 piastre di coltura tissutale con cellule Vero(10 5 cellule per pozzetto) 24 ore prima dell'inizio del test infettivo. Etichettare ogni pozzetto con l'identità di una singola zanzara/campione.
  2. Se i campioni sono stati congelati a -80 °C, lasciare scongelare.
  3. Rimuovere il supporto dalle piastre cellulari Vero prima dell'inoculazione con campioni una piastra alla volta.
  4. Per i campioni contenenti corpi o zampe, aliquotare accuratamente 100 μL di surnatante chiarificato in ciascun pozzetto, facendo attenzione a non disturbare i detriti delle cellule di zanzara dal pellet.
    NOTA: i campioni di saliva possono essere diluiti 1:1 (v/v) con MCM prima dell'inoculazione sulle cellule per conservare i campioni per una successiva titolazione, se necessario.
  5. Spostare le piastre in un incubatore a 37 °C, 5% CO2 e incubare per 1 ora.
  6. Riportare le piastre al BSC e aggiungere ~ 1 mL di copertura di metilcellulosa a ciascun pozzetto. Riposizionare le piastre sovrapposte in un incubatore a 37 °C, 5% CO2 e incubare per 3-7 giorni (virus/ceppo-dipendente).
  7. Eseguire la fissazione e la visualizzazione come descritto nei passaggi 3.6-3.9.
  8. Per quanto riguarda il punteggio tramite un test di formazione del fuoco, quantificare i pozzetti positivi esaminando al microscopio ottico. Il rilevamento della colorazione intracitoplasmatica delle cellule in un pozzo indica la presenza di virus. I campioni vengono valutati esclusivamente come focus-positivi o -negativi.

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Risultati

Tre popolazioni di Ae. aegypti provenienti dalle Americhe (Salvador, Brasile; Repubblica Dominicana; e la Valle del Rio Grande, TX, USA) sono state esposte a un ceppo epidemico di ZIKV dalle Americhe (ZIKV Mex 1-7, Stato del Chiapas, Messico, 2015) su una gamma di titoli di farina di sangue (4, 5 e 6 log10 FFU / mL) presentati in una farina di sangue artificiale a base di eritrociti umani lavati. Nei giorni 2, 4, 7, 10 e 14 postnfection, sottoinsiemi di zanzare sono stati elaborati per determinare l'i...

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Discussione

I metodi qui descritti forniscono un flusso di lavoro generalizzato per condurre analisi delle competenze vettoriali. Come quadro generale, molte di queste metodologie sono conservate in tutta la letteratura. Tuttavia, c'è un notevole spazio per le modifiche (recensito in Azar e Weaver1). Virus (ad esempio, lignaggio virale, conservazione del virus di sfida, storia di passaggio virale), entomologia (ad esempio, colonizzazione di laboratorio di popolazioni di zanzare, immunità innata, microbioma ...

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Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Riconosciamo lo staff del World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses (WRCEVA): Dr. Robert Tesh, Hilda Guzman, Dr. Kenneth Plante, Dr. Jessica Plante, Dionna Scharton e Divya Mirchandani, per il loro instancabile lavoro nel curare e fornire molti dei ceppi virali utilizzati per gli esperimenti di competenza vettoriale nostri e di altri gruppi. Il lavoro presentato è stato finanziato dal McLaughlin Fellowship Fund (SRA) e dalle sovvenzioni NIH AI120942 e AI121452.

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Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
3mL Standard ReservoirR37P30Hemotek LtdInsectary Equipment
7/32" Stainless Steel 440 Grade C Balls4RJH9GraingerGrinding Media
Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/CaseA16-P4FisherScientificFixative
Adenosine 5'-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell cultureA6419-1GMilliporeSigmaReagent
Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15MAB10216MilliporeSigmaPrimary Antibody for focus forming assay
Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle5450-0011KPL/SeracareSecondary Antibody for focus forming assay
BleachNC0427256FisherScientificDecontamination
Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 5010-126-34FisherScientificCell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning07-200-740FisherScientificCell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning07-200-91FisherScientificCell culture consumable
Crystal VioletC0775-100GMilliporeSigmaStain
Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case05-402-7FisherScientificPlastic consumable
Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes14-959-70CFisherScientificPlastic consumable
Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes14-959-49AFisherScientificPlastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case13-675-20FisherScientificPlastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case13-675-15BFisherScientificPlastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case13-675-30FisherScientificPlastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case13-675-22FisherScientificPlastic consumable
Falcon Standard Tissue Culture Dishes08-772BFisherScientificPlastic consumable
Fetal Bovine Serum-Premium, 500mLS11150Atlanta BiologicalsCell culture reagent
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides12-550-A3FisherScientificImmobilization of Mosquitos
FU1 FeederFU1-0Hemotek LtdInsectary Equipment; feeding units
Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles140-040-182FisherScientificCell culture reagent
Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250μg/mL, 50mL/Bottle15-290-026Fisher ScientificCell culture reagent
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case15-140-163FisherScientificCell culture reagent
Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles25-200-114FisherScientificCell culture reagent
Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles11-965-118FisherScientificCell culture reagent
Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit7203706LampireBloodmeal preparation
InsectaVac Aspirator2809BBioquipInsectary Equipment
Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/CaseA412-4FisherScientificFixative
Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 °C), 250g/BottleM0512-250GMilliporeSigmaCell culture reagent
Micro-chem Plus Disinfectant DetergentC849T34Thomas ScientificDecontamination; working dilution of dual quaternary ammonium
Mineral Oil, BioReagent, for molecular biologyM5904-5X5MLMilliporeSigmaImmobilization of Mosquitos
O-ringsOR37-25Hemotek LtdInsectary Equipment
Plastic PlugsPP5-250Hemotek LtdInsectary Equipment
PS6 Power Unit (110-120V)PS6120Hemotek LtdInsectary Equipment; power source
Rubis Forceps, Offset blades, superfine points4525BioquipInsectary Equipment
Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case50-809-242FisherScientificPlastic consumable
Sucrose, BioUltra, for molecular biology84097-250GMilliporeSigmaReagent
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000μL Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case21-402-487FisherScientificPlastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case21-402-486FisherScientificPlastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case21-402-484FisherScientificPlastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case21-402-482FisherScientificPlastic consumable
TissueLyser II85300QIAGENHomogenization
TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL5510-0030SeracareDeveloping solution for focus forming assay
VeroCCL-81American Type Culture CollectionMammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6]CRL-1586American Type Culture CollectionMammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay

Riferimenti

  1. Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence: What Has Zika Virus Taught Us. Viruses. 11 (9), 867(2019).
  2. Souza-Neto, J. A., Powell, J. R., Bonizzoni, M. Aedes aegypti vector competence studies: A review. Infection, Genetics and Evolution. 67, 191-209 (2019).
  3. Smith, D. R., Adams, A. P., Kenney, J. L., Wang, E., Weaver, S. C. Venezuelan Equine Encephalitis Virus in the Mosquito Vector Aedes taeniorhynchus: Infection Initiated by a Small Number of Susceptible Epithelial Cells and a Population Bottleneck. Virology. 372 (1), 176-186 (2008).
  4. Forrester, N. L., Coffey, L. L., Weaver, S. C. Arboviral bottlenecks and challenges to maintaining diversity and fitness during mosquito transmission. Viruses. 6 (10), 3991-4004 (2014).
  5. Kramer, L. D., Ciota, A. T. Dissecting vectorial capacity for mosquito-borne viruses. Current Opinion in Virology. 15, 112-118 (2015).
  6. Kramer, L. D., Hardy, J. L., Presser, S. B., Houk, E. J. Dissemination Barriers for Western Equine Encephalomyelitis Virus in Culex tarsalis infected after Ingestion of Low Viral Doses. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 30 (1), 190-197 (1981).
  7. Lounibos, L. P., Kramer, L. D. Invasiveness of Aedes aegypti and Aedes albopictus and Vectorial Capacity for Chikungunya Virus. The Journal of Infectious Diseases. 214, suppl 5 453-458 (2016).
  8. Heitmann, A., et al. Forced Salivation as a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (138), e57980(2018).
  9. Beerntsen, B. T., James, A. A., Christensen, B. M. Genetics of Mosquito Vector Competence. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (1), 115-137 (2000).
  10. Guo, X. X., et al. Culex pipiens quinquefasciatus: a potential vector to transmit Zika virus. Emerging Microbes & Infections. 5 (9), 102(2016).
  11. Secundino, N. F. C., et al. Zika virus transmission to mouse ear by mosquito bite: a laboratory model that replicates the natural transmission process. Parasites & Vectors. 10 (1), 346(2017).
  12. Smith, D. R., et al. Venezuelan Equine Encephalitis Virus Transmission and Effect on Pathogenesis. Emerging Infectious Diseases. 12 (8), 1190-1196 (2006).
  13. Lazear, H. M., et al. A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis. Cell Host Microbe. 19 (5), 720-730 (2016).
  14. Morrison, T. E., Diamond, M. S. Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity. Journal of Virology. 91 (8), 9-17 (2017).
  15. Reynolds, E. S., Hart, C. E., Hermance, M. E., Brining, D. L., Thangamani, S. An Overview of Animal Models for Arthropod-Borne Viruses. Comparative Medicine. 67 (3), 232-241 (2017).
  16. Rossi, S. L., et al. Characterization of a Novel Murine Model to Study Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 94 (6), 1362-1369 (2016).
  17. Styer, L. M., et al. Mosquitoes inoculate high doses of West Nile virus as they probe and feed on live hosts. PLoS Pathogens. 3 (9), 1262-1270 (2007).
  18. Azar, S. R., Diaz-Gonzalez, E. E., Danis-Lonzano, R., Fernandez-Salas, I., Weaver, S. C. Naturally infected Aedes aegypti collected during a Zika virus outbreak have viral titres consistent with transmission. Emerging Microbes & Infections. 8 (1), 242-244 (2019).
  19. Dzul-Manzanilla, F., et al. Evidence of vertical transmission and co-circulation of chikungunya and dengue viruses in field populations of Aedes aegypti (L.) from Guerrero, Mexico. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 110 (2), 141-144 (2016).
  20. Grard, G., et al. Zika virus in Gabon (Central Africa) – 2007: a new threat from Aedes albopictus. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (2), 2681(2014).
  21. Grubaugh, N. D., et al. Genomic epidemiology reveals multiple introductions of Zika virus into the United States. Nature. 546 (7658), 401-405 (2017).
  22. Guerbois, M., et al. Outbreak of Zika Virus Infection, Chiapas State, Mexico, 2015, and First Confirmed Transmission by Aedes aegyti Mosquitoes in the America. The Journal of Infectious Diseases. 214 (9), 1349-1356 (2016).
  23. Lundstrom, J. O., et al. Sindbis virus polyarthritis outbreak signalled by virus prevalence in the mosquito vectors. PLoS Neglected Tropical Diseases. 13 (8), 0007702(2019).
  24. Miller, B. R., Monath, T. P., Tabachnik, W. J., Ezike, V. I. Epidemic yellow fever caused by an incompetent mosquito vector. Tropical Medicine and Parasitology. 40 (4), 396-399 (1989).
  25. Brown, H. E., et al. Effectiveness of Mosquito Traps in Measuring Species Abundance and Composition. Journal of Medical Entomology. 45 (3), 517-521 (2008).
  26. Gorsich, E. E., et al. A comparative assessment of adult mosquito trapping methods to estimate spatial patterns of abundance and community composition in southern Africa. Parasites & Vectors. 12 (1), 462(2019).
  27. Azar, S. R., et al. ZIKV Demonstrates Minimal Pathologic Effects and Mosquito Infectivity in Viremic Cynomolgus Macaques. Viruses. 10 (11), 661(2018).
  28. Azar, S. R., et al. Differential Vector Competency of Aedes albopictus Populations from the Americas for Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 97 (2), 330-339 (2017).
  29. Hanley, K. A., Azar, S. R., Campos, R. K., Vasilakis, N., Rossi, S. L. Support for the Transmission-Clearance Trade-Off Hypothesis from a Study of Zika Virus Delivered by Mosquito Bite to Mice. Viruses. 11 (11), 1072(2019).
  30. Hart, C. E., et al. Zika Virus Vector Competency of Mosquitoes, Gulf Coast, United States. Emerging Infectious Diseases. 23 (3), 559-560 (2017).
  31. Karna, A. K., et al. Colonized Sabethes cyaneus, a Sylvatic New World Mosquito Species, Shows a Low Vector Competence for Zika Virus Relative to Aedes aegypti. Viruses. 10 (8), 434(2018).
  32. Roundy, C. M., et al. Variation in Aedes aegypti Mosquito Competence for Zika Virus Transmission. Emerging Infectious Diseases. 23 (4), 625-632 (2017).
  33. Wilson, A. J., Harrup, L. E. Reproducibility and relevance in insect-arbovirus infection studies. Current Opinion in Insect Science. 28, 105-112 (2018).
  34. Hagan, R. W., et al. Dehydration prompts increased activity and blood feeding by mosquitoes. Scientific Reports. 8 (1), 6804(2018).
  35. Guo, X. X., et al. Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China. Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).
  36. Kuno, G. Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains. Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).
  37. Mayilsamy, M. Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition. Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).
  38. Althouse, B. M., et al. Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055(2016).
  39. Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health. Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).
  40. Vasilakis, N., et al. Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge. Virology. 358 (2), 402-412 (2007).

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