Consegna intramiocardica ritardata di cellule staminali dopo l'infortunio di ricottamento ischemia in un modello Murine

Riepilogo

Le cellule staminali sono continuamente studiate come potenziali trattamenti per gli individui con danni miocardiali, tuttavia, la loro diminuzione della vitalità e della ritenzione all'interno del tessuto ferito può influenzare la loro efficacia a lungo termine. In questo manoscritto descriviamo un metodo alternativo per la consegna di cellule staminali in un modello murino di lesione da reperfusione di ischemia.

Abstract

C'è un interesse significativo nell'uso di cellule staminali (SC) per il recupero della funzione cardiaca in individui con lesioni miocardici. Più comunemente, la terapia con cellule staminali cardiache viene studiata fornendo SC in concomitanza con l'induzione della lesione miocardica. Tuttavia, questo approccio presenta due limitazioni significative: il primo ambiente ischemico pro-infiammatorio ostile può influenzare la sopravvivenza delle SC trapiantate e non rappresenta lo scenario di infarto subacuto in cui probabilmente verranno utilizzate le SC. Qui descriviamo una serie in due parti di procedure chirurgiche per l'induzione della lesione ischemia-reperfusione e la consegna di cellule staminali mesenchymal (MSC). Questo metodo di somministrazione delle cellule staminali può consentire la maggiore vitalità e ritenzione intorno al tessuto danneggiato aggirando la risposta immunitaria iniziale. Un modello di lesione da reperfusione di ischemia è stato indotto nei topi accompagnato dalla consegna di cellule staminali mesenchimali (3,0 x^{10 5),}esprimendo stabilmente il gene reporter luccilice luciferasi sotto il promotore CMV espresso costitutivamente, intramiocardially 7 giorni dopo. Gli animali sono stati immaginati tramite ultrasuoni e imaging bioluminescente per la conferma della lesione e l'iniezione di cellule, rispettivamente. È importante sottolineare che non vi era alcun tasso di complicazione aggiunto quando si esegue questo approccio a due procedure per la consegna SC. Questo metodo di somministrazione delle cellule staminali, collettivamente con l'utilizzo di geni reporter all'avanguardia, può consentire lo studio in vivo della vitalità e della ritenzione delle SC trapiantate in una situazione di ischemia cronica comunemente osservata clinicamente, aggirando anche la risposta pro-infiammatoria iniziale. In sintesi, abbiamo stabilito un protocollo per la consegna ritardata di cellule staminali nel miocardio, che può essere utilizzato come potenziale nuovo approccio nel promuovere la rigenerazione del tessuto danneggiato.

Introduzione

La malattia cardiovascolare rimane la causa più comune di morbilità e mortalità in tutto il mondo. Gli eventi ischemici cardiaci sono risultati dannosi per la funzione complessiva del miocardio e delle cellule circostanti¹. Solo ̴0,45-1,0% dei cardiomiociti si rigenera ogni anno dopo che si verifica un danno miocardiale². Nonostante la crescente domanda e l'attenzione intrinseca allo sviluppo di trattamenti, le terapie che aiutano nella rigenerazione del tessuto ferito sono state difficili da stabilire e richiedono ancora^{un'ulteriore ottimizzazione 3,4,5}. Le terapie con cellule staminali sono state introdotte come percorso alternativo per ringiovanire il tessuto danneggiato dopo un evento ischemico; tuttavia, l'avanzamento di queste terapie è stato messo in discussione dalla limitata sopravvivenza e ritenzione delle cellule in un'area ferita⁶.

Il microambiente del cuore dopo un evento ischemico può essere caratterizzato come ipossico, pro-ossidante e pro-infiammatorio, presentando condizioni ostili per le cellule staminali terapeutiche ad adattarsi per la^{sopravvivenza 7,8}. Come una risposta immunitaria viene attivata a seguito di lesioni, linfociti ingenui, macrofagi, neutrofili e mastociti tentano di riparare il danno rimuovendo le cellule morenti e modulando il processo per il rimodellamento dei^{tessuti 9,10,11}. Entro i primi 3 giorni post-ischemia, l'infiammazione è al suo apice con il rilascio di citochine pro-infiammatorie con un alto numero di neutrofili e monociti nella zona^10,12. Dopo 7 giorni, gran parte dell'infiammazione si è placata e inizia la transizione alle cellule riparative, continuando fino al completamento della cascata di ristrutturazione, circa 14 giorni nei topi¹³. Il nostro metodo chirurgico è un potenziale approccio alternativo all'introduzione di farmaci biologici nel miocardio per bypassare la risposta immunitaria innata di picco dopo la lesione da reperfusione ischemia. Allo stesso tempo, permetterà lo studio di eventuali trattamenti in una condizione di ischemia subaute/cronica dove ci possono essere diverse variabili da considerare rispetto all'infarto miocardico acuto.

Protocollo

Gli esperimenti sono stati eseguiti su topi femmina C57BL/6, di età 10-12 settimane e 20-25 g di peso corporeo. Tutte le procedure sugli animali rispettavano gli standard indicati nella Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (Istituto di risorse animali di laboratorio, Accademia nazionale delle scienze, Bethesda, MD, USA) e sono state approvate dal Mayo Clinic College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Preparazione e intubazione

1. Autoclave tutti gli strumenti chirurgici prima dell'intervento chirurgico. Se più interventi chirurgici devono essere eseguiti in una sessione, pulire gli strumenti dopo ogni animale e ri-sterilizzare utilizzando uno sterilizzatore di perline caldo.
2. Anestesizzare i topi con 3,5-4% isoflurane a 1 L/min O₂ in una camera di induzione.
3. Somministrare Buprenorphine SR 1 mg/kg (analgesico) sottocutaneamente, pesare l'animale e inserire il peso nel ventilatore.
4. Rasare il lato sinistro del torace dallo sterno al livello della spalla e applicare la crema depilatoria per rimuovere la pelliccia in eccesso.
5. Per la procedura di reperfusione dell'ischemia mantenere la pressione end-eriratory positiva (PEEP) sul ventilatore a 2 cm H₂O. Per l'iniezione ritardata di cellule procedura cambiare il PEEP a 3 cmH₂O per prevenire il collasso polmonare.
6. Intubare l'animale utilizzando un tubo endotracheale 20 G, trasferire in un tampone di riscaldamento controllato per mantenere una temperatura corporea di 35-37 gradi centigradi.
7. Posizionare il mouse su un ventilatore in recumbency laterale con estremità craniale sulla sinistra e estremità caudal a destra.
8. Mantenere l'anestesia al 2-2,5% isoflurane a 1 L/min O₂ per il resto della procedura.
9. Scrub l'area chirurgica alternando tra povidone-iodio e tamponi di alcol tre volte e applicare unguento oftalmico a entrambi gli occhi.

2. Lesione da reperfusione ischemia

1. Utilizzando un #10 bisturi a lama di taglio fare un'incisione verticale 2,5 mm a destra del capezzolo più a sinistra nel campo di vista.
2. Utilizzando forbici tagliare attraverso gli strati muscolari superficiali fino a quando i muscoli intercostali e costole sono visibili.
3. Durante il sollevamento delle costole e del tessuto circostante, tagliare lo spazio intercostale tra la 4a e la 5a costola, quindi inserire il retrattore della palpebra nello spazio aperto.
4. Ritrarre il pericardio utilizzando le force curve, spostando il polmone verso l'alto e fuori dalla vista.
5. Visualizza l'arteria LAD e, utilizzando una sutura di nylon 9-0, passa attraverso il miocardio sotto l'arteria 2,5 mm distale aluricolo sinistro e lega un nodo quadrato sciolto.
6. Tagliare 1 cm di tubi in polietilene e posizionarlo all'interno del nodo sciolto.
7. Fissare la sutura intorno al tubo, confermare ischemia, quindi rilasciare dopo 35 min.
   NOTA: Confermare l'ischemia da palloro e aritmia ventricolare.
8. Dopo aver rilasciato la legatura e rimosso il tubo, attendere 5 min per confermare la reperfusione del miocardio.
9. Inserire un tubo di catetere I.V. 24 G nella cavità toracica uno spazio intercostale a destra dell'apertura.
10. Chiudere l'incisione intercostale con una sutura assorbibile 6-0 in un semplice motivo interrotto.
11. Chiudere lo strato muscolare con una sutura assorbente 6-0 in un modello di sutura continua.
12. Dopo aver chiuso lo strato muscolare superficiale, rimuovere il tubo toracico ritirando l'aria dalla cavità toracica utilizzando una siringa tubercorina da 1 mL.
13. Chiudere l'incisione cutanea con una sutura assorbente 6-0 in un modello di materasso orizzontale continuo
    NOTA: Per lo strato della pelle possono essere utilizzate suture di nylon e un modello di sutura discontinuo.
14. Somministrare 1,5 mL di sottocutanea salina calda e applicare unguento triplo antibiotico al sito di incisione per prevenire l'infezione.
15. Spegnere l'isoflurane e permettere all'animale di respirare attraverso il ventilatore al 100% O_{2 fino} a quando non può respirare continuamente senza aiuto.
16. Trasferire il topo in una gabbia senza biancheria da letto o in una gabbia con biancheria da letto coperta (asciugamano di carta o drappo) su un pad caldo con una temperatura di 35-37 gradi centigradi fino a completa recupero.

3. Consegna di cellule staminali mesenchimali del topo

NOTA: Il ceppo di topi utilizzato per la procedura è una linea inbred e sono considerati geneticamente identici. Le cellule staminali mesenchimali sono state ottenute da animali dello stesso ceppo e, per la progettazione del protocollo, l'immunosoppressione non è stata^{indotta 1}.

1. Completare i passaggi di preparazione e intubazione come fatto in precedenza per la prima procedura.
2. Rimuovere la sutura dallo strato cutaneo utilizzando forbici e forbici.
3. Con un #10 bisturi, fare un'incisione nella stessa posizione dell'intervento chirurgico precedente.
4. Continuare a usare il bisturi per tagliare il tessuto cicatriziale fino a quando la sutura dello strato muscolare non è visibile
5. Utilizzando le forbici e le forcepi rimuovere la sutura e tagliare lo strato muscolare aperto.
6. Visualizzare e rimuovere le suture tenendo insieme le costole e continuare a tagliare attraverso il muscolo intercostale dall'incisione precedente.
   NOTA: I polmoni possono aver aderito alla parete toracica, se ciò si verifica, utilizzare le force curve o smussate per separarle e rilasciarle con attenzione.
7. Posizionare il retrattile della palpebra nello spazio intercostale e individuare l'area della legatura precedente.
8. Caricare le cellule staminali mesenchymal (3.0 x 10⁵), sospese in 20 PBS, in una siringa insulina da 30 G, piegare leggermente l'ago secondo necessità per l'angolo corretto da iniettare.
   NOTA: Le cellule staminali mesenchymal (MSC) sono state isolate dal tessuto adiposo di topi C56BL/6 di 4-6 settimane. Le cellule di passaggio precoce (p3) sono state trasdottate con un vettore che esprime il gene della luccilice luciferasi sotto il promotore CMV per consentire il monitoraggio della vitalità cellulare in vivo. Il mouse MSC derivato da adipose è stato caratterizzato dalla citometria di flusso e le cellule sono state positive per CD44, CD29, CD90 e CD105 ma negative per il marcatore ematopoietico CD45¹⁴. Prima dell'iniezione, gli MSC sono stati colturati per almeno un passaggio per evitare la perdita di cellule dal processo di scongelamento.
9. Spostandosi nella direzione dall'apice verso la base del cuore inserire la siringa nella regione peri-infarta fino a quando l'apertura dell'ago è completamente all'interno del miocardio.
10. Una volta all'interno iniettare lentamente le cellule nel miocardio, attendere 3 s, quindi rimuovere l'ago.
11. Osservare il cuore da vicino per 3 minuti per essere sicuri di nessuna reazione anormale alle cellule come la fibrillazione ventricolare.
12. Inserire un tubo catetere da 24 G IV nella cavità toracica di uno spazio intercostale a destra dell'apertura.
13. Chiudere gli strati intercostale, muscolare e cutanea e rimuovere il tubo toracico nello stesso metodo della prima procedura.
14. Somministrare 1,5 mL di sottocutanea salina calda e applicare unguento triplo antibiotico al sito di incisione per prevenire l'infezione.
15. Spegnere l'isoflurane e lasciare che l'animale respiri attraverso il ventilatore al 100% O_{2 fino} a quando non è in grado di respirare continuamente senza aiuto.
16. Trasferire il topo in una gabbia senza biancheria da letto o in una gabbia con biancheria da letto coperta (asciugamano di carta o drappo) su un pad caldo con una temperatura di 35-37 gradi centigradi fino a completa recupero.

4. Assistenza post-operatoria secondo entrambe le procedure

1. Osservare l'animale continuamente fino a quando non viene stabilita la respirazione spontanea, la recumbency sternale e il movimento normale.
2. Continuare l'osservazione ogni 15-30 min per almeno 3 h il giorno dell'intervento chirurgico.
3. Controllare i topi per la dehiscenza della ferita o dolore anormale una volta al giorno per 5 giorni, quindi 2-3 volte alla settimana.
4. Se l'animale mostra segni di dolore (cioè schiena arcuata, movimento minimo, smorfie o pelliccia trasandata) dopo 72 h post-op, fornire una dose aggiuntiva dell'analgesico Buprenorphine SR.

Risultati

La lesione da reperfusione di ischemia è stata indotta nei topi il giorno 0, seguita da un ecocardiogramma post-operatorio ed elettrocardiogramma il giorno precedente l'impianto di cellule staminali. L'analisi degli ultrasuoni e degli elettrocardiogrammi ha confermato l'infarto e la diminuzione della funzione contrattile ventricolare(Figura 1A-D). Un ulteriore esame dei dati ha mostrato che la frazione di espulsione e l'accorciamento frazionario sono diminuiti nei topi che ...

Discussione

Oltre 85 milioni di persone in tutto il mondo sono affore di malattie^{cardiovascolari 3}. L'elevata prevalenza di questi eventi ischemici richiede un ulteriore sviluppo ed espansione di terapie alternative per promuovere la rigenerazione del tessuto danneggiato. I metodi tradizionali utilizzano la procedura di reperfusione dell'ischemia in un ambiente acuto con successiva somministrazione di terapie¹. Le reazioni infiammatorie sono al suo apice tra 3-4 giorni dopo un evento i...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% NaCl Irrigation, USP	Baxter	0338-0048-04
11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable	SAI Infusion Technologies	PSS-SD
24G 3/4" IV catheter tube	Jelco	4053
28G x 1/2" 1mL allergy syringe	BD	305500	Injection of analgesic
30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe	Ulticare	08222.0933.56	Injection of stem cells
6-0 S-29, 12" Vicryl suture	Ethicon	J556G	Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure
9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture	Ethicon	2829G	Ligation of the LAD artery
Absorbent underpad	Thermo Fischer Scientific	14-206-64	For underneath the animal
Alcohol prep pads, 2 ply, medium	Coviden	6818
Anti-fog face mask	Halyard	49235
Bonn Strabismus scissors, curved, blunt	Fine Science Tools	14085-09
Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml	ZooPharm Pharmacy		Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity).
Castroviejo needle holders, curved	Fine Science Tools	12061-01
Curity sterile gauze sponges	Coviden	397310
Delicate suture tying forceps, 45 angle bent	Fine Science Tools	11063-07
Electric Razor	Wahl		Fur removal
Isoflurane 100 ml	Cardinal Health	PI23238	Anesthetic
Lab coat
Monoject 1 mL hypodermic syringe	Coviden	8881501400
Moria iris forceps, curved, serrated (x2)	Fine Science Tools	11370-31
Moria speculum retractor	Fine Science Tools	17370-53
Mouse endotracheal intubation kit	Kent Scientific
Nair depilatory cream	Johnson & Johnson		Fur removal
Optixcare eye lube plus	Aventix		Sterile ocular lubricant
Physiosuite ventilator	Kent Scientific
PolyE Polyethylene tubing	Harvard Apparatus	72-0191	Temporary compression of LAD artery
Povidone-iodine swabs	PDI	S41125
Scalpel, 10-blade	Bard-Parker	371610
Sterile 3" cotton tipped applicators	Cardinal Health	C15055-003
Sterile 6" tapered cotton tip applicators	Puritan	25-826-5WC
Sterile gloves	Cardinal Health	N8830
Sterilization pouches	Medline	MPP100525GS
Surgery cap
Surgical Microscope	Leica	M125
Suture tying forceps, straight (x2)	Fine Science Tools	10825-10
Transpore surgical tape	3M	1527-1
Triple antibiotic ointment	G&W Laboratories	11-2683ILNC2	Topical application to prevent infection
Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved	Fine Science Tools	15004-08
Vetflo vaporizer	Kent Scientific