Un modello di roditore dell'operazione di Ross: impianto di innesto di arteria polmonare singenica in una posizione sistemica

Riepilogo

Dimostriamo come stabilire un modello murino di impianto della radice polmonare nell'aorta discendente per simulare la procedura di Ross. Questo modello consente la valutazione a medio/lungo termine del rimodellamento dell'autotrapianto polmonare in posizione sistemica, rappresentando la base dello sviluppo di strategie terapeutiche per favorirne l'adattamento.

Abstract

L'operazione di Ross per la malattia della valvola aortica ha riacquistato nuovo interesse grazie ai suoi eccezionali risultati a lungo termine. Tuttavia, quando impiegato come sostituto della radice indipendente, viene descritta la possibile dilatazione dell'autotrapianto polmonare e il successivo rigurgito aortico. Sono stati proposti diversi modelli animali. Tuttavia, questi sono solitamente limitati a modelli ex-vivo o esperimenti in vivo con modelli animali di grandi dimensioni relativamente costosi. In questo studio, abbiamo cercato di stabilire un modello di roditore di impianto di innesto di arteria polmonare (PAG) in una posizione sistemica. Sono stati inclusi un totale di 39 ratti Lewis adulti. Subito dopo l'eutanasia, la radice polmonare è stata raccolta da un animale donatore (n = 17). I ratti singenici riceventi (n=17) e sham-operated (n=5) sono stati sedati e ventilati. Nel gruppo ricevente, il PAG è stato impiantato con un'anastomosi end-to-end in posizione aortica addominale infra-renale. I ratti operati da Sham hanno subito solo transezione e re-anastomosi dell'aorta. Gli animali sono stati seguiti con studi ecografici seriali per due mesi e analisi istologiche post-mortem. Il diametro pagno mediano in posizione nativa era di 3,20 mm (IQR=3,18-3,23). Al follow-up, il diametro mediano del PAG era di 4,03 mm (IQR = 3,74-4,13) a 1 settimana, 4,07 mm (IQR = 3,80-4,28) a 1 mese e 4,27 mm (IQR = 3,90-4,35) a 2 mesi (p <0,01). La velocità sistolica di picco era di 220,07 mm/s (IQR=210,43-246,41) a 1 settimana, 430,88 mm/s (IQR=375,28-495,56) a 1 mese, e 373,68 mm/s (IQR=305,78-429,81) a 2 mesi (p=0,02) e non differiva dal gruppo a gestione fittizia alla fine dell'esperimento (p=0,5). L'analisi istologica non ha mostrato alcun segno di trombosi endoteliale. Questo studio ha dimostrato che i modelli di roditori possono consentire la valutazione dell'adattamento a lungo termine della radice polmonare a un sistema ad alta pressione. Un impianto pag singenico posizionato sistematicamente rappresenta una piattaforma semplice e fattibile per lo sviluppo e la valutazione di nuove tecniche chirurgiche e terapie farmacologiche per migliorare ulteriormente i risultati dell'operazione Ross.

Introduzione

La stenosi congenita della valvola aortica è un sottogruppo di cardiopatia congenita caratterizzata da un'ostruzione del tratto ventricolare sinistro in cui la lesione si trova a livello valvolare. La malformazione colpisce circa 0,04-0,38 per 1000 nati ^vivi1.

Le opzioni disponibili per la correzione sono molte, ognuna con i suoi vantaggi e svantaggi. Per i pazienti idonei a una correzione biventricolare2, l'approccio può essere finalizzato alla riparazione valvolare (valvulotomia percutanea o chirurgica) o alla sua ^{sostituzione3}. Quest'ultimo è preferito quando la valvola aortica è considerata irrecuperabile; tuttavia, le opzioni disponibili sono limitate per i pazienti pediatrici. Infatti, le valvole bioprotesiche non sono indicate per la sostituzione aortica nella popolazione giovane a causa della loro calcificazione ^precoce4. D'altra parte, la degenerazione nelle valvole meccaniche è considerevolmente più lenta, ma queste richiedono una terapia anticoagulante per tutta la ^vita5. Inoltre, la principale limitazione di queste protesi è rappresentata dalla mancanza di potenziale di crescita, che predispone i pazienti a ulteriori reinterventi.

Un'opzione terapeutica interessante nella popolazione pediatrica è il trasferimento dell'autotrapianto polmonare nella posizione aortica denominata "operazione di Ross". In questo caso, la valvola polmonare viene quindi sostituita con un omoinnesto (Figura 1)⁶. Questa procedura può rappresentare la migliore scelta chirurgica per i bambini perché l'autoinnesto polmonare preserva il suo potenziale di crescita e non comporta i rischi della terapia anticoagulante per tutta la vita. Inoltre, la procedura di Ross può essere di grande valore anche nei giovani adulti per evitare una valvola meccanica o biologica, avendo il potenziale per diventare la migliore soluzione chirurgica.

I risultati dopo la sostituzione della valvola aortica con autoinnesto polmonare sono eccellenti, con una sopravvivenza superiore al 98% e buoni risultati a lungo ^termine7. Studi di letteratura riportano il 93% e il 90% di libertà dalla sostituzione dell'omotrapianto polmonare rispettivamente a 4 e 12 ^anni8.

Il principale limite di questa procedura è la tendenza dell'autoinnesto a dilatarsi a lungo termine, specialmente se impiegato come sostituto della radice indipendente. Ciò può causare incompetenza valvolare che può richiedere un nuovo intervento. In effetti, lo studio di follow-up più lungo eseguito finora riporta l'assenza di reintervento per la sostituzione dell'autotrapianto dell'88% a 10 anni e del 75% a 20 ^anni9.

La possibilità di ricreare un'operazione di Ross in ambito sperimentale rappresenta un prerequisito fondamentale per indagare il meccanismo alla base dell'adattamento dell'autoinnesto polmonare alle pressioni sistemiche. Diversi modelli sono stati proposti in passato. Tuttavia, questi sono solitamente limitati a esperimenti ex-vivo o modelli animali in vivo con animali di grandi dimensioni relativamente costosi. In questo studio, abbiamo cercato di stabilire un modello di roditore di impianto di innesto di arteria polmonare (PAG) in posizione sistemica, come radice indipendente.

Protocollo

Tutte le procedure sono state approvate dal Comitato per la Cura degli Animali dell'Università di Padova (OPBA, numero di protocollo n° 55/2017) e autorizzate dal Ministero della Salute italiano (Autorizzazione n° 700/2018-PR), in conformità alla Direttiva dell'Unione Europea 2010/63/UE e alla Legge Italiana 26/2014 per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio.

1. Cura degli animali e modello sperimentale

1. Assicurarsi che tutti i ratti Lewis siano ottenuti da un'unica azienda (Tabella dei materiali). Mantenere i ratti in strutture convenzionali con libero accesso a cibo e acqua.
2. Assicurarsi che il peso dei ratti varia da 320-400 g per il gruppo ricevente e 200-250 g per il gruppo donatore.

2. Protocollo preoperatorio

NOTA: tutte le operazioni devono essere eseguite in condizioni pulite. Utilizzare ratti Lewis adulti maschi e femmine come riceventi e donatori per eseguire un trapianto singenico.

1. Eseguire un'iniezione intraperitoneale di tramadolo (5 mg / kg) 15 minuti prima dell'intervento chirurgico.
2. Somministrare una singola dose di Gentamicina intramuscolare (5 mg/kg) immediatamente prima dell'intervento chirurgico.
3. Per l'induzione dell'anestesia, fornire il 4% di sevoflurano in 1 L/min di ossigeno a una camera di poli(metilmetacrilato) dove è collocato l'animale. Per il mantenimento dell'anestesia, utilizzare il 2,0-2,5% di sevoflurano in 1 L / min di ossigeno durante la procedura.
4. Rasare l'animale lungo la linea mediana per 2 cm di larghezza dallo sterno a 1 cm sopra l'area genitale con un rasoio. Quindi, sterilizzare la pelle con una soluzione di iodio.
5. Per evitare che l'animale si bagni e per evitare la dispersione del calore durante l'intervento chirurgico, coprire l'animale con un film plastico trasparente.
6. Valutare il livello di anestesia prima di eseguire la procedura valutando l'assenza di risposta a uno stimolo nocivo.

3. Operazione del donatore

1. Preparazione animale e cuore:
   1. Posizionare l'animale anestetizzato su un vassoio di sughero con il lato caudale rivolto verso il chirurgo. Eseguire un'incisione xifo-pubica di circa 5-6 cm e ritrarre lateralmente i due lembi muscolocutanei.
   2. Somministrare un volume di 1 mL di soluzione salina a 4 °C contenente 500 UI di eparina attraverso la vena cava addominale.
   3. Dopo 1 minuto, tagliare il diaframma da sinistra a destra ed eseguire una toracotomia anteriore per esporre il cuore.
   4. Raffreddare il cuore pulsante gocciolando soluzione salina a 4 °C.
   5. Eseguire una pericardiectomia e una timectomia al fine di ottenere una visione completa dell'arco aortico. Rimuovere i tessuti adiposi rimanenti che circondano l'aorta.
   6. Tagliato ad arco, appena sopra l'origine dell'arteria innominata; tagliare anche quest'ultimo.
   7. Tagliare la vena cava toracica inferiore (IVC) e inserire una cannula da 22 G per infondere al cuore 20-25 ml di soluzione salina a 4 °C, esercitando una leggera pressione. Interrompere la perfusione quando il cuore smette di battere e il flusso dall'aorta diventa chiaro.
2. Espianto PAG:
   NOTA: Una raccolta accurata e una delicata manipolazione del PAG sono obbligatorie per ottenere un impianto ottimale nel ricevente. Non toccarlo direttamente con gli strumenti, usa invece tamponi di cotone.
   1. Eseguire uno studio ecografico per valutare il diametro del PA nella sua posizione nativa.
   2. Inserire un micro-pinza sotto la parete posteriore del vaso e tagliare quest'ultimo utilizzando una microforbice il più vicino possibile alla sua biforcazione per massimizzare la lunghezza del PAG.
   3. Tenere delicatamente il PA con la microforza ad anello e separarlo dal ventricolo destro con le forbici a micro-molla. Raccogli il PAG, incluso un po 'di muscolo ventricolare destro.
3. Preparazione PAG:
   1. Posizionare il PAG su una garza inumidita con soluzione salina fredda sul tavolo operatorio e ispezionare il recipiente al microscopio operatorio.
   2. Tagliare qualsiasi abbondante tessuto circostante, lasciando solo 1 mm di muscolo ventricolare. Impostare la lunghezza della nave a 5 mm.

4. Impianto di innesto di arteria polmonare (PAG)

1. Preparazione dell'animale ricevente:
   1. Posizionare l'animale anestetizzato su un vassoio di sughero con il lato caudale rivolto verso il chirurgo.
   2. Eseguire un'incisione longitudinale mediana e utilizzare due mini riavvolgitori per mantenere aperto l'addome.
   3. Estrarre l'intestino con due tamponi di cotone e coprirlo con una garza imbevuta di soluzione salina a 39 °C che consente la visualizzazione dell'area retroperitoneale con esposizione dell'aorta addominale infra-renale (AA).
      NOTA: Durante l'intervento chirurgico, è importante inumidire occasionalmente l'intestino utilizzando una siringa contenente soluzione salina a 39 °C per prevenire l'ipotermia, una condizione critica comune nei roditori.
   4. Rimuovere il peritoneo parietale posteriore tra le due arterie renali e la biforcazione iliaca usando due tamponi di cotone e rimuovere il tessuto adiposo intorno all'AA infrarenale. Lasciare solo una piccola porzione di grasso sopra l'AA, per facilitare la manipolazione sulla nave.
   5. Separare l'AA dall'IVC. Per eseguire questa procedura, in primo luogo, passare una pinza curva dietro la parete aortica posteriore e utilizzarla per aprire un passaggio tra AA e IVC. Quindi, utilizzare una sutura di seta 2-0 per creare un anello attorno all'AA, al fine di sollevare la nave e separare l'AA dall'IVC. Ligare qualsiasi arteria lombare derivante dall'AA infrarenale con sutura di seta 6/0 e dividerla.
   6. Ruotare l'animale di 90° in senso antiorario, posizionando la testa sul lato sinistro dell'operatore. L'AA ora giaceva orizzontalmente nel campo microscopico.
   7. Utilizzare due clip Yasargil per bloccare l'AA infrarenale e posizionarle a una distanza di 1,5 cm l'una dall'altra. Eseguite il transetto dell'AA nel punto medio tra le due clip.
   8. Irrigare le due estremità dei vasi con eparina (1 UI/mL) in soluzione salina per rimuovere eventuali coaguli. Rimuovere eventuali detriti avventiziali dalle navi.
2. Impianto PAG:
   1. Posizionare il PAG tra le due estremità, con l'estremità ventricolare verso la porzione cranica dell'animale.
   2. Utilizzare una sutura in polipropilene 10-0 per eseguire due punti singoli di riferimento che collegano il PG all'AA. Eseguire la procedura su entrambe le estremità del PAG posizionando la sutura sui lati opposti della circonferenza del vaso.
   3. Eseguire un'anastomosi end-to-end tra PAG e AA, iniziando con l'estremità distale. Utilizzare una delle due estremità della sutura di riferimento distale per l'anastomosi posteriore utilizzando una sequenza da destinatario a innesto out-in/in-out per eseguire una sutura in esecuzione di circa sei punti.
   4. Una volta che la sutura raggiunge il punto di riferimento prossimale, eseguire un doppio mezzo intoppo completato da un nodo quadrato usando la sutura e una delle due estremità della sutura del punto di riferimento prossimale. Applicare pinze per zanzare in gomma alle suture per fornire trazione.
   5. Eseguire la stessa anastomosi sulla parete anteriore. Eseguire l'intera procedura all'estremità prossimale del PAG. Prestare particolare attenzione quando si esegue l'anastomosi prossimale per evitare di includere qualsiasi foglietto illustrativo nella linea di sutura.
   6. Rilasciare prima la clip distale per lasciare che il PAG sia riempito di sangue retrogrado (flusso a bassa pressione) al fine di controllare l'anastomosi. Ripara qualsiasi perdita di sangue con una singola sutura. Una volta valutata l'anastomosi distale, eseguire la stessa procedura all'estremità prossimale.
3. Fasi finali dell'operazione sul destinatario:
   1. Valutare la pervietà del PAG e applicare due strisce di spugna di gelatina sulle linee di sutura su entrambi i lati del PAG (se necessario). Esercitare una leggera pressione per alcuni secondi con due tamponi di cotone per aiutare l'emostasi.
   2. Spostare l'intestino nella cavità addominale e chiudere le pareti con una sutura corrente in polipropilene 4/0.

5. Procedura operata da Sham

1. Eseguire una preparazione identica dell'animale come precedentemente illustrato per i ratti riceventi.
2. Tagliare l'AA infra-renale, a metà strada tra l'origine delle arterie renali e iliache.
3. Riapprossimare le due estremità dell'AA utilizzando un'anastomosi end-to-end, come descritto in precedenza. Rimuovere le due clip ed eseguire una procedura di emostasi accurata.
4. Riposizionare l'intestino e chiudere la parete addominale a strati, come per gli animali riceventi.

6. Assistenza postoperatoria e follow-up

1. Somministrare una soluzione salina calda (5 ml) nel tessuto sottocutaneo della schiena dell'animale per l'idratazione. Posizionare il topo sotto una lampada riscaldante e monitorarlo visivamente fino al risveglio, che di solito richiede fino a 5 minuti dopo l'arresto dell'anestesia. Collocare l'animale in una gabbia a una temperatura ambiente di 22-24 °C, con accesso immediato e illimitato al cibo e all'acqua.
2. Somministrare tramadolo intramuscolare (5 mg/kg) per l'analgesia postoperatoria due volte al giorno per le prime 48 ore dopo l'intervento chirurgico. Successivamente, monitorare lo stato di salute del ricevente e il peso corporeo ogni giorno, su base regolare.
3. Follow-up: Durante il follow-up, eseguire studi ecografici seriati a una settimana, un mese e due mesi per valutare la funzione PAG. Durante questi studi, misurare il diametro del vaso, la velocità sistolica di picco (PSV) e la velocità diastolica finale. Misurare questi parametri all'interno del PAG e a livello di AA prossimale e distale.
4. Eutanasizzare gli animali dopo due mesi di follow-up mediante applicazione di _CO2 per alcuni minuti, e poi espiantare il PAG, che sarà sottoposto ad analisi istopatologica.

Risultati

Un totale di 39 ratti Lewis adulti sono stati inclusi in questo studio: 17 animali sono stati utilizzati come donatori di PAG, 17 animali come riceventi e 5 come finti (gruppo di controllo) (Tabella 1). I ratti maschi erano 22 (56%) e le femmine 17 (44%); questi ultimi sono stati utilizzati solo nel gruppo dei donatori.

Nessun evento fatale si è verificato durante l'operazione con una sopravvivenza del 100%. Durante il follow-up, due animali del gruppo di trapianto hanno avut...

Discussione

La sostituzione della valvola aortica con la radice polmonare autologa (operazione di Ross) rappresenta un'opzione interessante per la riparazione della stenosi della valvola aortica congenita a causa del profilo favorevole e della potenziale crescita ^{dell'autoinnesto10}. Il principale limite a questa procedura è la potenziale dilatazione della neovalvola aortica, che predispone allo sviluppo di rigurgito a lungo termine. La possibilità di caratterizzare le modificazioni sull'arteria polmonare do...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride	Monico SpA	AIC 030805105	Two bottles of 100 mL. The cold one (4°C) for flushing the harvesting organ; the warm one (39°C) for moistening, and rehydration of the recipient
7.5% Povidone-Iodine	B Braun	AIC 032151211
Barraquer	Aesculap	FD 232R	Straight micro needle holder for the vascular anastomoses
Castroviejo needle holder	Not available	J 4065	To close the animal
Clip applying forceps	Rudolf Medical	RU 3994-05	For clip application
Cotton swabs	Johnson & Johnson Medical SpA	N/A	Supermarket product. Sterilized
Curved micro jeweller forceps	Rudolf Medical	RU 4240-06	Used to pass sutures underneath the vases.
Depilatory cream	RB healthcare	N/A	Supermarket product
Electrocautery machine	LED SpA	Surton 200
Fine scissors	Rudolf Medical	RU 2422-11	For opening the abdomen (recipient)
Fine-tip curved Vannas micro scissors	Aesculap	OC 497R	Only for preparing the pulmonary root, cut the lumbar vases and the 10/0 Prolene
Fluovac Isoflurane/Halotane Scavanger unit	Harvard Apparatus Ltd	K 017041	Complete of anesthesia machine, anesthesia tubing, induction chamber and scavenger unit with absorbable filter
Gentamycin	MSD Italia Srl	AIC 020891014	Antibiotic. Single dose, 5 mg/kg intramuscular, administered during surgery
Heparin	Pharmatex Italia Srl	AIC 034692044	500 IU into the recipient abdominal vena cava
I.V. Catheter	Smiths Medical Ltd	4036	20G
Insulin Syringe, 1 mL	Fisher Scientific	14-841-33	To inject heparin in the harvesting animal and to flush the sectioned aorta in the recipient
Jeweler bipolar forceps	GIMA SpA	30665	0.25 mm tip. For electrocautery of very small vases
Lewis rats (LEW/HanHsd)	Envigo RMS SRL, San Pietro al Natisone, Udine, Italy	86104M	Male or female, weighing 200-250 g (pulmonary root harvesting animals) and 320-400 g (recipients)
Micro-Mosquito	Rudolf Medical	RU 3121-10	In number of four, with tips covered with silicon tubing. To keep in traction the Prolene suture during anastomosis
Operating microscope	Leica Microsystems	M 400-E	Used with 6x, 10x and 16x in-procedure interchangeable magnifications
Perma-Hand silk 2-0	Johnson & Johnson Medical SpA	C026D	To lift the aorta
Petrolatum ophthalmic ointment	Dechra	NDC 17033-211-38
Prolene 10-0	Johnson & Johnson Medical SpA	W2790	Very fine non-absorbable suture, with a BV75-3 round bodied needle, for the vascular anastomoses
Retractors	Not any	N/A	Two home-made retractors
Ring tip micro forceps	Rudolf Medical	RU 4079-14	For delicate manipulation
Sevoflurane	AbbVie Srl	AIC 031841036	Mixed with oxygen, for inhalatory anesthesia
Spring type micro scissors	Rudolf Medical	RU 2380-14	Straight; 14 cm long
Standard aneurysm clips	Rudolf Medical	RU 3980-12	Two clips (7.5 mm; 180 g; 1.77 N) to close the aorta
Sterile gauze of non-woven fabric material	Luigi Salvadori SpA	26161V	7.5x7.5 cm, four layers
Straight Doyen scissors	Rudolf Medical	RU/1428-16	For use to the donor
Straight micro jeweller forceps	Rudolf Medical	RU 4240-04	10.5 cm long. Used throughout the anastomosis
Syringes	Artsana SpA	N/A	20 mL (for the harvesting animal) and 5 mL (for the recipient). For saline flushing and dipping
TiCron 4-0	Covidien	CV-331	For closing muscles and skin
Tissue forceps V. Mueller	McKesson	CH 6950-009	Used for skin and muscles
Tramadol	SALF SpA	AIC 044718029	Analgesic. Single dose, 5 mg/kg intramuscular
Virgin silk 8-0	Johnson & Johnson Medical SpA	W818	For arterial branch ligation