Imaging chimico bioortogonale del metabolismo cellulare regolato da amminoacidi aromatici

Riepilogo

Presentiamo un protocollo per visualizzare direttamente le attività metaboliche nelle cellule regolate da aminoacidi utilizzando la microscopia a diffusione Raman stimolata (DO-SRS) con ossido di deuterio (acqua pesante D₂O), che è integrata con la microscopia a fluorescenza di eccitazione a due fotoni (2PEF).

Abstract

Gli amminoacidi aromatici essenziali (AAA) sono elementi costitutivi per sintetizzare nuove biomasse nelle cellule e sostenere le normali funzioni biologiche. Ad esempio, un'abbondante fornitura di AAA è importante per le cellule tumorali per mantenere la loro rapida crescita e divisione. Con questo, c'è una crescente domanda di un approccio di imaging altamente specifico e non invasivo con una preparazione minima del campione per visualizzare direttamente come le cellule sfruttano gli AAA per il loro metabolismo in situ. Qui, sviluppiamo una piattaforma di imaging ottico che combina il sondaggio all'ossido di deuterio (D₂O) con lo scattering Raman stimolato (DO-SRS) e integra DO-SRS con fluorescenza di eccitazione a due fotoni (2PEF) in un singolo microscopio per visualizzare direttamente le attività metaboliche delle cellule HeLa sotto regolazione AAA. Collettivamente, la piattaforma DO-SRS fornisce un'elevata risoluzione spaziale e specificità di proteine e lipidi di nuova sintesi in singole unità cellulari HeLa. Inoltre, la modalità 2PEF può rilevare segnali di autofluorescenza di nicotinammide adenina dinucleotide (NADH) e flavina in modo label-free. Il sistema di imaging qui descritto è compatibile sia con modelli in vitro che in vivo , che è flessibile per vari esperimenti. Il flusso di lavoro generale di questo protocollo include la coltura cellulare, la preparazione dei terreni di coltura, la sincronizzazione cellulare, la fissazione cellulare e l'imaging dei campioni con le modalità DO-SRS e 2PEF.

Introduzione

Essendo aminoacidi aromatici essenziali (AAA), la fenilalanina (Phe) e il triptofano (Tryp) possono essere assorbiti dal corpo umano per sintetizzare nuove molecole per sostenere le normali funzioni biologiche¹. Phe è necessario per la sintesi di proteine, melanina e tirosina, mentre Tryp è necessario per la sintesi di melatonina, serotonina e niacina ^2,3. Tuttavia, il consumo eccessivo di questi AAA può sovraregolare il bersaglio nei mammiferi della via della rapamicina (mTOR), inibire la proteina chinasi attivata da AMP e interferire con il metabolismo mitocondriale, alterando collettivamente la biosintesi delle macromolecole e portando alla produzione di precursori maligni, come le specie reattive dell'ossigeno (ROS) nelle cellule sane ^4,5,6. La visualizzazione diretta delle dinamiche metaboliche alterate sotto l'eccesso di regolazione AAA è essenziale per comprendere il ruolo delle AAA nel promuovere lo sviluppo del cancro e la crescita delle cellule sane ^7,8,9.

Gli studi AAA tradizionali si basano sulla gascromatografia (GC)¹⁰. Altri metodi, come la risonanza magnetica (MRI), hanno risoluzioni spaziali limitate, rendendo difficile eseguire analisi cellulari e subcellulari di campioni biologici¹¹. Recentemente, il desorbimento/ionizzazione laser assistito da matrice (MALDI) è stato sviluppato per chiarire il ruolo degli AAA nelle sintesi lipidiche e proteiche nella proliferazione del cancro con biomarcatori non invasivi^12,13,14. Tuttavia, questa tecnica soffre ancora di profondità di imaging poco profonde, scarsa risoluzione spaziale e ampia preparazione del campione. A livello cellulare, gli isotopi stabili non tossici, come l'azoto-15 e il carbonio-13, possono essere tracciati con imaging multi-isotopico e spettrometria di massa di ioni secondari su scala nanometrica per comprendere la loro incorporazione in macromolecole. Tuttavia, questi metodi sono distruttivi per i campioni biologici viventi^15,16. La microscopia a forza atomica (AFM) è un'altra potente tecnica in grado di visualizzare la dinamica metabolica¹⁷. La lentezza della scansione durante l'imaging AFM, d'altra parte, può causare la distorsione dell'immagine del risultato dalla deriva termica.

Abbiamo sviluppato una modalità di imaging biortogonale non invasiva accoppiando la microscopia a diffusione Raman stimolata con ossido di deuterio (D₂O) (DO-SRS) e la microscopia a fluorescenza a due fotoni senza etichetta (2PEF). Questa modalità raggiunge un'elevata risoluzione spaziale e specificità chimica durante l'imaging di campioni biologici 18,19,20,21,22,23,24. Questo protocollo introduce le applicazioni di DO-SRS e 2PEF per esaminare le dinamiche metaboliche dei lipidi, delle proteine e dei cambiamenti del rapporto redox durante la progressione del cancro. Poiché D₂O è una forma isotopica stabile dell'acqua, le biomolecole cellulari possono essere marcate con deuterio (D) a causa della sua rapida compensazione con l'acqua corporea totale nelle cellule, formando legami carbonio-deuterio (C-D) attraverso lo scambio enzimatico²¹. I legami C-D in macromolecole di nuova sintesi, inclusi lipidi, proteine, DNA / RNA e carboidrati, possono essere rilevati nella regione silenziosa cellulare dello spettro Raman 20,21,22,25,26,27. Con due impulsi laser sincronizzati, i legami C-D di lipidi e proteine appena sintetizzati possono essere visualizzati su singole cellule tramite imaging iperspettrale (HSI) senza estrarli o etichettarli con agenti citotossici. Inoltre, la microscopia SRS ha la capacità di costruire modelli tridimensionali (3D) di regioni selezionate di interesse in campioni biologici catturando e combinando una serie di immagini in sezione trasversale^22,26. Con l'imaging iperspettrale e volumetrico 3D, DO-SRS può ottenere distribuzioni spaziali di macromolecole appena sintetizzate in singole cellule, insieme al tipo di organelli che facilitano il processo di promozione della crescita del cancro ai sensi della regola AAA²². Inoltre, utilizzando 2PEF, possiamo ottenere segnali di autofluorescenza di Flavina e nicotinammide adenina dinucleotide (NADH) ad alta risoluzione, profondità di penetrazione profonda e danni di basso livello in campioni biologici^21,23,24. I segnali di autofluorescenza di flavina e NADH sono stati utilizzati per caratterizzare l'omeostasi redox e la perossidazione lipidica nelle cellule tumorali^22,26. Pertanto, non solo l'accoppiamento di DO-SRS e 2PEF fornisce un'analisi subcellulare delle dinamiche metaboliche regolate da AAA nelle cellule tumorali con elevata distribuzione spaziale, informazioni sulla specificità chimica e preparazione minima del campione, ma il metodo riduce anche la necessità di estrarre o etichettare molecole endogene con reagenti tossici. In questo protocollo, presentiamo prima le procedure di D₂O e la preparazione di aminoacidi, nonché la coltura di cellule tumorali. Quindi, mostriamo i protocolli di imaging DO-SRS e imaging 2PEF. Infine, presentiamo i risultati rappresentativi dell'imaging SRS e 2PEF, che dimostrano i cambiamenti metabolici regolati da AAA di lipidi e proteine e i cambiamenti del rapporto redox nelle cellule tumorali. Un'illustrazione dettagliata del processo è evidenziata nella Figura 1.

Protocollo

1. Preparazione dei supporti

1. Preparare 10 mL di AAA di controllo e AAA in eccesso nel mezzo Eagle modificato (DMEM) di Dulbecco contenente il 50% di D₂O.
   1. Per i mezzi di controllo, misurare e miscelare 10 mg di polvere DMEM con 4,7 mL di acqua bidistillata (ddH₂O) in un tubo conico da 15 ml. La polvere DMEM contiene tutti gli aminoacidi a concentrazioni standard. Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata. Aggiungere 4,7 ml di D₂O, 0,5 ml di siero fetale bovino (5% FBS) e 0,1 ml di penicillina/streptomicina (1%). Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata.
   2. Per il mezzo di trattamento 15x Phe, misurare e mescolare 10 mg di polvere DMEM con 4,7 ml di ddH₂O, 0,5 mL di FBS (5%) e 0,1 mL di penicillina/streptomicina (1%) in un tubo conico da 15 ml. Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata. Aggiungere la polvere di Phe in eccesso ad una concentrazione di 924 mg / L al mezzo. Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata.
   3. Per il mezzo di trattamento 15x Tryp, misurare e mescolare 10 mg di DMEM in polvere con 4,7 mL di ddH₂O, 0,5 mL di FBS (5%) e 0,1 mL di penicillina/streptomicina (1%) in un tubo conico da 15 ml. Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata. Aggiungere la polvere di Tryp in eccesso ad una concentrazione di 224 mg / L al mezzo. Vortice completo e capovolgere il tubo per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata.
   4. Aggiungere metionina e treonina a 30,0 mg/ml e 95,0 mg/ml, rispettivamente, a tutti i tubi conici dei passaggi precedenti. Vortice completo e capovolgere il tubo. Non è necessario aggiungere piruvato di sodio ai terreni di coltura.
   5. Filtrare i mezzi di controllo e trattamento con un filtro a siringa da 25 mm con filtri a membrana in polietersulfone da 0,22 μm.
   6. Sigillare tutti i tubi conici contenuti nei fluidi con parafilm e conservare a 4 °C per un massimo di 3 settimane. Prima di trattare le cellule con i media, riscaldare tutti i mezzi a 37°C.
      NOTA: I reagenti in polvere e liquidi devono essere misurati e combinati in base al volume totale dei mezzi di trattamento e di controllo.

2. Preparazione del campione di cellule

1. Mantenere le cellule del cancro cervicale (HeLa) in un pallone di coltura (cioè T10, T25, ecc.) utilizzando DMEM standard integrato con 10% FBS e 1% penicillina / streptomicina a 37 ° C e 5% di anidride carbonica (CO_2).
2. Sub-coltura delle cellule HeLa con un rapporto di divisione di 1:10 fino a raggiungere l'80% o superiore di vitalità cellulare.
3. Una volta che le cellule raggiungono l'80% o superiore di confluenza, procedere a seminare 2 x 10 5 cellule per pozzetto su una piastra a 24 pozzetti utilizzando DMEM integrato con^0,5 % FBS e 1% penicillina / streptomicina.
   1. Prima della semina cellulare, preparare una piastra a 24 pozzetti con vetrine rotonde sterilizzate, poli-d-lisina, rivestite di laminina, di 12 mm di diametro. Immergere i vetrini di copertura in etanolo al 70% e asciugare delicatamente con salviette prive di lanugine. Posizionare i coprivetrini puliti negli appositi pozzetti della piastra.
   2. Una volta che le cellule raggiungono l'80% di confluenza nella fase 2.2, lavare le cellule una volta con 1x soluzione salina tamponata fosfato (PBS) senza ioni magnesio e calcio.
   3. Aggiungere tripsina allo 0,25% per dissociare le cellule aderenti dal matraccio e incubare a 37 °C e al 5% di CO₂ per 3 minuti.
   4. Aggiungere DMEM integrato con 10% FBS e 1% penicillina / streptomicina, pipettare delicatamente su e giù, e raccogliere le cellule mediante centrifugazione a 300 x g a temperatura ambiente (RT) per 3 minuti.
   5. Risospendere le cellule in DMEM integrato con 0,5% FBS e 1% penicillina / streptomicina.
   6. Contare le cellule usando un emocitometro, un microscopio ottico e un tripano blu e seminare una densità di 2 x 10⁵ cellule per pozzetto di una piastra a 24 pozzetti. In alternativa, è possibile utilizzare un contatore automatico delle celle per contare le celle.
   7. Riportare le cellule nell'incubatore a 37 °C e al 5% di CO₂ e agitare delicatamente la piastra per distribuire uniformemente le cellule.
4. Dopo 8 ore, sostituire i vecchi terreni di coltura con il 50%di D 2 O/eccesso di Phe o il 50% di D₂O/eccesso di terreno Tryp. Riportare le cellule nell'incubatore a 37 °C e 5% di CO₂ per 36 ore.
5. Dopo 36 ore, fissare le cellule su vetrini da microscopio.
   1. Prima del fissaggio, preparare vetrini da microscopio con distanziatori di imaging di 9 mm di diametro e posizionare 15 μL di 1x PBS integrato con ioni di calcio e magnesio.
   2. Risciacquare le cellule con 1x PBS integrato con ioni di calcio e magnesio.
   3. Aggiungere 0,5 ml di soluzione di paraformaldeide (PFA) priva di metanolo al 4% e lasciare la piastra sotto il cappuccio di biosicurezza per circa 15 minuti.
   4. Aspirare la soluzione di PFA e risciacquare con 1x PBS integrato con ioni di calcio e magnesio due volte.
   5. Aggiungere 1,5 ml di 1x PBS integrato con ioni di calcio e magnesio in ciascun pozzetto.
   6. Utilizzare pinzette sterili per afferrare delicatamente i coperchi da ciascun pozzetto. Capovolgere e posizionare il lato contenente la cella dei vetrini di copertura sui distanziatori di imaging per contattare il PBS preparato al punto 2.5.1. Assicurarsi che il lato non contenente celle sia esposto all'aria.
   7. Utilizzando uno smalto trasparente, sigillare lo strato esterno della vetrina con il distanziatore di imaging.
6. Conservare i vetrini del microscopio a 4 °C quando non si esegue l'imaging.

3. Misurazione spontanea della spettroscopia Raman (Figura 2)

1. Utilizzare un microscopio Raman confocale per ottenere spettri Raman spontanei (Figura 2A).
2. Accendere il laser ruotando la chiave in posizione ON .
3. Fare doppio clic sull'icona del software LabSpec6 per aprire il software di acquisizione.
4. Caricare il campione biologico sul supporto del campione direttamente sotto la lente dell'obiettivo.
5. Sul software, fare clic sull'icona Fotocamera per accendere la videocamera.
6. Regolare il piano di messa a fuoco per identificare una regione di interesse con l'obiettivo 50x. Spostare il joystick per controllare la traslazione della pialla dello stadio XY e ruotare il joystick per modificare la profondità di messa a fuoco.
7. Dopo aver scelto la posizione per la misurazione, passare all'obiettivo 100x con 40 mW di potenza di eccitazione. Fare clic sull'icona rossa Stop per spegnere la videocamera.
8. Selezionare una griglia di 1800 linee/mm e impostare l'intervallo di acquisizione da 400 cm-1 a 3.150 ^cm-1.
9. Impostare il tempo di acquisizione su 90 s, l'accumulo su 3 e il binning su 4 per il minimo rumore e lo spettro più accurato.
   NOTA: questi parametri di imaging possono essere ottimizzati per adattarsi all'esperimento.
10. Fare clic sull'icona della freccia per attivare la visualizzazione in tempo reale.
11. Regolate lo spostamento Raman (^cm-1) su un valore scelto per ottimizzare il piano di messa a fuoco.
    NOTA: In questo esperimento, il laser Raman è stato focalizzato sulle goccioline lipidiche, che contenevano un'alta concentrazione di legami CH₂ . Pertanto, è stato selezionato uno spostamento Raman di 2.850 ^cm-1 che corrispondeva alle modalità di allungamento del legame CH₂ .
12. Regolare il piano di messa a fuoco con il joystick per ottimizzare il miglior rapporto segnale-rumore.
13. Dopo aver scelto il piano di messa a fuoco, fare clic sull'icona rossa Stop per visualizzare in tempo reale.
14. Selezionare l'icona Cerchio per avviare l'acquisizione dello spettro.
15. Una volta presa la regione cellulare, utilizzare lo stesso piano di messa a fuoco per misurare lo sfondo con PBS. Sottrarre lo spettro di fondo da ogni spettro bersaglio subcellulare utilizzando un'applicazione software separata, come Origin (Figura 1B).

4. Esperimenti di imaging con 2PEF e SRS

NOTA: Descrizioni dettagliate dell'allineamento laser SRS sono disponibili in un rapporto precedente²⁸. Questo protocollo si concentra sul funzionamento di un sistema di imaging SRS e 2PEF multimodale (Figura 2C, D).

1. Fare clic su Start per riscaldare il laser.
2. Seguire l'ordine per impostare gli interruttori principali della centralina e del monitor su: 1) premere l'interruttore principale della scatola di controllo IX3-CBH su On, 2) premere l'interruttore principale del controller del pannello a sfioramento su On, 3) premere l'interruttore principale dell'adattatore CA dell'alimentatore per LD OBIS 6 Laser Remote collegato al combinatore laser principale FV31-SCOMB su One 4) premere l'interruttore principale dell'adattatore CA dell'alimentatore per LD OBIS 6 Laser Remote collegato al combinatore sub laser FV31-SCOMB su On.
3. Premere gli interruttori principali del rilevatore di fotodiodi Si e dell'amplificatore di blocco On.
4. Impostare il fascio di Stokes a 1.031 nm, la larghezza dell'impulso a 6 ps e la frequenza di ripetizione a 80 MHz.
5. Accoppiato al microscopio, impostare il sistema picoEmerald fornito con il fascio della pompa sincronizzato con una lunghezza d'onda sintonizzabile da 720-990 nm, una larghezza di impulso di 5-6 ps e una frequenza di ripetizione di 80 MHz. La potenza di eccitazione media sia della pompa che di Stokes è di 450 mW. Ottimizzare il potere di eccitazione per ridurre al minimo il fotodanneggiamento per il campione.
6. Utilizzare un condensatore dell'olio ad apertura numerica (NA) (cioè 1,4 NA) per raccogliere gli Stokes e i raggi della pompa in cui il campione è montato emettendo alcune gocce sul condensatore.
7. Montare il campione sull'olio e posizionare una grande goccia d'acqua sopra il vetrino del microscopio dove è fissato il campione. Questo è per l'obiettivo ad immersione in acqua.
8. Impostare l'amplificatore lock-in su 20 MHz. Elabora l'immagine ora utilizzando il modulo software super-risoluzione.
9. Selezionare 512 pixel x 512 pixel e 80 μs/pixel per il tempo di permanenza.
10. Una volta che la regione cellulare desiderata è messa a fuoco correttamente, acquisire l'immagine. Utilizzando il software di acquisizione del microscopio, salvare le immagini come file grafico Olympus .oir.
11. Acquisisci un'immagine di sfondo a 1.900 ^cm-1 e sottrarla da tutte le immagini cellulari.
12. Per eseguire l'imaging 2PEF, utilizzare lo stesso laser a picosecondi sintonizzabili e impostare l'autofluorescenza label-free di Flavina e NADH rispettivamente su 800 nm e 780 nm.
13. Utilizzare un cubo filtrante da 460 nm/515 nm per raccogliere l'emissione retrodiffusa di autofluorescenza di Flavina e NADH.
14. Regolare il tempo di permanenza su 8 μs/pixel e la dimensione dei pixel su 512 pixel x 512 pixel. Impostare il parametro di potenza dell'otturatore laser su 150 mW.
15. Per la ricostruzione di immagini 3D, sintonizzare la perdita Raman stimolata a 2.850 ^cm-1 (797 nm).
16. Una volta identificate le singole cellule desiderate, registrare il laser per eseguire la scansione dal piano di messa a fuoco superiore per rilevare gli strati superiore e inferiore di tali cellule.
    NOTA: i modelli 3D vengono generati e salvati come file .oir.

5. Spettri e analisi delle immagini

1. Analisi spettrale
   1. Utilizza il software Origin o altre applicazioni pertinenti per sottrarre lo spettro di fondo da tutti gli spettri target subcellulari.
   2. Utilizza le operazioni di modellazione matematica di MATLAB per elaborare gli spettri Raman con le funzioni integrate nel software. Python può anche essere usato per l'elaborazione degli spettri.
      1. La pre-elaborazione spettrale inizia con la conversione dei file in una matrice. Gli spettri sono interpolati ad ogni centimetro reciproco.
      2. Per la convalida, rappresentare graficamente i dati non elaborati. Esegui la correzione della linea di base sugli spettri grezzi usando la funzione integrata msbackadj in MATLAB. In breve, la funzione incorporata stima i punti della linea di base ai valori dell'unità di separazione identificati dagli utenti e restituisce la distanza tra le finestre adiacenti. Dai punti della linea di base, stimare e tracciare una linea di regressione. Applicate Arrotondamento (Smoothing) per smussare la linea di regressione e sottrarre la linea di base da ogni singolo spettro grezzo.
      3. Eseguire la normalizzazione min-max dividendo l'intensità Raman della proteina a 2.930 ^cm-1 per l'intensità di ogni spostamento Raman. Il segnale di 2.930 ^cm-1 è tipicamente la più alta intensità sullo spettro Raman. Con questa normalizzazione, il valore massimo viene trasformato in un 1 mentre il valore minimo viene trasformato in uno 0. Ogni altro valore viene trasformato in un decimale compreso tra 0 e 1.
      4. Calcola la media dei singoli spettri della stessa condizione in un singolo spettro per ridurre il rumore.
   3. Una volta elaborato, utilizza applicazioni, come Origin, per visualizzare tutti gli spettri contemporaneamente. I picchi visualizzati negli spettri rappresentano uno specifico legame chimico o gruppo funzionale.
2. Analisi 3D delle goccioline lipidiche
   1. Utilizzare il software FIJI-ImageJ per elaborare tutte le immagini 3D
   2. Eseguire le funzioni Bandpass Filters e Smoothing per gli stack di immagini 3D.
   3. Per l'analisi delle immagini 3D, assegnare ogni goccia lipidica a un punteggio sferico calcolato misurando la distanza tra il suo centro di massa e la superficie. Confronta ogni partitura sferica con una partitura sferica di una sfera perfetta sullo stesso piano euclideo. Scartare le goccioline lipidiche con bassi punteggi sferici e valutare le goccioline lipidiche rimanenti per il loro volume e conteggio.
   4. Analizzare il volume e la conta delle goccioline lipidiche tra diversi trattamenti per la significatività statistica su un'applicazione software statistica appropriata. Qui è stato utilizzato GraphPad Prism.
3. Analisi di immagini iperspettrali 2D
   1. Utilizzare il software FIJI-ImageJ per elaborare tutte le immagini iperspettrali 2D.
   2. Selezionare il canale 2.930 ^cm-1 per creare un'immagine maschera contenente valori 0 e 1. Assegna lo sfondo a 0 e la regione cellulare a 1.
   3. Sottrarre il canale proteico marcato con deuterio (2.175 cm-1) al canale di fondo (1.900 ^cm-1) per rimuovere gli effetti fluorescenti.
   4. Dividere il canale proteico marcato con deuterio risultante per il canale proteico (2.930 ^cm-1) per ottenere immagini del rapporto del tasso di turnover proteico.
   5. Quindi, moltiplicare l'immagine della maschera creata nel passaggio 5.3.2 per le immagini raziometriche per rimuovere eventuali rumori di fondo rimanenti. Di conseguenza, viene generato uno sfondo scuro in ogni immagine raziometrica.
   6. Utilizzate lo strumento Selezione a mano libera in FIJI-ImageJ per segmentare e calcolare manualmente le intensità dei pixel visualizzate su singole celle. Le intensità dei pixel corrispondono alle concentrazioni del legame chimico visualizzato.
   7. Analizzare le intensità dei pixel per la significatività statistica su un'applicazione software statistica appropriata. Qui è stato utilizzato GraphPad Prism. Ripetete questa analisi con l'analisi raziometrica rimanente.

Risultati

L'aggiunta di AAA in eccesso a concentrazioni 15x al terreno di coltura cellulare contenente D₂O al 50% ha prodotto bande Raman C-D distinte di lipidi e proteine di nuova sintesi nelle cellule HeLa (Figura 2B). Esperimenti precedenti sono stati eseguiti con diversi livelli di concentrazione, come 2x e 5x, e sebbene i dati non siano presentati, la concentrazione 15x ha prodotto le bande Raman C-D più distinte di lipidi e proteine appena sintetizzati. In particolare, studiando le g...

Discussione

L'imaging DO-SRS e 2PEF è stato applicato per studiare la dinamica metabolica in vari modelli ex vivo, tra cui Drosophila e tessuti umani 21,22,23,24,26,27,33. La modalità di imaging utilizzata in questo studio integra la microscopia DO-SRS e 2PEF, che può superare altri metodi d...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
10 mL Serological Pipettes	Avantor (by VWR)	75816-100	https://us.vwr.com/store/product?keyword=75816-100
15 mL Conical Centrifuge Tube	VWR	89039-664	https://mms.mckesson.com/product/1001859/VWR-International-89039-664
16% Formaldehyde, Methanol-free	ThermoFisher Scientific	28906	https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/28906
24-well plate	Fisherbrand	FB0112929	https://www.fishersci.com/shop/products/24-well-tc-multidish-100-cs/FB012929#?keyword=FB012929
25 mm Syringe Filter, 2 μm PES	Foxx Life Sciences	381-2216-OEM	https://www.foxxlifesciences.com/collections/pes-syringe-filters/products/381-2216-oem?variant=16274336003
460 nm Filter Cube	Olympus		OCT-ET460/50M32
AC Adapters of the Power Supply for LD OBIS 6 Laser Remote	Olympus		Supply power to the laser
Band-pass Filter	KR Electronics	KR2724	8 MHz
BNC 50 Ohm Terminator	Mini Circuits	STRM-50
BNC Cable	Thorlabs	2249-C	Coaxial Cable, BNC Male/Male
Broadband Dielectric Mirror	Thorlabs	BB1-E03	750 - 1100 nm
Centrifuge
Condenser	Olympus
Cover Glass	Corning	2850-25	https://ecatalog.corning.com/life-sciences/b2b/NL/en/Glassware/Cover-Glass/Corning%C2%AE-Square-%231%C2%BD-Cover-Glass/p/2850-25
DC power supply	TopWard	6302D
Dichroic Mount	Thorlabs	KM100CL
Dimethyl Sulfoxide Cell Culture Reagent	mpbio	196055	https://www.mpbio.com/0219605525-dimethyl-sulfoxide-cf
Dulbecco's Modified Eagle’s Medium without Methionine, Threonine, and Sodium Pyruvate	MilliporeSigma	38210000	https://www.usbio.net/media/D9800-22/dulbeccorsquos-mem-dmem-wsodium-bicarbonate-wo-methionine-threonine-sodium-pyruvate-powder With Sodium Bicarbonate and without Methionine, Threonine, and Sodium Pyruvate
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium	Corning	MT10027CV	https://www.fishersci.com/shop/products/dmem-dulbecco-s-modified-eagle-s-medium-4/MT10027CV#:~:text=Dulbecco's%20Modified%20Eagle's%20Medium%20
FIJI ImageJ	ImageJ	Version 1.53t 24 August 2022	https://imagej.net/software/fiji/downloads
Heavy Water (Deuterium Oxide)	Cambridge Isotope Laboratories, Inc.	7732-18-5	https://shop.isotope.com/productdetails.aspx?itemno=DLM-4-1L
Hela Cells	ATCC	CCL-2	https://www.atcc.org/products/ccl-2
Hemocymeter	MilliporeSigma	Z359629-1EA	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/z359629?gclid=Cj0KCQiA37KbBhDgARIsAI zce15A5FIy0WS7I6ec2KVk QPXVMEqlAnYis_bKB6P6lr SIZ-wAXOyAELIaAhhEEAL w_wcB&gclsrc=aw.ds
High O.D. Bandpass Filter	Chroma Technology	ET890/220m	Filter the Stokes beam and transmit the pump beam
HyClone Fetal Bovine Serum (FBS)	Cytiva	SH300880340	https://www.fishersci.com/shop/products/hyclone-fetal-bovine-serum-u-s-standard-4/SH300880340
HyClone Trypsin 0.25% (1x) Solution	Cytiva	SH30042.02	https://www.cytivalifesciences.com/en/us/shop/cell-culture-and-fermentation/reagents-and-supplements/cell-disassociation-reagents/hyclone-trypsin-protease-p-00445
Integrated SRS Laser System	Applied Physics & Electronics, Inc.	picoEMERALD	picoEMERALD provides an output pulse at 1031 nm with 6-ps pulse width and 80-MHz repetition rate, which serves as the Stokes beam.  The frequency doubled beam at 532 nm is used to synchronously seed a picosecond optical parametric oscillator (OPO) to produce a mode-locked pulse train with five~6 ps pulse width (the idler beam of the OPO is blocked with an,interferometric filter). The output wavelength of the OPO is tunable from 720–950 nm, which serves as the pump beam. The intensity of the 1031 nm Stokes beam is modulated sinusoidally by a built-in EOM at 8 MHz with a modulation depth of more than 90%. The pump beam is spatially overlapped with the Stokes beam by using a dichroic mirror inside picoEMERALD. The temporal overlap between pump and Stokes pulses are achieved with a built-in delay stage and optimized by the SRS signal of pure D2O at the microscope.
Inverted Laser-scanning Microscope	Olympus	FV1200MPE
IX3-CBH Control box	Olympus		Control the laser-scanning microscope
Kinematic Mirror Mount	Thorlabs	POLARIS-K1-2AH	2 Low-Profile Hex Adjusters
L-Phenalynine	Sigma	P5482-25G	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p5482
L-Tryptophan	Sigma	T8941-25G	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8941
LabSpec 6	Horiba XploRA	N/A	https://www.horiba.com/gbr/scientific/products/detail/action/show/Product/labspec-6-spectroscopy-suite-software-1843/
Lock-In Amplifier	Zurich Instruments	N/A	https://www.zhinst.com/americas/en/products/shfli-lock-in-amplifier
Long-pass Dichroic Beam Splitter	Semrock	Di02-R980-25x36	980 nm laser BrightLine single-edge laser-flat dichroic beamsplitter
MATLAB	MathWorks	Version: R2022b	https://www.mathworks.com/products/new_products/latest_features.html
Microscope Slides	Fisherbrand	12-550-003	https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-selectfrost-microscope-slides-9/12550003#?keyword=12-550-003
Microscopy Imaging Software	Olympus	FluoView
MPLN 100x, Olympus	Olympus	MPLAPON	https://www.olympus-ims.com/en/microscope/mplapon/#!cms[focus]=cmsContent11364
MPLN 50x, Olympus	Olympus	MPLAPON	https://www.olympus-ims.com/en/microscope/mplapon/#!cms[focus]=cmsContent11363
NA Oil Condenser	Olympus	6-U130	https://www.hitechinstruments.com/Product-Details/olympus-achromatic-aplanatic-high-na-condneser
Nail Polish	Wet n Wild	B01EO2G5O4	https://www.amazon.com/dp/B01EO2G5O4/ref=cm_sw_r_api_i_E609VVDWW HHQP38FXXDC_0
Origin	OriginLab	Origin 2022b (9.95)	https://www.originlab.com/index.aspx?go=PRODUCTS/Origin
Parafilm	Fisher Scientific	S37440	https://www.fishersci.com/shop/products/parafilm-m-wrapping-film-3/p-2379782
PBS 1x (Dulbecco's Phosphate Buffered Saline)	Thermofischer - Gibco	14040117	https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/14040117?SID=srch-hj-14040117
Penicillin/Streptomycin	Thermofischer - Gibco	15140122	https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/15140122
Periscope Assembly	Thorlabs	RS99	Includes the top and bottom units, Ø1" post, and clamping fork.
picoEmerald System	A.P.E	N/A	https://www.ape-berlin.de/en/cars-srs/
Shielded Box with BNC Connectors	Pomona Electronics	2902	Aluminum Box with Cover, BNC Female/Female
Si Photodiode Detector	Home Built	N/A	DYI series
Silicon Wafer
Spacers	Grace Bio-Labs	654008	https://gracebio.com/product/secureseal-imaging-spacers-654008/
Spontaneous Raman spectroscopy	Horiba XploRA	N/A	https://www.horiba.com/int/products/detail/action/show/Product/xploratm-plus-1528/
Stimulated Raman Scattering Microscopy	Home Built	N/A
Touch  Panel Controller	Olympus		Control the X-Y direction of the laser-scanning microscope
Trypan Blue 0.4% (0.85% NaCl)	Lonza	17-942E	https://bioscience.lonza.com/lonza_bs/US/en/Culture-Media-and-Reagents/p/000000000000181876/Trypan-Blue%2C-0-4%25-Solution"
Tweezers	Kaverme - Amazon	B07RNVXXV1	https://www.amazon.com/Precision-Anti-Static-Electronics-Laboratory-Jewelry-Making/dp/B07RNVXXV1"
Two Photon Excitation Fluorescence Microscopy	Home Built	N/A
Weighing Paper	VWR	12578-165	https://us.vwr.com/store/product/4597617/vwr-weighing-paper
Zurich LabOneQ Software	Zurich Instruments		Control the Zurich lock-in amplifier