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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Le mappe quantitative 3D dell'ossigeno dei tumori murini sono state visualizzate in modo non invasivo utilizzando la risonanza paramagnetica dell'elettrone a impulsi. L'ecografia B-mode e il Power Doppler sono stati utilizzati per l'anatomia e la struttura vascolare. Le immagini di entrambe le modalità sono state sovrapposte consentendo l'analisi multiparametrica del tumore.

Abstract

La misurazione precisa e in tempo reale della pressione parziale dell'ossigeno (pO2) fornisce informazioni preziose in molte patologie, tra cui il cancro. Una bassa pO2 tumorale (cioè ipossia) è collegata all'aggressività del tumore e alla scarsa risposta alla terapia. La quantificazione della pO2 tumorale consente di valutare l'efficacia del trattamento. La risonanza paramagnetica elettronica (EPRI), in particolare l'EPRI a impulsi, è emersa come un metodo tridimensionale avanzato (3D) per valutare l'ossigenazione dei tessuti in vivo. Questa innovazione è stata resa possibile dagli sviluppi tecnologici nell'EPR (Risonanza Paramagnetica Elettronica) e dall'applicazione delle sonde di spin ossimetriche solubili in acqua della famiglia dei triarili, che offrono dati di ossigenazione rapidi e sensibili. Il tempo di rilassamento della sonda di spin (T1 e/o T2) fornisce informazioni accurate su pO2 in voxel selezionati.

I tumori LN229 del glioblastoma umano sono stati coltivati nel cuscinetto interscapolare di topi nudi BALB/c. L'imaging ecografico (US) è stato utilizzato come riferimento per le informazioni anatomiche del tumore. Per visualizzare il pO2 del tessuto, gli animali sono stati posizionati in una posizione fissa nel letto dell'animale con fiduciali, consentendo la registrazione tra le modalità di imaging. Dopo la somministrazione dell'agente di contrasto OX071, è stata eseguita l'EPRI, seguita dalla modalità B statunitense. A causa della bassa tossicità della sonda a rotazione, la procedura può essere ripetuta durante la crescita o il trattamento del tumore. Dopo l'imaging, il processo di registrazione è stato effettuato utilizzando un software scritto in MATLAB. In definitiva, la frazione ipossica può essere calcolata per un tumore specifico e l'istogramma della distribuzione tissutale di pO2 può essere confrontato nel tempo. L'EPRI combinato con gli ultrasuoni è uno strumento eccellente per la mappatura dell'ossigeno dei tumori in ambito preclinico.

Introduzione

La comprensione del microambiente tumorale (TME), con le sue complesse interazioni spaziali e dinamiche, consente di comprendere meglio la biologia dei tumori. L'ipossia, o bassi livelli di ossigeno, è il componente chiave del TME e svolge un ruolo fondamentale nello sviluppo di altre condizioni potenzialmente letali, tra cui malattie cardiovascolari, disturbi metabolici come il diabete e malattie renali croniche 1,2,3. L'ossigenazione dei tessuti è un fattore fondamentale, in particolare nel contesto del cancro, dove la pressione parziale di ossigeno nei tessuti (pO2) è correlata alla resistenza alla terapia. Un livello di pO2 superiore a 10 mm Hg è associato ad un aumento dell'efficacia della radioterapia a basso trasferimento lineare di energia (LET) (effetto di potenziamento dell'ossigeno).

Recenti studi che utilizzano la risonanza paramagnetica elettronica (EPRI) hanno dimostrato che la radioterapia guidata dall'ossigeno può portare a un miglioramento doppio dei tassi di sopravvivenza in diversi tumori in modelli murini 4,5. Questo è simile ai soggetti umani la cui pO2 tumorale è stata misurata con più misurazioni dell'elettrodo Eppendorf e ha riscontrato valori mediani o medi di pO2 inferiori a 10 torr6. Oltre alla radioterapia, l'ipossia tumorale è stata direttamente correlata con l'aggressività tumorale e l'esito di altre terapie, come l'immunoterapia 7,8. Questa associazione sottolinea l'importanza di misurazioni precise dell'ossigeno per migliorare i risultati terapeutici e comprendere la fisiopatologia delle malattie.

L'ossimetria ottimale in vivo richiede una misurazione diretta della pressione parziale dell'ossigeno nei tessuti, indipendente da fattori quali la perfusione tissutale e la saturazione dell'emoglobina. La procedura deve essere non invasiva, con un tempo di imaging breve e preciso per evitare potenziali impatti sull'organismo, come anestesia prolungata, alterazioni della temperatura dei tessuti o cambiamenti significativi della pressione e del pH dei tessuti. L'ossimetria tissutale deve mostrare un'elevata precisione e affidabilità, garantendo misurazioni coerenti indipendentemente dalle variazioni nel microambiente tissutale, comprese le differenze di pH e stato redox. Per un'efficace pianificazione della terapia, la ricostruzione dei dati delle immagini in tempo reale e l'interpretazione diretta sono fondamentali. Ciò comporta non solo il raggiungimento di una risoluzione spaziale preferibilmente inferiore a 1 mm, ma anche la possibilità di una rapida raccolta di dati per monitorare i cambiamenti dinamici nello stato di ossigeno dei tessuti, come l'ipossia ciclica.

In questo contesto, sono state sviluppate varie tecniche per misurare l'ossigeno molecolare o valutare l'ipossia, ognuna con applicabilità e vantaggi unici. L'elettrodo in platino, considerato il "gold standard" per l'ossimetria cellulare e dei tessuti animali vivi, offre misurazioni coerenti grazie all'inserimento preciso nei tessuti. Altri approcci, come i metodi ottici che utilizzano sonde fluorescenti, la fotoacustica, il monitoraggio degli effetti dell'ipossia attraverso l'espressione genica o proteica o i saggi delle comete, sono facili da usare ma sono indiretti o limitati dal percorso ottico nei tessuti. Alternative promettenti per valutare l'ipossia e/o l'ossigenazione sembrano essere la risonanza magnetica per immagini (MRI)-OE-MRI10 - o MOBILE11, la tomografia a emissione di positroni (PET) con varie sonde sensibili all'ipossia12 o la risonanza paramagnetica elettronica (EPR).

La CIP ha una lunga storia nel campo della biomedicina. Il fenomeno stesso è stato segnalato per la prima volta nel 1944 ed è stato ampiamente adottato come strumento per l'analisi di strutture chimiche e, più recentemente, per sistemi biologici e materiali con elettroni spaiati13. La spettroscopia EPR è stata utilizzata per studiare la dinamica e la struttura di sistemi biologici come la fotosintesi, le metalloproteine, gli enzimi radicalici e le membrane fosfolipidiche 14,15,16. La spettroscopia e la tomografia a risonanza paramagnetica elettronica (EPR) sono emerse come metodi non invasivi fondamentali per lo studio dell'ossigenazione tumorale e del microambiente con una risoluzione spaziale di ~1 mm, una risoluzione temporale di 1-10 minuti e una risoluzione pO2 di 1-3 torr 5,17,18.

I metodi EPR a onda continua (CW) rimangono ampiamente utilizzati nella maggior parte delle applicazioni grazie alla semplicità di registrazione e interpretazione degli spettri. Le interazioni ossigeno-sonda spin funzionano valutando le alterazioni dell'intensità del segnale EPR o della forma della linea, fornendo informazioni sui livelli di ossigeno all'interno del campione. CW EPR ha un notevole vantaggio in termini di sensibilità a un intervallo più ampio di pO2 rispetto ai metodi a impulsi. Applicando varie sequenze di impulsi, è possibile chiarire informazioni come i tempi di rilassamento spin-spin degli elettroni, i tempi di rilassamento spin-reticolo e le interazioni con gli spin vicini18,19. Le tecniche EPR a impulsi, come il recupero dell'inversione con lettura dell'eco di spin elettronico (IRESE), misurano i tassi di rilassamento del reticolo di spin, evitando l'artefatto del rilassamento causato dal rilassamento della sonda di spin e della sonda di spin a basse concentrazioni di ossigeno19,20. L'EPR può essere utilizzata per monitorare le variazioni della concentrazione di ossigeno con un'elevata risoluzione temporale e spaziale; tuttavia, in ossimetria ad alte concentrazioni di ossigeno, l'EPR a impulsi incontra limitazioni a causa dei brevi tempi di rilassamento della magnetizzazione trasversale misurati con l'eco di spin elettronico (ESE). In definitiva, la CW e l'EPR a impulsi sono complementari e una comprensione affidabile del sistema di spin richiede l'applicazione di entrambi i metodi.

Le tecniche di ossimetria EPR si basano sulla relazione lineare tra i livelli di ossigeno e il reticolo di spin, nonché sui tassi di rilassamento spin-spin in soluzione. Tutte le sonde ossimetriche sono spesso divise in due tipi: sonde di spin solubili e sonde di particolato. La scelta della sonda di spin corretta dipende dalla configurazione sperimentale e dalle informazioni necessarie 21,22,23. Le sonde di spin solubili, come i nitrossidi o i derivati tritinilici24,25 come OX063 e la sua forma deuterata OX071, distribuiti in tutto il tessuto, forniscono informazioni dall'intero volume. In alternativa, per la misurazione a punto singolo e per valutazioni dell'ossigeno prolungate e ricorrenti, possono essere utilizzate sonde a stato solido come LiPc, LiBuO o derivati del carbonio (vedi Tabella 1)22,23,26.

L'imaging B-mode è ampiamente utilizzato in clinica per l'imaging dei tessuti molli. La risoluzione dipende dalla frequenza del trasduttore utilizzato e, per gli studi preclinici, 18 MHz e oltre forniscono una risoluzione sufficiente nel piano e la profondità dell'immagine. Un ulteriore vantaggio dell'ecografia è la possibilità di ottenere immagini vascolari funzionali utilizzando la modalità Power Doppler. Qui, presentiamo l'imaging dell'ossigeno a risonanza paramagnetica elettronica (EPROI) come metodo per generare mappe 3D dell'ossigeno dei tumori nei topi viventi. L'ecografia corrispondente consente il riferimento anatomico necessario per la definizione del tumore nell'ambito di EPROI. Sono possibili più sessioni di imaging per ogni animale. L'ultimo passo è l'analisi, compresa la ricostruzione dell'immagine e la registrazione tra le modalità per ottenere un istogramma pO2 dal volume tumorale.

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Protocollo

I topi sono stati ottenuti da un allevamento di animali approvato e tutti gli esperimenti sono stati condotti nel rispetto delle linee guida etiche (nel nostro caso - Autorizzazione n. 165/2023, Primo Comitato Etico Locale, Cracovia, Polonia).

1. Animali e linea tumorale

NOTA: I topi sono stati alloggiati in condizioni standard di laboratorio: Luce/buio: 12 h/12 h, umidità: 60%, temperatura: 23 °C. È stata fornita loro una dieta standard con accesso gratuito all'acqua potabile nelle gabbie comunitarie.

  1. Coltura di linee cellulari LN229 di glioblastoma murino-multiforme
    1. Coltura di cellule LN229 in fiasche di coltura tissutale da 25 cm2 in terreno DMEM integrate con il 10% di siero fetale bovino inattivato termicamente (FBS) e penicillina-streptomicina a concentrazioni rispettivamente di 10 U/mL e 0,1 mg/mL.
    2. Mantenere le cellule in un'atmosfera umidificata contenente il 5% di CO2 a 37 °C, passando ogni 48 ore utilizzando tripsina-EDTA allo 0,25% e PBS senza ioni magnesio e calcio (pH 7,4).
  2. Inoculazione del tumore
    1. Una settimana prima dell'inoculazione, maneggiare i topi ogni giorno per familiarizzarli con l'investigatore.
    2. Il giorno dell'inoculazione, pesare i topi.
    3. Sospendere 200.000 cellule LN229 in 50 μL di matrice extracellulare senza fattori di crescita. Utilizzando un ago da 29 G, inoculare la miscela di cellule per via sottocutanea nel cuscinetto adiposo intrascapolare di topi nudi BALB/c di 16 settimane (N = 5).

2. Imaging ecografico Doppler

La cronologia generale dell'imaging del tumore è mostrata nella Figura 1. L'ecografia viene utilizzata sia per l'imaging vascolare mediante Doppler US che Anatomy US come riferimento appena prima dell'EPROI (Figura 2). L'imaging anatomico in modalità B è essenziale per l'analisi dell'ossigenazione tumorale mediante EPR ed è descritto nella sezione 3. Sebbene l'ecografia Doppler (sezione 2) non sia obbligatoria per il successo delle prestazioni di registrazione, fornisce comunque informazioni preziose sulla finestra temporale ottimale per lo studio EPR e consente la determinazione della vascolarizzazione attiva nell'area tumorale.

  1. Preparazione del mouse
    1. Attendere che i tumori raggiungano circa 30 mm3. Se necessario, radere manualmente i topi intorno al sito del tumore.
    2. Indurre l'anestesia utilizzando isoflurano al 2% e mantenerla con isoflurano all'1-1,5%.
    3. Trasferire l'animale dalla camera di anestesia a un termoforo per mantenere la temperatura corporea a 37 °C durante la preparazione (in base alla sonda di temperatura rettale). Stabilizzare la temperatura dell'animale per ottenere un corretto feedback dei parametri fisiologici.
  2. Ecografia
    1. Utilizzare il sistema a ultrasuoni con un trasduttore da 57-25 MHz per l'imaging preclinico (Figura 2, passaggio 1).
    2. Acquisisci misure 3D in modalità B per la visualizzazione della morfologia tumorale in direzione sagittale. Utilizzare un passo di 0,1 mm.
      NOTA: Non spostare l'animale o il trasduttore per mantenere le stesse identiche impostazioni.
    3. Utilizza la modalità Power Doppler per visualizzare la vascolarizzazione funzionale del tumore con i seguenti parametri: Velocità: 1,5 kHz, Filtro a parete: Bassa, Priorità: 75%, Persistenza: Media, Dimensione del passo 0,10 mm.
    4. Ruotare il trasduttore per ripetere i passaggi 2.2.2 e 2.2.3 in direzione assiale.
    5. Eseguire l'analisi dei dati con il software fornito dal produttore dell'ecografo. Segna il bordo del tumore, caricalo in un'immagine 3D e calcola il volume del tumore e la percentuale di vascolarizzazione.

3. EPROI

  1. Preparazione della sonda
    1. Sciogliere la polvere di OX071 conservata a -80 °C in H2O iniettabile fino a una concentrazione finale di 1 g/10 mL (~70 mM).
  2. Preparazione del mouse
    1. Anestetizzare i topi con isoflurano all'1%-3% mescolato con aria ambiente e posizionarli su un supporto per animali.
    2. Somministrare 1 mL di soluzione fisiologica per via sottocutanea per mantenere il corretto livello di idratazione.
    3. Monitorare la frequenza respiratoria (80 ± 20 BPM) e la temperatura (37 ± 1 °C) dell'animale utilizzando un sensore a cuscino respiratorio e un termometro di superficie collegato alla pelle del topo. Monitorare la temperatura rettale come punto di riferimento (37 °C ± 1 °C).
    4. Inserire il tubo in politetrafluoroetilene (PTFE) (diametro esterno 0,7 mm) intraperitoneale per la somministrazione della sonda rotante. Fissare la cannula con l'uso di vinilpolisilossano (VPS) per evitare che cada dalla cavità addominale.
    5. Inserire un catetere per urina (24 G) per raccogliere la sonda di spin escreta.
    6. Fissare il topo in una cuccia per animali utilizzando l'argilla dentale VPS per l'immobilizzazione (Figura 2A).
  3. Imaging ecografico anatomico per la registrazione
    1. Accendi il tavolo controllato in 3D e livella il letto. Impostare la temperatura della piattaforma a 60 °C in modo che la temperatura dell'animale isolato dal supporto del letto di plastica sia mantenuta a 37 °C.
    2. Posizionare la cuccia con l'animale immobilizzato nel supporto del letto e trasferirla su un tavolo controllato in 3D per l'imaging anatomico prima della misurazione EPR (Figura 2B). Assicurarsi che l'animale sia fissato all'interno del supporto del letto e non tocchi la piattaforma riscaldante.
    3. Fissare la posizione del supporto del letto in tre dimensioni per evitare la rotazione, in particolare la rotazione XZ (piano sagittale), che è fondamentale per una registrazione accurata.
    4. Posizionare un indicatore di posizione (filo da pesca sul nastro, diametro 0,35 mm) sul supporto del letto, segnando l'inizio del risonatore.
    5. Esecuzione manuale dell'imaging in modalità B con un passo di 1 mm in entrambe le direzioni assiale e sagittale verso l'asse Y.
    6. Visualizzare la struttura tumorale con i seguenti parametri dipendenti dalla frequenza specifica del trasduttore; per un trasduttore da 18 MHz, profondità 20 mm, gamma dinamica 84 dB, potenza 8 dB, guadagno 80%; per trasduttore 40 MHz, profondità 20 mm, gamma dinamica 32 dB, guadagno 100%; per trasduttore 57 MHz, profondità 13 mm, guadagno 6 dB, potenza 100%. Regolare l'impostazione sulla messa a fuoco del trasduttore in base alla particolare posizione del tumore.
    7. Al termine dell'imaging anatomico, rimuovere il gel in eccesso dal mouse e rimuovere il topo immobilizzato nel letto dell'animale dal supporto del letto.
  4. Imaging dell'ossigeno EPR
    1. Utilizza l'imager di ossigeno per l'EPR a impulsi, che opera a frequenze radio comprese tra 685 MHz e 735 MHz. Per la configurazione, utilizzare bobine offset per l'imaging 3D e l'analisi dei tempi di rilassamento. Utilizzare un risonatore orizzontale di dimensioni 32 mm x 35 m.
    2. Trasferire prontamente il topo immobilizzato nel letto dell'animale all'imager EPR dopo l'ecografia anatomica (Figura 2C). Mantenere attentamente la posizione della cuccia per ridurre al minimo le rotazioni all'interno del risonatore, in modo simile alla procedura descritta nella sezione 3.3.
    3. Ricollegare la sonda di temperatura per garantire il monitoraggio e il mantenimento continuo della temperatura dell'animale, correlandola con la temperatura all'interno del risonatore.
    4. Nel software dello spettrometro EPR, eseguire la sintonizzazione del risonatore utilizzando la rotella di sintonia per centrare la frequenza intorno a 725 MHz (Figura 3A).
      NOTA: Un risonatore ben abbinato dovrebbe avere un calo di 25 dB o superiore.
    5. Ottimizzare la potenza delle microonde per ottenere un picco a 60 ns (Figura 3B) regolando il valore di attenuazione da 20 dB a 3 dB.
    6. Sintonizzare lo strumento in modo che il decadimento a induzione libera (FID) dei fiduciali posizionati all'interno del letto dell'animale sia centrato nel campo magnetico e in fase (Figura 3C).
    7. Somministrare 100 μL di OXO71 per via intraperitoneale attraverso la cannula precedentemente inserita, seguita da un lavaggio con 50-100 μL di soluzione salina.
    8. Utilizzando una sequenza di coda programmata, acquisire misure con parametri impostati; una sequenza tipica contiene i tempi di rilassamento T1, T2, l'eco di spin elettronico 3D (ESE) per le immagini fiduciali e l'eco di spin elettronico di recupero dell'inversione 4D (IRESE) per l'immagine animale. Raccogliere l'imaging IRESE con un gradiente di 1,5 G/cm, tempo di ripetizione di 55 μs, pretrigger di -250 ns, t90 è 60 ns e tau 400 ns; tempo totale di acquisizione ~12 min. Ripetere l'imaging IRESE per almeno 30-40 minuti (3-4 volte) dopo l'iniezione della sonda.
    9. Dopo l'imaging, trasferisci il mouse dal letto dell'animale al termoforo. Somministrare 1 mL di soluzione fisiologica per via sottocutanea per mantenere il corretto livello di idratazione. Monitorare fino a quando il mouse non recupera la locomozione eretta.

4. Analisi dei dati

  1. Analisi di ricostruzione 4D in "ProcessGUI"
    1. Prima della ricostruzione, applicare la correzione di base sulle proiezioni selezionando lo scenario "PulseRecon.scn" e caricando il file dei parametri "IRESE_64pts_mouse_STANDARD_CHIRALITY.par" per analizzare i dati grezzi IRESE.
    2. Filtra ogni proiezione con un filtro gaussiano di una larghezza di 4 punti, un'impostazione predefinita per lo scenario selezionato.
    3. Sottocampiona le proiezioni filtrate a 64 punti (dimensione della matrice), un'impostazione predefinita per lo scenario selezionato.
    4. Filtra ulteriormente le proiezioni con un filtro Ram-Lak con apodizzazione a 0,6 volte la frequenza di Nyquist (fare clic su Parametro di ricostruzione | FilterCutOff).
    5. Retroproiettare le proiezioni filtrate per produrre un'immagine spettrale spaziale 4D.
    6. Utilizza un algoritmo adatto per estrarre la larghezza di linea del pacchetto di spin dallo spettro in ciascun voxel. Impostazione dei parametri di raccordo della sezione: Estensore dell'ultimo punto - 3, metodo di montaggio - predefinito.
    7. Utilizzare le impostazioni predefinite per i parametri nella procedura di adattamento, tra cui l'ampiezza dello spettro, la fase, il centro spettrale e la larghezza di linea del pacchetto di spin spettrale.
  2. Registrazione tra ecografia anatomica ed EPROI in "ArbuzGUI" (Figura 4)
    NOTA: Per l'esecuzione della registrazione è stata utilizzata la procedura MATLAB "ArbuzGUI" sviluppata da Boris Epel dell'Università di Chicago. Il software è disponibile presso l'EPR-IT https://github.com/o2mdev/eprit. La cassetta degli attrezzi per la registrazione è stata illustrata in precedenza altrove27. Consultare il manuale dell'utente per istruzioni dettagliate passo dopo passo28.
    1. Caricare le immagini US 2D come stack con un passo di 1 mm (il passo è strettamente correlato all'acquisizione di fotogrammi sull'imaging B-mode, punto 3.3.7) per creare immagini US 3D.
    2. Aggiungere le immagini pO2 raccolte (ricostruite al passaggio 4.1) come tipo di immagine 3D impostato come dati "PO2_pEPRI". Archiviare i dati nel progetto.
    3. Creare una sequenza di registrazione e trasformazione selezionando Speciale | Registrazione MRI-EPRI.
    4. Selezionare l'immagine che deve essere regolata nei dati EPRI (ad esempio, US axial 3D) selezionando Sequenza | aggiungi azione. Usa la fase 5:T2 per ottenere le migliori prestazioni. Al risultato, apparirà un simbolo più nero davanti al nome dell'immagine selezionata.
    5. Apri l'immagine degli Stati Uniti in SliceMaskEditPLG. Regola la scala dell'immagine degli Stati Uniti in base al righello presentato sulle immagini. Contrassegna l'indicatore di posizione degli Stati Uniti, il contorno dell'animale e la posizione del tumore in base ai fotogrammi selezionati.
    6. In SliceMaskEditPLG, contrassegnare il contorno della mappa pO2 e il fiduciale nelle immagini pO2 4D ricostruite.
    7. Utilizzando il visualizzatore di figure e la casella degli strumenti RotateImagePLG, ruotare l'immagine degli Stati Uniti in base all'indicatore di posizione degli Stati Uniti rispetto alle posizioni fiduciali per registrare la mappa pO2 con il contorno degli Stati Uniti.
    8. Trasforma la maschera tumorale dall'immagine degli Stati Uniti alla mappa pO2 .
    9. Visualizza la maschera tumorale nella mappa pO2 del mouse ed esporta i valori pO2 per ogni voxel.

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Risultati

Nella Figura 5 è mostrata una sezione trasversale rappresentativa dell'immagine ecografica di un tumore LN229 che cresce nel cuscinetto adiposo intrascapolare, insieme alla vascolarizzazione. Una parte del sistema vascolare si osserva al di fuori del bordo del tumore. Inaspettatamente, la percentuale di volume vascolare del tumore non è diminuita ed è rimasta stabile con la crescita del tumore.

Come descritto nella

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Discussione

Ci sono alcuni passaggi critici nel protocollo di imaging descritto. In primo luogo, per registrare le immagini anatomiche con le mappe dell'ossigeno, la risonanza magnetica potrebbe essere una scelta migliore rispetto agli ultrasuoni grazie alla migliore risoluzione e alla capacità di fornire dati 3D dettagliati19. L'ecografia con trasduttore ad alta frequenza offre un'eccellente risoluzione e una profondità di imaging sufficiente per gli studi preclinici. Sia ...

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Divulgazioni

Il Prof. H. Halpern e B. Epel sono cofondatori di O2M Technologies. Gli altri autori: G. Dziurman, A. Bienia, A. Murzyn, B. Płóciennik, J. Kozik, G. Szewczyk, M. Szczygieł, M. Krzykawska-Serda e M. Elas non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Riconoscimenti

Ringraziamo O2M Technology per il cortese supporto tecnico. Sono state riconosciute le sovvenzioni n. 2020/37/B/NZ4/01313 (Jiva-25 imager) e NCBiR: ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022 (costi per gli animali). L'acquisto dell'ecografo VevoF2 è stato sostenuto dalla Facoltà di Biochimica, Biofisica e Biotecnologie nell'ambito dell'Iniziativa di Eccellenza del Programma Strategico dell'Università Jagellonica.

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Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
aqua pro injectionePolpharma1280610-
ArbuzGUI O2M Technologies-accesible in the github repository
disodium phosphatePOCH S.A.799280115-
Dulbecco′s Modified Eagle′s Medium - high glucoseMerck Life ScienceD56484500 mg/L glucose and L-glutamine
fetal bovine serum Gibco, Thermo Fisher Scientific10500064-
fishing wireGood FishA-55A-035US position marker - 0.35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302reduced growth factor basement membrane matrix
ibGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
injectio natrii chlorati isotonicaPolpharmamultipe items were used9 mg/mL
insulin needles 29 G Becton, Dickinson and Companymultipe items were used-
Jiva 25O2M Technologies-EPROI
MATLABMathWorks-version R2021b
penicillin-streptomycinMerck Life ScienceP4333with 10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL
potassium chloridePOCH S.A.739740114-
potassium dihydrogen phosphatePOCH S.A.742020112-
ProcessGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
PTFE tubing Cole Palmer Instrument Co06412-11-
sodium chloridePOCH S.A.794121116-
SpecMan4EPRFEMI Instruments-version 3.4 CS 64bit
Surflash I.V. CatheterTerumoSR*FF2419size: 24G x ¾"
tape3M multipe items were usedmicropore
Trypsin-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-
UltrasonographyTelemed-Anatomical US
US gelKONIXNUG-0019-
VetfluraneVirbac1373171000 mg/g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B-mode and Doppler
vinyl polysiloxane dental clay 3M ESPEmultiple items were used-

Riferimenti

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