Un metodo rapido per confinare e gestire in sicurezza le api sul campo

Riepilogo

Dimostriamo un metodo collaudato per gestire in sicurezza le api raccolte sul campo. Questo metodo consente una rapida manipolazione, identificazione, campionamento genetico e conferma delle interazioni pianta-insetto tramite il polline raccolto durante il campionamento. Facilmente adattabile, questo approccio offre un mezzo economico e non letale per studiare i gruppi di insetti rari.

Abstract

Migliorare la comprensione della biologia di base e dell'ecologia di molti insetti impollinatori, in particolare dei taxa specializzati o rari, è una priorità per molti ricercatori. Pertanto, è spesso necessario confinare temporaneamente gli organismi raccolti sul campo in modo non dannoso al fine di ottenere informazioni o sostenere ulteriori studi. Questo protocollo rappresenta un metodo sul campo accuratamente testato, rapido ed economico per la gestione sicura delle api di interesse per la conservazione, che può essere facilmente adattato alle esigenze specifiche del progetto, tra cui l'identificazione degli organismi, la rimozione del polline, la marcatura e/o la raccolta di campioni di tessuto non letali per l'analisi genetica. Questa metodologia può servire come opzione aggiuntiva nella cassetta degli attrezzi del ricercatore da utilizzare quando si presentano determinati scenari. Si prevede che questa metodologia possa essere adattata per l'uso con altre specie di insetti e utilizzata da individui di vari livelli di esperienza e abilità. Può essere di grande valore per i ricercatori che studiano api specializzate o che conducono studi specifici sull'ospite. La raccolta di dati resa possibile da questo protocollo sarà preziosa per aiutare i ricercatori a colmare le lacune critiche nei dati per molte specie di impollinatori, strutture di rete pianta-impollinatori e iniziative di conservazione e gestione degli impollinatori.

Introduzione

Un numero crescente di prove supporta il declino della popolazione di api selvatiche e di altri impollinatori e i cambiamenti della comunità di impollinatori che lo accompagnano 1,2,3,4. Le continue perdite minacciano il servizio stesso dell'impollinazione degli insetti, vitale per il mantenimento della biodiversità, la funzione dell'ecosistema e la produzione agricola⁵. Inoltre, per molte api selvatiche, in particolare per le specie rare, esistono significative lacune di conoscenza che possono ostacolare adeguate azioni di gestione e conservazione ^6,7.

Per aiutare a risolvere queste carenze di dati, i ricercatori hanno sviluppato una varietà di metodi per studiare gli insetti impollinatori, l'uso dell'habitat associato e le loro preferenze floreali. Mentre le trappole a pan, le trappole a banderuola blu, le trappole per malessere, le trappole di emergenza e la raccolta diretta con reti a mano sono comunemente utilizzate, molti di questi metodi presentano svantaggi significativi 8,9,10,11. I metodi comunemente impiegati per identificare l'impollinatore possono provocare la mortalità dell'organismo, indipendentemente dal fatto che il campione debba essere identificato in un ambiente di laboratorio (ad esempio, utilizzando un microscopio). La mortalità può essere giustificabile e necessaria per molti studi sugli insetti. Tuttavia, quando si lavora con insetti in pericolo, rari o poco studiati i cui stati di popolazione sono limitati o incerti, i ricercatori devono mitigare la mortalità, le lesioni o lo stress degli organismi per ridurre la probabilità di avere un impatto negativo su queste popolazioni di insetti. Pertanto, quando si lavora con specie a rischio o con specie che possono essere facilmente identificate in base alle loro principali caratteristiche distintive, si dovrebbero adottare, se possibile, approcci di campionamento meno distruttivi.

I metodi non letali che sono stati proposti per la raccolta di materiale genetico dalle api includono la raccolta di feci, esuvie¹² e punte delle ali¹³. Tuttavia, l'utilizzo di questi metodi sulle api raccolte sul campo può essere insostenibile a causa del tempo richiesto e/o del potenziale impatto sulle ali, influenzando negativamente il volo e altri comportamenti. È stato dimostrato che la rimozione parziale delle antenne non compromette la sopravvivenza delle api euglossine campionate¹⁴. Allo stesso modo, il campionamento della porzione terminale del tarso della metà della gamba non ha ridotto significativamente la sopravvivenza dell'operaio di Bombus terrestris ¹⁵. Un ulteriore metodo di campionamento non letale prevede la raccolta di residui proteici immergendo temporaneamente le api in una soluzione tampone e quindi rilasciandole successivamente¹⁶. L'analisi della sopravvivenza ha mostrato che non c'erano differenze significative tra le api con e senza risciacquo. Ci sono limitazioni per ciascuna tecnica, che dovrebbero essere prese in considerazione quando si affrontano domande di ricerca specifiche e obiettivi generali del progetto.

Un'accurata identificazione tassonomica degli organismi è fondamentale per una ricerca efficace. Per molti taxa di insetti impollinatori, tuttavia, è estremamente dipendente dalle specie di interesse e dal livello di conoscenza ed esperienza del ricercatore o dell'osservatore. Sebbene molte specie di api possano essere identificate sul campo, avere prove a sostegno dell'osservazione può essere fondamentale. Mentre la maggior parte degli studi sugli impollinatori in genere raccoglie e conserva individui come prova, l'uso di foto e video, nonché la videografia tridimensionale che utilizza la realtà virtuale, possono essere utilizzati come proxy per distinguere determinate specie senza il sacrificio degli individui osservati¹⁷. La differenziazione tra alcune specie può richiedere particolare attenzione e fotografie di specifiche caratteristiche morfologiche; In queste situazioni, gli organismi devono poter essere manipolati e confinati in una posizione unica in modo tale che i complessi caratteri distintivi possano essere fotografati in modo affidabile.

Il confinamento temporaneo delle api per l'identificazione può essere effettuato in diversi modi, tra cui il raffreddamento dell'esemplare e/o l'utilizzo di anidride carbonica per rallentare le api^18,19. Tuttavia, questi metodi possono alterare il comportamento, con il risultato che le api trattate sono più lente a riprendere l'attività, influenzando così il foraggiamento, la fitness dell'organismo o aumentando il rischio di predazione 20,21,22. Inoltre, tali tecniche alla fine aumentano il tempo in cui gli organismi vengono confinati e maneggiati. Questo, a sua volta, aumenta lo stress dell'organismo e il tempo di elaborazione sul campo. Sarebbero quindi altamente auspicabili metodologie più sicure ed efficienti.

Un certo numero di studi ha utilizzato il polline raccolto dalle api o da altre fonti per comprendere meglio le preferenze di foraggiamento, costruire reti di interazione pianta-impollinatore, identificare la contaminazione ambientale (ad esempio, residui di pesticidi) e valutare l'ecologia nutrizionale 23,24,25,26,27,28,29. Molte api si puliscono da sole quando sono confinate in un contenitore. Pertanto, sono stati utilizzati metodi di campionamento non letali per il polline³⁰ (ad esempio, provette per microcentrifuga). Tuttavia, nei casi in cui l'auto-toelettatura non ha luogo, l'utilizzo di un contenitore più tattile, come i sacchetti di plastica richiudibili utilizzati in questo protocollo, consente di applicare una leggera pressione su parti specifiche del corpo in modo che il polline entri in contatto con il sacchetto di plastica, portando a una maggiore probabilità di ottenere un campione di polline rispetto all'uso di contenitori rigidi tradizionali.

Qui, presentiamo un protocollo che è stato ben testato su tre taxa di api a rischio. Sebbene sia laborioso, consente una raccolta completa di dati dagli insetti impollinatori, riducendo al minimo la minaccia di mortalità per i singoli organismi. L'obiettivo generale dell'utilizzo di questa metodologia è fornire un mezzo sicuro ed efficace per catturare, identificare e rilasciare in sicurezza gli insetti. Un ulteriore vantaggio di questo protocollo è che supera molte delle limitazioni della tradizionale raccolta di insetti. Fornisce un modo semplice per marcare gli individui, raccogliere materiale genetico non letale e raccogliere campioni di polline, il tutto riducendo al minimo il tempo di manipolazione e lo stress sull'organismo. Sebbene i metodi tradizionali di raccolta degli insetti abbiano molti vantaggi³¹, per aiutare a superare alcuni dei loro limiti, abbiamo stabilito un'alternativa in modo che gli insetti possano essere confinati per l'identificazione prima di un rilascio rapido e sicuro. A seconda degli obiettivi del progetto, è possibile adottare ulteriori misure mentre l'ape è confinata per raccogliere altri dati importanti.

Protocollo

1. Preparazione della raccolta in campo

1. Confermare gli obiettivi del progetto (ad esempio, identificazione di organismi, campionamento di tessuti genetici, ecc.).
2. Esamina la tabella dei materiali e raccogli tutti gli elementi pertinenti specifici per gli obiettivi del progetto.
3. Assicurarsi che tutte le apparecchiature digitali (ad es. smartphone, fotocamera, sistema di posizionamento globale portatile [GPS]) siano completamente cariche e che le batterie di riserva siano cariche e imballate.

2. Cattura e messa in sicurezza dell'organismo

1. Registrare i parametri del sito di interesse all'arrivo sul campo, tra cui data, ora di inizio, sito/posizione sul campo e qualsiasi altra informazione pertinente (ad esempio, condizioni meteorologiche, piante tappezzanti dominanti, piante in fiore, ecc.) che potrebbero essere necessarie (Figura 1).
2. Cattura una singola ape di interesse utilizzando la tecnica di rete appropriata. Utilizzare una rete a mano tramite una rete aerea per insetti o una rete da spazzamento in base alla specie focale.
   NOTA: Altre tecniche di cattura, come la raccolta tramite fiala/provetta da centrifuga, potrebbero essere utilizzate anche per la cattura degli insetti.
3. Osserva visivamente l'esemplare attraverso il sacchetto di rete per determinare se assomiglia al taxon di interesse. In caso contrario, rilasciare in sicurezza il campione e continuare il rilevamento.
4. Se l'esemplare sembra essere la specie focale, fissare l'esemplare all'interno del sacco a rete in modo che non possa fuoriuscire (ad esempio, sovrapponendo la parte superiore del sacco a rete sul telaio, torcendo/confinando il collo del sacco a rete o chiudendo in altro modo eventuali uscite).
5. Raccogliere il sacchetto del campione richiudibile e aprire il sacchetto del campione.
6. Assicurati che l'ape di interesse sia vicino alla punta del sacchetto della rete.
7. Con una mano, afferrare il sacchetto di rete immediatamente sotto il campione. Tenere il sacchetto della rete in modo che la punta (dove è confinato l'insetto) sia orientata verso l'alto e l'apertura della rete (cioè il cerchio) penda sotto.
   NOTA: La maggior parte degli insetti sono fototrofi e, quando confinati, generalmente volano/strisciano verso la luce.
8. Usando l'altra mano (cioè la mano che non tiene il sacchetto a rete), guidare il sacchetto del campione richiudibile nell'apertura della rete e attraverso il sacchetto a rete fino a raggiungere la mano immediatamente sotto il campione.
9. Rilasciare con cautela la presa della mano, confinando il campione quel tanto che basta per consentire alla mano che tiene il sacchetto del campione richiudibile di spostarsi nell'area confinata con il campione. Prestare attenzione alla posizione dell'esemplare all'interno dell'area confinata per ridurre la probabilità di essere punti, danneggiare l'esemplare e scappare.
10. Manipolare il sacchetto del campione richiudibile in modo che si apra abbastanza da consentire l'ingresso del campione di insetto. Fallo esercitando una pressione su entrambi i lati del sigillo o ruotando il sacchetto con il pollice e il medio sotto il sigillo.
11. Posizionare l'apertura del sacchetto del campione richiudibile sopra il campione e manovrare delicatamente l'insetto nel sacchetto. Come accennato in precedenza, poiché la maggior parte degli insetti sono fototrofici, orientare la mano contenente il sacchetto del campione richiudibile verso il sole/cielo, facilitando così il movimento del campione nel sacchetto.
12. Una volta che il campione è all'interno, sigillare saldamente il sacchetto del campione richiudibile.
13. Rimuovere il sacchetto del campione richiudibile contenente il campione dalla rete per insetti.
    NOTA: Poiché gli insetti possono surriscaldarsi rapidamente e letale in sacchetti sigillati, tenere il campione lontano dall'esposizione diretta al sole, idealmente in un luogo ombreggiato o in un contenitore isolato fino alla lavorazione, e limitare il tempo di lavorazione.

3. Identificare l'organismo

1. Ispezionare attentamente l'esemplare per confermare che si tratta di un taxon di interesse. Se si tratta di una specie diversa, rilasciala in sicurezza e continua il rilevamento.
   NOTA: Per evitare danni al campione, non applicare mai una pressione diretta sull'insetto mentre si trova all'interno del sacchetto. I campioni possono essere immobilizzati applicando una leggera pressione sulla plastica o allungando il perimetro del sacchetto per tenderlo attorno al campione, limitando così il movimento.
2. Se l'identità della specie può essere confermata visivamente in modo semplice e accurato, prendi un voucher fotografico (Figura 2). Registrare tutte le informazioni aggiuntive necessarie sull'esemplare (ad esempio, ora di cattura, posizione GPS specifica, pianta visitata, segni univoci, osservazione delle dimensioni o della colorazione, comportamento prima della cattura, ecc.).
3. Se è necessario ispezionare specifiche caratteristiche fisiche per confermare l'identità, scattare fotografie macro dettagliate che evidenzino tali caratteristiche chiave attraverso il sacchetto del campione richiudibile (Figura 2).
4. Se non è possibile ottenere foto di qualità sufficiente per discernere le caratteristiche attraverso la busta del campione, esporre le parti del corpo del campione di interesse per un'ispezione ravvicinata tagliando una delle due punte angolari non sigillate della busta del campione (cioè gli angoli che sono cuciti insieme o non richiudibili). Ad esempio, praticare un piccolo foro per esporre solo la testa, l'addome o la gamba (Figura 3A-C). A tal fine, manipolare il campione in modo che la parte del corpo di interesse si muova per prima verso il foro di taglio/angolo.
   NOTA: Potrebbe essere necessario modificare le dimensioni e la posizione del foro praticato nel sacchetto e l'orientamento dell'insetto per ottenere la fotografia necessaria.
5. Dopo che l'identificazione è avvenuta, passare alle sezioni pertinenti per i metodi successivi e desiderati. Vedere la sezione 4 per la tecnica di rimozione del segmento antennale, la sezione 5 per la marcatura degli insetti e/o la sezione 6 per ottenere campioni di polline.

4. Prelievo di campioni genetici non letali dalle antenne

1. Utilizzare le forbici per tagliare in diagonale uno dei due angoli non sigillati (cioè gli angoli che sono cuciti insieme o non richiudibili) del sacchetto per campioni richiudibile. Assicurarsi che il taglio effettuato sia minimamente più grande della larghezza della testa dell'ape (Figura 4).
2. Manipolare il campione in modo che si muova a testa in giù verso il foro di taglio/angolo.
   NOTA: Questa fase può essere adattata per raccogliere altri campioni di tessuto per l'analisi genetica (ad esempio, gamba intera, gamba parziale). Di conseguenza, potrebbe essere necessario modificare le dimensioni e la posizione del foro praticato nel sacchetto e l'orientamento dell'insetto per ottenere il campione necessario.
3. Una volta che la testa dell'ape sporge dal sacchetto, applicare delicatamente una pressione sulla plastica circostante per renderla tesa attorno all'insetto, limitando i movimenti (Figura 3A).
4. Se il foro è troppo grande, arrotolare il sacchetto su se stesso per limitare ulteriormente l'apertura del foro e fissare il campione. Se non si è sicuri della dimensione appropriata del foro, eseguire i passaggi 4.2 e 4.3 all'interno di una rete per insetti o di una gabbia di volo per assicurarsi che il campione non fuoriesca completamente. Utilizzare una borsa aggiuntiva se il taglio d'angolo originale è troppo grande.
5. Posizionare la sacca in modo che la testa dell'insetto si trovi direttamente sopra il contenitore di raccolta (ad es. provetta per microcentrifuga/fiala contenente soluzione tampone/etanolo) e che il contenitore per il campione genetico sia adeguatamente contrassegnato con l'ID univoco del campione corrispondente a tutti gli altri dati del campione (Figura 3D).
6. Utilizzando forbici da dissezione pulite e sterilizzate, tagliare una porzione di un segmento antennale. Ispezionare visivamente il contenitore per confermare che il campione sia all'interno del contenitore.
   NOTA: Durante il taglio, è utile lavorare su un substrato pulito, sterilizzato e di colore chiaro (ad es. Kimwipe). Ciò garantisce che se il campione non cade nel contenitore di raccolta del campione, possa essere facilmente recuperato con una pinza con il minimo rischio di contaminazione.
7. Fissare il coperchio del contenitore per la raccolta dei campioni di tessuto e ruotare il contenitore in modo che il campione sia sospeso all'interno della soluzione (ad es. soluzione tampone/etanolo).
8. Collocare il contenitore per la raccolta dei campioni di tessuto (con il campione antennale) in un contenitore sicuro, idealmente in un luogo fresco e ombreggiato, protetto dalla luce solare diretta e/o da temperature estreme, come un refrigeratore da campo.
9. Rilasciare in sicurezza il campione vicino al punto di cattura originale.
   NOTA: L'esemplare potrebbe anche essere marcato (vedi sezione 5) prima del rilascio per identificarlo prontamente come se fosse stato campionato se viene riavvistato/ricatturato.

5. Marcatura dell'organismo

1. Con il campione nel sacchetto del campione richiudibile, praticare un piccolo foro al centro del sacchetto del campione.
   NOTA: Questo foro si aggiunge al foro creato nella sezione 4. Il foro non dovrebbe essere più grande dell'area del torace dell'insetto. La posizione in cui deve essere praticato il foro può variare in base alle dimensioni dell'insetto e all'area di marcatura desiderata.
2. Applicando una leggera pressione sulla plastica su entrambi i lati del campione, manovrare l'insetto in modo tale che il torace sia direttamente sotto il foro (cioè, che la parte superiore del torace sia esposta attraverso il sacchetto). Continuare con una leggera pressione per assicurarsi che il campione rimanga in posizione (Figura 5A).
   NOTA: Altre aree di marcatura possono essere migliori per alcuni insetti (Figura 5B). Alcuni utenti trovano più utile allargare il foro esistente (dalla sezione 4) e afferrare l'ape tenendo il torace mentre emerge (Figura 5C). Questo approccio può aumentare la possibilità di essere punti. Inoltre, i dispositivi di marcatura della regina delle api mellifere possono essere modificati per confinare e contrassegnare le api se l'utente lo trova più facile. Tuttavia, questo metodo richiede il trasferimento a un dispositivo diverso e potrebbe contaminare i campioni di polline.
3. Utilizzando un pennarello per la marcatura a vernice (o altro materiale di marcatura ritenuto appropriato per il taxon di interesse), marcare il campione secondo la metodologia specifica del progetto predeterminata.
   NOTA: I metodi di marcatura differiranno in base agli obiettivi e potrebbero essere semplici, indicando che l'individuo è stato catturato, o complessi, consentendo l'identificazione degli individui (ad esempio, utilizzando una codifica o un modello di colore univoci) (Figura 5C).
4. Tenere il campione in posizione fino a quando il segno applicato non è adeguatamente asciutto.
5. Fotografare l'individuo contrassegnato per confermare la colorazione e la posizione del colore uniche.
   NOTA: Gli individui ricatturati possono essere fotografati facilmente e rapidamente direttamente attraverso il sacchetto per campioni richiudibile (Figura 5D).
6. Rilasciare in sicurezza il campione vicino al punto di cattura originale.

6. Raccolta del campione di polline

1. Con il campione nel sacchetto del campione richiudibile, ispezionarlo attentamente per verificare la presenza di polline visibile.
   NOTA: Poiché il tipo e la quantità di polline variano enormemente, a volte il polline non è visibile sull'esemplare ad occhio nudo. Se i passaggi precedenti sono già stati completati, è possibile che i resti di polline del campione siano già nel sacchetto.
2. Se il polline è visibile sul campione, limitare il movimento del campione applicando una leggera pressione sulla plastica su entrambi i lati di esso.
3. Usando un dito, strofina delicatamente o spingi la plastica contro le setole o la parte del corpo contenente polline per facilitare la rimozione del polline.
4. Se il polline non è visibile sul campione, massimizzare il contatto tra il campione e la plastica per vedere se vengono rimossi piccoli residui di polline dal tegumento.
5. Confermare visibilmente che il polline sia nel sacchetto del campione richiudibile, se possibile (Figura 4).
6. Rilasciare in sicurezza il campione vicino al punto di cattura originale.
7. Sigillare saldamente il sacchetto del campione richiudibile contenente il campione di polline.
   NOTA: Se è stato praticato un foro nel sacchetto del campione richiudibile, deve essere posizionato all'interno di un altro sacchetto del campione richiudibile per evitare la contaminazione o la perdita di polline.
8. Etichettare il sacchetto del campione richiudibile con un ID univoco del campione corrispondente al singolo insetto e altri dati (ad esempio, ID della specie di insetto, data, luogo, ora, sesso, record di visite floreali, ecc.).
9. Posizionare il sacchetto richiudibile con il campione di polline in un contenitore sicuro, idealmente in un luogo più fresco, per proteggerlo dalla luce solare diretta e/o dalle temperature estreme.
   NOTA: Se appropriato, seguire i protocolli specifici del progetto per la conservazione del polline sul campo (ad esempio, analisi genetica, morfologia del polline).

Risultati

Questa metodologia è stata utilizzata per tre specie di api a rischio (Osmia calaminthae, Caupolicana floridana e C. electa) negli Stati Uniti sudorientali. Ad oggi, centinaia di api e vespe sono state raccolte e rilasciate in sicurezza. Nessuna ape è morta durante l'utilizzo di questa metodologia; Quelli designati come esemplari di voucher e conservati come nuovo registro di localizzazione presso l'agenzia di gestione appropriata sono stati opportunamente sacrificati dopo la raccolta dei dati. La tabella 1 mostra le diverse caratteristiche morfologiche valutate e altri dati quantificabili che possono essere raccolti utilizzando questo protocollo 14,32,33,34,35,36.

Figura 1: Esempio di foglio dati che mostra i dati che potrebbero essere raccolti sul campo. I dati specifici raccolti varieranno in base agli obiettivi del progetto. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Foto da utilizzare come voucher. Scattare foto che servano come voucher dell'evento è essenziale ai fini della segnalazione. Le foto delle caratteristiche identificative distinte sono necessarie quando più specie condividono caratteristiche simili. Questo Anthidium maculifrons trovato in Florida può essere distinto dagli altri del genere in base al giallo sul suo scapo e sulla testa. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Posizionamento del foro nel sacchetto del campione richiudibile. Il posizionamento del foro nella busta del campione richiudibile può essere modificato per ottenere l'esposizione di parti specifiche del corpo di interesse per fotografie o campioni genetici. In questa foto composita, la testa dell'ape (A), l'addome e la zampa (C) sono esposti alla fotografia. Una volta che l'ape è confinata e non può muoversi, spesso si riposa e può essere posizionata per ottenere una macrofotografia. (D) Un campione genetico può essere prelevato anche quando l'ape si trova in queste posizioni. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: Sacco di raccolta con ape che mostra un angolo tagliato in diagonale. Se si desidera osservare da vicino la testa dell'ape, il taglio sull'angolo del sacchetto varierà di dimensioni in base alle dimensioni della testa dell'ape. Il polline e persino le secrezioni di nettare possono essere trovati nel sacchetto per la futura identificazione del polline. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 5: Immagini di un sacchetto per campioni richiudibile con api. Per evitare di essere punti durante la marcatura dell'ape, è possibile praticare un foro nel sacchetto e il torace (A) può essere posizionato sotto il foro. (B) A seconda delle dimensioni dell'ape, può anche essere marcata sull'addome. (C) In alternativa, l'ape può anche essere rilasciata dal foro d'angolo e compressa al torace per la marcatura. Questa tecnica può aumentare la possibilità di essere punti, ma sembra ridurre al minimo le sbavature della penna. La colorazione/numerazione univoca può essere utilizzata per distinguere tra gli individui. (D) I futuri campioni ricatturati possono essere fotografati rapidamente e facilmente attraverso il sacchetto del campione richiudibile e rilasciati. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Tabella 1: Caratteristiche morfologiche valutate utilizzando questo protocollo. I campioni possono anche essere manipolati per osservare e documentare numerosi tratti non rappresentati in questa tabella (ad esempio, forma di tergite/sternite, lunghezza complessiva, peso, numero di denti, venature alari, distanza intertegolare, ecc.). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Discussione

Questo protocollo delinea un metodo sul campo per la manipolazione e l'ispezione in sicurezza delle api rare con l'obiettivo finale di ottenere le informazioni desiderate sul campione non letale o sul voucher e di rilasciare in sicurezza gli individui focali in natura al punto di cattura originale. I vantaggi di questo protocollo rispetto ad altri metodi di raccolta, come l'uso di fiale, sono che il campione può essere confinato in modo sicuro per consentire un attento esame delle caratteristiche chiave e un'identificazione sicura, limitando i danni sia all'insetto che allo sperimentatore. Al contrario, come nel caso di altre metodologie^18,19, questo protocollo non richiede che il campione sia anestetizzato; Può essere campionato e rilasciato rapidamente con una manipolazione minima. I sacchetti per campioni richiudibili sono economici, facili da acquistare, leggeri, estremamente portatili e riciclabili, il che li rende un'ottima alternativa alle provette da centrifuga. Poiché mancano della rigidità di alcune alternative (ad esempio, tubi di falco o altri contenitori rigidi), è importante prestare particolare attenzione quando si maneggiano esemplari di insetti vivi. Se un intero esemplare deve essere preso come buono, metterlo in un recinto robusto ridurrà i potenziali danni al campione.

È utile per i ricercatori che utilizzano questo metodo avere esperienza nella manipolazione di api e/o altri insetti perché applicare troppa pressione sugli esemplari mentre sono nel sacco potrebbe causare lesioni o mortalità. Per acquisire maggiore esperienza nella gestione delle api, i ricercatori alle prime armi dovrebbero praticare questo protocollo utilizzando specie più comuni (ad esempio, le api mellifere). La pratica aiuterà a ridurre al minimo le lesioni o la mortalità per l'insetto. È importante notare che, a seconda del taxon focale, potrebbero esserci limitazioni a questa metodologia. Le dimensioni ridotte di taxa specifici possono richiedere l'uso di apparecchiature macrofotografiche più costose e specializzate e/o l'uso di microscopi da campo poiché le loro caratteristiche potrebbero non essere isolate e fotografate con i materiali elencati in questa procedura, più piccolo è il bersaglio, più difficile può essere ottenere immagini adeguate³⁷. Inoltre, nei casi in cui sono necessarie parti del corpo inaccessibili (ad esempio, lingua, genitali, ecc.), possono essere giustificati altri metodi di identificazione. I genitali sono tra i tratti diagnostici più informativi per gli insetti, che possono essere molto variabili tra le specie e in qualche modo stabili al loro interno^38,39. In questo caso, possono essere necessari metodi letali, come la dissezione. Tuttavia, per le specie difficili da identificare, l'uso di piccoli campioni genetici non letali può essere utilizzato per l'identificazione dopo la raccolta sul campo⁴⁰ e la metodologia qui descritta può essere utilizzata per raccogliere tali campioni. È inoltre in fase di sviluppo una modellizzazione statistica per aiutare ad associare l'imaging e il sequenziamento del DNA per l'identificazione degli insetti⁴¹.

Un altro limite della metodologia qui presentata riguarda la probabilità di essere punti durante l'esecuzione di questo protocollo, soprattutto quando si ha un foro nel sacco. Questo protocollo, tuttavia, riduce al minimo la probabilità di essere punti; Gli autori sono stati punti solo raramente attraverso i sacchetti dei campioni mentre maneggiavano i campioni. Va anche notato che alcune specie di api, coleotteri e vespe sono state in grado di tagliare i sacchetti usando le loro mandibole, quindi è necessario prestare attenzione nel determinare se questo approccio funzionerà per i taxa di interesse e, in questi casi, si raccomandano sacchetti di plastica più spessi o altre metodologie. In tutti i casi, gli utenti dovrebbero ridurre al minimo l'uso di plastica monouso e riciclarla quando possibile.

Il taxon focale per lo sviluppo di questo protocollo è stata l'ape calamintha blu, Osmia calaminthae (Hymenoptera: Megachilidae), che misura circa 10-11 mm in taglia³². Da quando hanno sviluppato questo metodo, gli autori lo hanno impiegato su una varietà di altri imenotteri di varie dimensioni, tra cui le specie più grandi di Bombus (Hymnenoptera: Apidae) e le specie di Caupolicana , C. electa e C. floridana (Hymenoptera: Colletidae). La Caupolicana electa può variare da 18-23 mm, mentre la C. floridana può variare da 16-18 mm³³. Per ridurre al minimo gli impatti negativi sulle specie a rischio, in pericolo o elencate, si consiglia di provarlo prima su surrogati strettamente correlati e/o comuni per aiutare ad acquisire esperienza e sviluppare competenza. L'esoscheletro delle api e di altri insetti può variare e gli esemplari meno robusti devono essere trattati con cura. In situazioni in cui si studiano corpi di insetti più piccoli o più morbidi, questa metodologia potrebbe non essere sufficiente. Gli utenti devono determinare quali parti di questa metodologia saranno appropriate per il loro taxon focale.

Oltre all'obiettivo primario di confinare gli organismi raccolti sul campo per l'identificazione, questo protocollo può essere modificato per svolgere vari compiti di ricerca per i quali le api devono essere confinate in sicurezza. Ad esempio, gli organismi possono essere pesati sul campo mentre si trovano nei sacchetti per campioni richiudibili. I ricercatori possono anche effettuare varie misurazioni di esemplari utilizzando calibri mentre l'insetto è vincolato. Ad esempio, la stima della capacità di homing delle api può essere effettuata utilizzando la taglia corporea⁴²; La nostra metodologia potrebbe aiutare ad acquisire dati che faciliterebbero tale stima. Allo stesso modo, invece di utilizzare calibri, i ricercatori possono posizionare e fotografare un righello/barra di scala e/o una cartella colori direttamente dietro il campione per misurare le caratteristiche morfologiche chiave durante l'elaborazione delle immagini in un secondo momento. Le future applicazioni di questo metodo potrebbero sfruttare i progressi nell'intelligenza artificiale e nell'apprendimento automatico. L'identificazione, sia sul campo che in laboratorio, potrebbe essere semplificata utilizzando dispositivi intelligenti, riducendo così al minimo i tempi di manipolazione e lo stress sui campioni.

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
30x 60x illuminated jewelers eye loupe magnifier	JARLINK		Hand lens (if necessary) for observing diagnostic characteristics
Aerial hand net
Bleech in wash bottle			Only needed for non-lethal genetic sampling
Blunt-tip kids scissors	Fiskar		Blunt-tip scissors are beneficial because they can safely be kept in pockets
Ethanol in wash bottle			Only needed for non-lethal genetic sampling
FD-1 flash diffuser	Olympus		Flash Diffuser to illuminate specimen while taking voucher photos
Field clipboard
Field cooler
Fine forceps
Fine point oil-based paint marker set	Sharpie		Pens to mark bees
Kimwipes	Kimtech
Microcentrifuge tubes			Only needed for non-lethal genetic sampling
Resealable sample bag	Amazon		Dependent on specimen of interest. We prefer 50.8 mm x 76.2 mm or 50.8 mm x 50.8 mm  - Edvision 2" x 3" Plastic Bags, 200 Count 2 Mil Transparent Resealable Zipper Poly Bags, Reclosable Storage Bags for Jewelry Supplies, Beads, Screws, Small Items  - Soft 'N Style 500 Count Resealable Zipper Poly Bags, 2 by 2-Inch, 50mm by 50mm, Clear
Stainless steel iris dissecting scissors			More precise than blunt-tipped scissors.  Should be kept in a secure location.
TG-7 or similar camera	Olympus		Camera with macro setting to take voucher photos