Iniziare aggiungendo un millilitro di inoculo batterico a ciascun pozzetto di una piastra sterile in polistirene a 12 pozzetti. Incubare la piastra a 25 gradi Celsius per 24 ore. Quindi, rimuovere il surnatante utilizzando una pipetta.
Aggiungere con cautela 1,5 millilitri di soluzione salina sterile tamponata con fosfato o PBS in ciascun pozzetto e, di nuovo, rimuovere il surnatante con la pipetta. Dopo aver aggiunto ancora una volta un millilitro di PBS sterile a ciascun pozzetto, utilizzare raschietti per celle montati per raschiare via le superfici del fondo e delle pareti dei pozzetti. Trasferire la sospensione cellulare raccolta in una provetta di plastica sterile contrassegnata come 10 a quella negativa contenente nove millilitri di soluzione fisiologica e da 10 a 20 perle di vetro.
Vorticare il tubo per 60 secondi alla massima velocità. Successivamente, eseguire una diluizione seriale decuplicata trasferendo un millilitro della sospensione cellulare dalla provetta precedente a un'altra provetta sterile contrassegnata con 10 al due negativo contenente nove millilitri di soluzione salina. Continuare questo processo di diluizione seriale fino al tubo 10 fino al sette negativo.
Distribuire 100 microlitri da ciascuna diluizione su piastre di agar acinetobacter separate. Incubare le piastre di agar a 30 gradi Celsius per 24-42 ore. Quindi contare manualmente il numero di colonie rosse tipiche su ogni piatto, considerando quelle comprese nell'intervallo compreso tra 10 e 250.
Tutti gli isolati di acinetobacter, ad eccezione di A.bouvetii, avevano cellule equivalenti a sette-otto log CFU per pozzetto nei loro biofilm. Mentre A.bouvetii aveva un numero di cellule molto più basso a 4,4 Log CFU.
