Per iniziare, pipettare 80 microlitri di cellule di E.coli trasformate in una fiala. Pipettare 20 microlitri di tampone di caricamento Laemmli SDS quattro volte nel flaconcino. Far bollire la sospensione a 100 gradi Celsius per 10 minuti in un blocco riscaldante.
Quindi caricare 10 microlitri del campione su un gel SDS prefabbricato. Elettroforesi del gel a temperatura ambiente per un'ora a 120 volt in tampone di funzionamento SDS. Una volta completata l'elettroforesi, colorare il gel con la colorazione di Coomassie per un'ora.
Decolorare il gel in un tampone decolorante contenente il 50% di metanolo e il 10% di acido acetico in acqua distillata per due ore. Posizionare il gel in un sistema di imaging del gel per visualizzare le bande proteiche. Successivamente, trasferire le proteine del gel SDS su una membrana di nitrocellulosa.
Lavare tre volte la membrana di nitrocellulosa nel tampone di lavaggio. Trasferire la membrana al 5% di latte scremato contenente anticorpi diluiti in un rapporto di uno a 2.000. Incubare la membrana con gli anticorpi a quattro gradi Celsius agitando a 60 RPM per un'ora.
Successivamente, lavare la membrana di nitrocellulosa nel tampone TBS per interpolazione tre volte per 15 minuti ciascuna per rimuovere eventuali anticorpi non legati in modo specifico. Ora trasferisci la membrana in un piatto con l'anticorpo secondario. Incubare la membrana a quattro gradi Celsius agitando a 60 RPM per un'ora.
Dopo aver lavato la membrana come prima, utilizzare un reagente di rilevamento della chemiluminescenza potenziato per risolvere le bande. Visualizza le bande utilizzando un gel imager.