Sono stati messi a punto modelli animali ex vivo e in vivo per lo studio di lesioni corneali meccaniche e chimiche. La tecnica fornisce una piattaforma facilmente costruibile per i ricercatori per studiare le lesioni meccaniche e chimiche della cornea. Per creare una ferita epiteliale corneale murina, contrassegnare la cornea centrale del topo anestetizzato usando un pugno bioptico cutaneo per confermare un'area ben circoscritta e ben misurabile della ferita.
Rientrare delicatamente il punzone sulla cornea centrale per lasciare un segno circolare Sbrigliare l'epitelio corneale fino allo strato di Bowman utilizzando un dispositivo di rimozione dell'anello di ruggine corneale portatile con una bava di 0,5 millimetri assicurandosi di non danneggiare lo strato di Bowman. Rimuovere i tessuti residui sciolti nel margine della ferita con una pinza corneale. Confermare l'area di sbrigliamento con colorazione fluorescente mettendo una goccia di soluzione salina normale su una carta di fluoresceina per sciogliere la fluoresceina e quindi posizionando la goccia contenente fluoresceina sul difetto epiteliale murino per visualizzarlo sotto luce blu cobalto.
Procedere con la coltura ex vivo del modello murino di ferita da abrasione corneale premendo delicatamente sui bordi orbitali superiori e inferiori dei topi eutanizzati per spingere fuori il bulbo oculare. Introdurre la punta delle forbici corneali chiuse nello spazio retrobulbare lungo la parete orbitale inferiore assicurandosi di non penetrare nel bulbo oculare. Tenere fermo il bulbo oculare con una pinza corneale da 0,3 millimetri e quindi tagliare il nervo ottico e il tessuto molle periorbitale con le forbici corneali per isolare il bulbo oculare.
Per la coltura ex vivo dei bulbi oculari murini, preparare una piastra a 48 pozzetti con cera fusa all'interno del pozzetto e attendere la solidificazione, quindi con la punta della pinza congiuntiva, creare un foro rotondo sulla superficie della cera solidificata per ospitare i bulbi oculari. Posizionare i bulbi oculari raccolti direttamente sulla piastra a 48 pozzetti con fondi e pareti laterali ricoperti di cera per stabilire la stabilizzazione. Coltura dei bulbi oculari con DMEM contenente siero bovino fetale all'1% con o senza antibiotici a seconda dello scopo dello studio.
Immergere la superficie oculare con il terreno di coltura senza far galleggiare il bulbo oculare e documentare il corso della guarigione delle ferite mediante colorazione con fluoresceina e raccolta di fotografie con una fotocamera digitale sotto luce blu cobalto. Per indurre una lesione da ustione alcalina, posizionare una carta da filtro circolare con un diametro di 8 millimetri in una capsula di Petri. Utilizzando un contagocce, aggiungere 0,5 idrossido di sodio normale nella capsula di Petri per immergere le carte da filtro e drenare la soluzione in eccesso dalla carta da filtro prima di posizionarle sulla cornea di coniglio anestetizzata.
Dopo aver aperto le palpebre con uno speculum palpebrale, assicurarsi che la membrana nittitante del coniglio non interferisca con l'inserimento della carta da filtro e posizionare la carta da filtro imbevuta di alcali sulla cornea centrale per 30 secondi. Rimuovere la carta da filtro e sciacquare la superficie oculare con 10 millilitri di soluzione salina normale per lavare il materiale alcalino. Per completare il difetto corneale, debridere l'epitelio corneale all'interno dell'area opacizzata fino alla membrana di Bowman utilizzando un dispositivo di rimozione dell'anello di ruggine corneale.
Confermare l'area di sbrigliamento con colorazione di fluoresceina sotto la luce blu cobalto e rimuovere l'epitelio corneale residuo utilizzando una pinza corneale. Per garantire la condizione della ferita con tarsorrafia, confermare che la membrana nittitante copre uniformemente la superficie oculare e il difetto epiteliale corneale sul lato nasale. Eseguire una tarsorrafia temporanea con o senza agenti topici utilizzando una sutura 6-0 per proteggere la superficie oculare e per evitare che il coniglio la graffi, assicurarsi che la sutura per la tarsorrafia sia a 3 o 4 millimetri dai margini superiori e inferiori della palpebra con quattro o cinque lacci e nodi più lunghi per evitare che il coniglio rompa le suture.
Nel modello di guarigione ex vivo della ferita dell'epitelio corneale di topo, l'area corneale centrale leggermente depressa con colorazione di fluoresceina positiva è stata osservata nei due millimetri centrali dopo lo sbrigliamento in vivo dell'epitelio corneale del topo. La coltura ex vivo dei bulbi oculari murini fissati su una piastra di coltura a 48 pozzetti rivestita di cera è stata esaminata e documentata quotidianamente all'interno di una piastra di coltura a 48 pozzetti al microscopio stereo. Un giorno dopo aver discusso l'epitelio corneale murino, un difetto epiteliale circolare colorato con fluoresceina di 2 millimetri di diametro è stato rivelato in fotografie digitali ottenute sotto luce blu cobalto.
Dopo aver creato una lesione alcalina all'epitelio corneale del coniglio, è stata osservata una colorazione positiva con fluoresceina con o senza luce blu cobalto sulla cornea centrale con un margine circolare chiaro e completo. La riepitelizzazione della ferita epiteliale corneale con crescita del panno è stata osservata dal limbus. I passaggi più importanti sono le procedure per creare difetti lisci e persino epiteliali sulle superfici corneali di topo e coniglio.
Nuove terapie mediche e chirurgiche possono essere testate su queste piattaforme. L'effetto della riepitelizzazione può essere monitorato dopo le procedure. La neovascolarizzazione corneale e l'opacità dopo la lesione in questo protocollo sarebbero un bisogno insoddisfatto per ulteriori ricerche.
