JoVE Logo
著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

このプロトコルは、培養中のVX2細胞を増殖させ、ウサギの後精膜リンパ節転移を伴う子宮内膜癌の直腸VX2モデルを作成する標準化された方法を提示する。オルトトピック子宮内膜癌モデルは、リンパ節転移の診断のための新規イメージングモダリティの前臨床研究にとって重要である。

要約

子宮内膜癌は、北米で最も一般的な婦人科悪性腫瘍であり、発生率は世界的に上昇しています。治療は、リンパ節摘出術によって決定されるリンパ節関与に応じてアジュバント療法の有無にかかわらず外科手術からなる。リンパ節切診は、多くの患者で治療上の利益を有することが示されていない罹患性の処置であり、したがって、リンパ節転移を診断する新しい方法が必要である。新しいイメージング剤を試験するには、後米泌性リンパ節転移を伴う子宮内膜癌の信頼性の高いモデルが必要である。VX2子宮内膜癌モデルは、文献に頻繁に記載されています。しかし、モデル確立の方法に関しては大きなばらつきが存在する。さらに、生体内で伝播した細胞のみが以前に使用されていたため、このモデルを作成するために培養されたVX2細胞の使用に関する研究は報告されていません。本明細行では、VX2子宮内膜癌モデルの確立のための標準化された外科的方法および術後モニタリング方法を提示し、このモデルを作成するための培養VX2細胞の最初の使用について報告する。

概要

子宮内膜癌、または子宮の内層の癌は、世界で2番目に一般的な婦人科悪性腫瘍であり、先進国で最も一般的な悪性腫瘍1である。子宮内膜癌の発生率は着実に増加しており、2005年から2013年の間に年間2.3%増加し、死亡率1、2、3の死亡率は2.2%増加した。リンパ節転移の診断は、陽性リンパ節の存在が生存4、5、6、7の強い陰性予測変数であり、投与を導くことができるので最も重要であるアジュバント療法8,9,10,11,12,13.リンパ節転移は現在、骨盤および腹部の主要な血管を覆うリンパ組織を外科的に除去することによって診断される。リンパ節切除術として知られるこの手順は、2つの大きな試験14、15、16、17、18および既知の生存データの競合のために論争を呼んでいる。術中15、19、20および術後の罹患率21、22、23のリスク。現在の非侵襲的なイメージングモダリティは、リンパ節解剖24を置き換えるために必要な感度および特異性を有していないため、新しい画像診断技術を開発するプッシュがあった。これらの新しい技術を前臨床設定で試験するには、後食後リンパ節転移を伴う子宮内膜癌の信頼性の高いモデルが必要である。

ウサギVX2腫瘍モデルは、肺26、頭頸部27、28、肝臓29、腎臓30を含む複数のヒト固形臓器腫瘍25を研究するために広く使用されている確立されたモデルです。骨31、32、脳33、膵臓34および子宮35、36、37。VX2モデルはもともと1933 39でShopeによって発見された綿のウサギのパピローマウイルスを移植することに成功したキッドとルース38によって1940年に開発されました。それ以来、VX2モデルは生体内で維持されており、ホワイトニュージーランドウサギ40の四頭筋の連続通路を必要としています。しかし、より最近では、複数の群がインビトロ40、41、42でVX2細胞を正常に増殖させ、培養した細胞株31の保持腫瘍性を実証した。42、43。VX2腫瘍は、組織学的に異形成性扁平上皮癌44として定義され、腺癌26に似た腺特徴を含有する。腫瘍は、移植の容易さ、急速な成長および高血管性44、45および確実に転移し、最も一般的に局所および遠隔リンパ節45に特徴付ける。子宮血管およびリンパ切除術46および直腸成長部位の類似性は、ウサギVX2癌の転移パターンがヒト子宮内膜癌の転移パターンを模倣することを保証し、VX2モデルはヒトを研究するための信頼できるモデルを作る転移性疾患。さらに、異常な微小血管増殖47、ならびに免疫学的類似性49、ヒトとウサギの間の50などの組織学的特徴は、腫瘍を示唆する微小環境はヒト子宮内膜癌のそれを反映する可能性がある。

複数のグループは、成功率が高い後膜転移を伴う子宮内膜癌のモデルを作成するためにVX2の使用について報告しています36,51,52;しかし、モデル作成の方法に関しては、現在の文献内に大きなばらつきが存在する。細胞懸濁量は4 x 105細胞/子宮角51と高く5 x 109細胞/子宮角37、53は、必要なVX2細胞用量に関する標準的なコンセンサスなしで報告されている。また、子宮筋膜36への腫瘍の微小外科的移植、VX2細胞懸濁液の注射37、44、52を含む様々な接種方法が報告されている。,53および場合によっては、接種前の子宮角縫合の添加52.最後に、培養された VX2 セルを使用してこのモデルを作成したグループは報告されていません。したがって、本研究の目的は、VX2モデル作成の標準化された方法を実証し、培養されたVX2細胞の最初の使用を報告し、ウサギの後腹部転移を伴う子宮内膜癌のモデルを作成することである。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

プロトコル

深い腹壁閉鎖:腹膜切開の頂点を特定し、組織鉗子で腹膜、直腸筋および筋膜をつかむ。すべての動物研究は、大学保健ネットワークの動物資源センター(ARC)承認施設で行われ、承認された動物の使用とケアプロトコル(AUP#3994/#4299)に従って行われました。VX2細胞株は、大学ヘルスネットワークのアケン博士の研究室から得られた。

1. インビトロVX2セルラインの作成

  1. ウサギの四頭筋からVX2腫瘍を収穫し、マウス脇腹の成長を促進する。
    1. 凍結したVX2腫瘍ブロック(1cm x 1cm)を解凍し、メスブレードを使用して培養プレート上のミンチを70 μmフィルターを介して、ハンクスバランス塩溶液(HBSS)を少量ずつ加え、すべての細胞が1mLの最終容積に対して歪んでいることを確認します。
    2. 細胞を数え、0.9%リン酸緩衝生理食液を1 x 107/mLの濃度に希釈し、無菌チューブに氷の上に置きます。
      注:腫瘍ブロックは、ウサギ四頭筋におけるVX2腫瘍の以前の伝播からラボの共同研究者から得られた。
    3. 2-5%吸入イソフルランで雌白いニュージーランドウサギ(重量2.5〜3.5kg)を麻酔し、注射部位の上に毛皮を取り除き、ポビドネヨウ素溶液で注射部位を浄化する。ウサギの四頭筋に500μLのVX2細胞懸濁液(5 x 106細胞/mL)を注入する。10日目から腫瘍の増殖を臨床的に検査する。
    4. 腫瘍が直径1〜1.5cm(キャリパーで外部で測定)に達した後、獣医承認法を使用してウサギを安楽死させる。心拍数や呼吸数などのバイタルサインを確認して安楽死を確認します。ベタジン溶液で領域を洗浄した後、無菌器具を使用して腫瘍を物品税抜き。
    5. 滅菌器具を使用した生物学的安全キャビネットでは、メスブレードを使用して10cmの組織培養皿に腫瘍を小片(0.2cm)にミンチします。ステップ1.1.1に記載されているように、HBSSの1 mLを使用して70 μmセルストレーナーを通して腫瘍断片を渡します。0.9%の生理生理液を用いて細胞を数え、希釈し、200μLで7.5 x 105細胞を得る。
    6. 1L/minで4%のイゾフランを用いて雄のNODの性腺ガンママウス(重量25g)を麻酔し、2%のイゾフランを用いて麻酔を維持する。マウスが麻酔されると、ステップ1.1.5から27ゲージ針を使用してマウス側の皮下組織に溶液の200 μLを注入する。
  2. インビトロでのVX2細胞の収穫と通過
    1. 腫瘍がキャリパーを使用して直径1cmに達するまで、異種移植片の成長を週2回臨床的に監視する。
    2. CO2室に入れたり、4%のイソルランガスで麻酔した後に子宮頸部脱臼を行ってマウスを安楽死させる。生物学的安全キャビネット内の無菌条件下で腫瘍を物品税抜き。
    3. ダルベッコの改変イーグルミディアム(DMEM)/ハムのF12+10%胎児ウシ血清(FBS)メディアの3 mLを含む6cm組織培養皿で1〜2ミリメートルの部分にメスを持つミンチ腫瘍。
    4. 細胞が腫瘍片から成長し始めるまで、5%CO2で37°Cインキュベーターで腫瘍断片を乱さなままにします。その後、細胞合流のための光顕微鏡検査によって毎日培養プレートをチェックします。70%の合流度に達すると、フラスコに0.05%トリプシンの1 mLを加え、37°Cインキュベーターに5分間戻して細胞をトリプシン化します。
    5. DMEM/HamのF12 +10%FBS培地の6 mLでトリプシンを中和し、300 x gで5分間4°Cで細胞と遠心分離機を集める。新しいDMEM/ハムのF12 + 10%FBSメディアの3.5 mLで上清を取り除き、ペレットを再サスペンドします。種子新鮮な6cmコラーゲンIは、約50%の細胞播種密度を達成するために、プレートあたり1.6 x 106細胞でプレートをコーティングしました。
      注:50%の細胞密度は、取り付けられたときにプレートの表面積の50%を占める細胞を指します。
    6. 早期通過:細胞が5回通過するまで上記のプロセス(トリプシン化、播種)を繰り返し、定量的PCRアッセイを用いてPCRで細胞株の純度を評価し、ウサギゲノムDNAとマウスゲノムDNAを区別します(ステップ1.3.1-1.3.4を参照)。
      注:8回の通過後、細胞は、非コラーゲンコーティングされた定期的な付着組織培養プレート上に伝播することができる。
    7. DMEM/HAM F12+30% FBS+10%DMSOの細胞の凝://トリプシン化および凍結は、バイアル当たり2 x 106の濃度で。実験に必要になるまで液体窒素中に細胞を貯蔵する。
  3. 生存細胞のVX2起源の確認:
    1. 精製されたゲノムマウスとウサギのDNAから標準的な治療法を作成します(ステップ1.3.2とステップ1.3.3)。LINE-1レトロトランスポゾン要素の2番目の開いた読み取りフレーム内で種固有の配列をターゲットとするプライマーを使用します。
      注:CRPV E6のプライマー配列は次のとおりです: 5'- GATCCTGGCACCCAAGTGAND 5'-CCTGCCGGTCCGGATTTT.LINE-1レトロトランスポゾン要素を使用しました。ウサギのLINE-1のプライマーシーケンスは、5'-TCAGGAACCCCAAAATGCと5'-TTTGTTTTTTGGAATGTのプライマーシーケンスは、マウスLINE-1のプライマーシーケンスです:5'-AATGGAAAGAAGAATTGGTTTTGAATGG
    2. CRPV E6の標準曲線を作成するには、メーカーのプロトコルに従って市販キットを使用してVX2腫瘍細胞リサート(ステップ1.1.1)を精製します。市販のアッセイを使用してこのDNAを定量します。低 EDTA-TE バッファーで、225 pg/μL から 0.925 pg/μL までの 6 つのシリアル希釈を実行します。マウスゲノムDNAの標準曲線を作成するには、低EDTA-TEバッファーで100μgの市販マウスゲノムDNAを125 pg/μLから0.0125 pg/μLまで5希釈して希釈します。
    3. ステップ1.3.2のサンプルから各希釈液から4 μLをウェルに入れ、PCRサーモサイクラーでサンプルを実行します。各実行の Cq 値と井戸ごとの DNA 量を使用して、サーモサイクラー ソフトウェアの自動しきい値設定を使用して標準曲線を計算します。
    4. サーモサイクラーで2ステップサイクリング(98°C、60°C)の40サイクルでPCRを実行するには、標準のqPCR手順を使用します。しきい値を設定し、デルタ Ct 値を >35 に設定して、ウサギ VX2 セルライン内のマウスの汚染を最小限に抑えます。各反応の総体積は10μLで、2x Mastermixの5μL、250nMでの反応における最終プライマー濃度を有するフォワード+リバースプライマーの1μL、および4μLのDNAサンプルからなる。
      注:PCRの実行の詳細については、リファレンス54、55を参照してください。しきい値が設定され、デルタ Ct 値は >35 に設定され、ウサギ VX2 セルライン内のマウスの汚染が最小限に抑えられます。qPCRによる信頼性の高い検出のためのVX2 DNAの推奨レベルは1-10 pgです。

2. VX2細胞培養と細胞懸濁液の作成

  1. VX2細胞を含むバイアルを37°Cの水浴中で1分間凍結し、10mLの培養培地(1:1 DMEM/F-12+10%FBSおよび1%ペニシリン連鎖虫シン)を有する円錐遠心管に細胞を移す。107 x gで8分間遠心分離機を、上清を廃棄し、9mLの培体で細胞ペレットを再懸濁させる。
  2. 再懸濁細胞を大きな培養フラスコに移す。37°Cで振らずに細胞をインキュベートします。光顕微鏡を使用して合流のために毎日細胞をチェックし、3日ごとに培養培養培養剤を変更します。
  3. 注入のための培養VX2細胞懸濁液の作成
    1. 細胞が80%の合流に達したらフラスコに0.25%トリプシンの3 mLを加えて細胞をトリプシン化する。フラスコをインキュベーター(37°C)に5分間置き、円錐遠心管と遠心分離機に溶液を107 x gで8分間移し、上清を取り除きます。
    2. 細胞ペレットを9mLのリン酸緩衝生理食液で3回洗浄し、遠心分離機を使用し、上記のように上清を除去する。細胞を数え、0.9%リン酸緩衝生理食液を4 x 107細胞/mLの濃度に希釈し、氷上の無菌円錐遠心管に置きます。
  4. インビボ伝播VX2細胞サスペンションのインクリファクション
    1. 凍結VX2腫瘍ブロック(1cm x 1 cm)を解凍し、メスブレードを使用して培養プレート上にミンチを塗り、ステップ1.1.1のように70 μmフィルターを通してひずみ。少量のHBSSを順次追加して、すべてのセルが1 mLの最終体積に対して緊張していることを確認します。細胞を数え、0.9%リン酸緩衝生理食生を1 x107/mLの濃度に希釈し、無菌チューブに氷の上に置きます。
      注:腫瘍ブロックは、ウサギ四頭筋におけるVX2腫瘍の以前の伝播からラボの共同研究者から得られた。

3. 外科モデルの確立

  1. 外科麻酔と術前準備の確立
    1. プレメディケト女性白ニュージーランドウサギ(2.5-3.5 kg)アセプロマジン(1mg/kg IM)とメロキシカム(0.2 mg/kg SQ)の注射を使用して計画された外科的処置の前に1時間。2-5%吸入イソフルランで雌白いニュージーランドウサギ(重量2.5〜3.5kg)を麻酔し、注射部位の上に毛皮を取り除き、ポビドネヨウ素溶液で注射部位を浄化する。
    2. 喉頭マスク気道(LMA)を用いて麻酔を行い、テープで固定し、吸入したイソファラン用量を2〜5%の間で刺激することにより深い麻酔を維持する。バイタルサイン(呼吸数、毛細血管詰め物、酸素飽和度(可能な場合は酸素飽和度)をチェックし、痛み(運動、刺激からの撤退、騒音)または光の兆候を監視することによって、手順全体を通して定期的に外科的麻酔を監視します。麻酔(動き、LMAチューブを噛む)。
      注:これは、外科麻酔を監視する経験を持つ誰かによって行われるべきです。
    3. 22ゲージの耳静脈カテーテルを限界後部静脈に置きます。セファゾリン(20mg/kg)を外科的皮膚切開の10分前に静脈内投与する。
    4. 手術台にウサギを置く前に骨盤と腹部の上に毛をクリップし、手術台の後の後の位置にウサギを置きます。3段階の外科的皮膚準備(ベタジン石鹸、クロルヘキシジン溶液、ベタジン溶液)を使用して外科場をきれいにする。恥骨の上部を陸上にマーキングした後、開腹術のドレープで外科場をドレープし、下腹部の5cm x 5cmの領域を露出させたままにする。
  2. 開腹切開の作成と子宮角の同定
    1. 外科用キャップとフェイスマスクを着用してください。クロルヘキシジンまたはベタジン外科スクラブ溶液を使用して手をスクラブします。滅菌技術を使用して、生殖不能のガウンおよび無菌の外科手袋を置く。
    2. #11枚のメスを使用して、ウサギの腹部の皮膚および皮下組織を通して交感神経に2.5cmの長さの切開1cmの頭蓋骨を作る。直腸筋膜を切開し、直腸筋を横に解剖して下腹膜を露出させる。下面が腸や他の腹部の器官からはっきりしていることを確認した後、腹膜を鋭く入力します。
    3. 尿膀胱を識別し、手袋をした指を優れた後部および横に膀胱の頂点の上に広げ、子宮角を見つける。
      注:必要に応じて、完全な膀胱はデジタル圧力を使用して空にすることができる。見つかったら、腹の切開を通して子宮角を持って腹壁に休ませる。
    4. 3-0編組吸収性縫合糸を用いて、各子宮角約1.5〜2.0cm遠位の単一縫合ライゲーションを行う。縫合糸を子宮動脈に中間に置き、各角の側面に沿って走ります。縫合糸をぴったりと結び、遠位の子宮角を塞ぐ(図1)。
  3. ミオメトルーシアVX2接種
    1. 27ゲージの針を使用して、以前に調製したVX2細胞懸濁液の0.5 mLを、ステップ2.3.2(培養VX2モデル用)または2.4(生体内伝播VX2モデル用)から縫合部位に近似する各子宮角のミオメリウムに注入する(縫合部位部位間)。と子宮頸部)。1分以上注入し、細胞が基礎となる子宮腔に注入されていないことを確認します。吸入イソファルランを用いて動物を麻酔する(2-5%)ベイン回路を備えた麻酔機。
    2. 細胞の漏出を最小限に抑えるために、注射後30sのミオメト膜注射部位に圧力を加えます。注射部位と縫合部位に間代焼を検査し、子宮角を腹部に戻す。
  4. 外科的切開を閉じる
    1. 深い腹壁閉鎖:腹膜切開の頂点を特定し、組織鉗子で腹膜、直腸筋および筋膜をつかむ。
      1. これを行うには、切開部の一方の側に表面的に縫合し、もう一方の側に表面的に深く縫合することによって、切開部の一方の頂点に縫合を固定します。結び目を結ぶ。付属の縫合糸を使用して、腹壁の層を通して切開部に垂直に走るステッチを、切開部に沿って段階的に作業します。縫合糸を結んで切る。
    2. 表在性腹壁閉鎖:皮膚切開の頂点を特定し、埋もれた皮下3-0吸収性ポリフィラメント縫合糸を使用して腹部皮膚を縫合する。皮膚の端に反対するために閉鎖された切開に外科接着剤を適用する。
      1. これを行うには、切開部の一方の頂点に縫合糸を固定し、切開部の一方の側に深く縫合し、もう一方の側に表面的に縫合する。結び目を結ぶ。付属の縫合糸を使用して、切開部に沿って段階的に作業する真皮層に平行にステッチを並べて、切開部に沿って段階的に並べてステッチを行います。縫合糸を結んで切る。
  5. 術後ケア
    1. 麻酔からの目覚め:切開が閉じたらイソファランをオフにし、目覚めの兆候を監視しながら、ウサギにマスクで酸素を呼吸させる(例えば、自発的な動き、目の開口部、喉頭マスク気道の咀嚼運動)。これらの兆候が指摘されたらウサギを吐き出し、ウサギが警戒し、独立して座ることができるまで、マスクと暖かい毛布で酸素を提供します。
    2. 術後のモニタリング:ウサギを1日2回4日間、手術後10日間毎日監視します。彼らの一般的な状態、彼らの食べ物と水の摂取量、尿と大腿骨の出力、痛み評価、体重、バイタルサイン(心拍数、呼吸数)および腫れ、紅斑、排出または脱骨を探してそれらの外科的部位を評価する。
    3. 術後疼痛コントロール:術後48時間のメロキシカムを毎日(0.2mg/kg SQ)投与し、必要に応じて疼痛評価に基づいて投与する。ブプレノルフィンを直ちに術後に投与し、12時間毎に24時間(0.01-0.05 mg/kg SQ)を投与し、痛みの評価に基づいて必要に応じて
    4. 抗生物質(エンロフロキサシン5mg/kg IM)は、あなたの獣医によって推奨される創傷感染を防ぐために、術後7日間毎日投与することができる。脱水やソフト食品やその他の栄養補助食品に必要な1日2回皮下液(SQの15 mL)を投与し、減量のために必要に応じて毎日提供されます。

4. 腫瘍増殖モニタリング

  1. 臨床モニタリング:術後14日目から腫瘍増殖の臨床徴候を2日ごとにモニタリングする。腫瘍の成長の臨床徴候は、経口摂取の減少、無気力、腹部の圧痛、触知可能な腹部の塊およびセコトロフィーの喪失を含むことができる。
  2. イメージングと侵襲的な監視
    1. CTイメージング:術後21~28日目に、3.1.1-3.1.2で前述したように、プレメディカット、麻酔、および挿管ウサギ。前臨床CTスキャナで背面位置にウサギを配置し、静脈内イオヘキソール造影剤の10 mLを投与した後、骨盤および腹部の画像を得る。
    2. 外科的モニタリング:全身麻酔下でウサギをイメージング後に手術室に移す。ステップ3.1.4で前述したようにウサギの位置、準備及びドレープを行い、前の切開を通して約1.5cmの長さの開腹切開を繰り返す。と子宮角を識別し、腫瘍を慎重に調べます。切開を閉じ、前述の手順 3.5.2-3.5.4 で説明したように、術後ケアを提供します。
    3. ウサギモデルの使用:ウサギが外科的モニタリング時に腫瘍を持つことが判明した場合は、計画実験のためにウサギの子宮内膜癌モデルを使用してください。生体内で作成されたウサギを接種後4週間の追加実験に使用し、接種後約5~6週間で培養VX2細胞から作成したウサギモデルを使用して、腫瘍の増殖が遅くなることを説明します。腫瘍が直径1〜1.5cm(キャリパーで外部で測定)に達した後、獣医承認法を使用してウサギを安楽死させる。心拍数や呼吸数などのバイタルサインを確認して安楽死を確認します。ベタジン溶液で領域を洗浄した後、無菌器具を使用して腫瘍を物品税抜き。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

結果

子宮内膜癌モデルの作成には28匹のウサギが使用された。ウサギの平均体重は2.83kg(2.71~3.58kg)でした。子宮腫瘍は21匹のウサギで正常に成長し、全体的なモデル成功率は75%であった。プロトコルに子宮縫合を含める前に、成功率は子宮縫合が加えられた後の81%と比較して57%であった。子宮縫合は、最初の低モデル成功率に応答して7番目のウサギの後にプロトコ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

ディスカッション

本明細損では、VX2子宮内膜癌モデルの確立のための標準化された外科的方法を報告し、このモデルを作成するために培養されたVX2細胞の最初の使用について報告した。75%の腫瘍摂取率は、以前に文献35、37、53、56で報告された100%の率よりも低い。しかしながら、病理学的に確認されたリンパ節転?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

開示事項

著者は何も開示していない。

謝辞

この研究は、テリー・フォックス研究所(PPG#1075)、カナダ健康研究所(財団助成金#154326)、カナダ癌学会研究所(704718)、カナダ自然科学工学研究評議会、カナダ自然科学工学研究評議会によって資金提供されました。ガナダイノベーション財団とプリンセスマーガレット癌財団。

初期VX2モデルと凍結VX2腫瘍ブロックの確立のための初期VX2細胞を提供してくれたマルゲライト・アケンズ博士に感謝します。最初のVX2細胞培養実験を行い、VX2細胞培養を支援してくれたリリ・ディンに感謝します。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
11-blade scalpel, Sterile, DisposibleAspen Surgical (VWR)80094-086
22-gague ear vein catheterCDMV14332
3-0 absorbable poly-filament suture (Polysorb)Covidien356718
3-0 braided absorbable suture (Polysorb)Covidien356718
70uM cell strainer, Individually wrapped, NylonFalcon352350
Acepromazine (Atravet)CDMV1047
Betadine soap (Poviodone iodine 7.5%)CDMV4363
Betadine solution (Poviodone iodine 10%)UHN Stores457955
BuprenorphineMcGill University
CefazolinUHN in-patient pharmacyNo Cat # Needed
Chlorhexidine solutionCDMV119872
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 100mm dishesCorning354450brand not important
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 24-well platesCorning354408brand not important
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 6-well platesCorning354400brand not important
Corning Matrigel Basement Membrane Matrix, *LDEV-free, 10 mLCorning354234
DMEM/HAM F12 1:1Life Technologies11320brand not important
DMSOCaledon Lab Chem1/10/4100
Enrofloxacin (Baytril injectable)CDMV11242
Falcon TubeCorning Centri-Star430828
Fetal Bovine Serum, Qualified, Canadian Origin, 500mlLife Technologies12483020brand/source not important
IsofluraneUHN in-patient pharmacyNo Cat # Needed
Isohexol contrastGE Healthcare407141210
Meloxicam (Metacam 0.5%)CDMV104674
Normal SalineHouse Brand (UofT Medstore)1011
PBSMulticell or Sigma331-010-CL or D8537-500mL
Penicillin/Streptomycin (100mL; 10000U Penicillin, 10000ug Streptomycin)Corning-CellgroCA45000-652
Sterile Hanks Balanced Salt Solution (-Ca++, -Mg++, -Phenol Red)T.C.M.F (Dr Bristow)28-Jan-11
Surgical Glue (Tissue Adhesive)3M Vetbond14695B
Trypsin (0.25%), Proteomics GradeSigmaT-6567-5X20UG
Trypsin-EDTA, 0.05%, 100mlWisent Inc325-542-ELbrand not important

参考文献

  1. Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: Sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. International Journal of Cancer. 136, E359-E386 (2015).
  2. Canada, S. Canadian Cancer Statistics Special topic: Pancreatic cancer. , (2017).
  3. Siegel, R. Cáncer Statistics. Cáncer Journal. 67, 7-30 (2017).
  4. Creasman, W. T., et al. Surgical pathologic spread patterns of endometrial cancer. A Gynecologic Oncology Group Study. Cancer. 60, 2035-2041 (1987).
  5. Morrow, C. P., et al. Relationship between surgical-pathological risk factors and outcome in clinical stage I and II carcinoma of the endometrium: A gynecologic oncology group study. Gynecologic Oncology. 40, 55-65 (1991).
  6. Hicks, M., et al. The National Cancer Data Base report on Endometrial carcinoma in African-American women. Cancer. 83, 2629-2637 (1998).
  7. Barrena Medel, N. I., et al. Comparison of the prognostic significance of uterine factors and nodal status for endometrial cancer. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 204, 1-7 (2011).
  8. Randall, M. E., et al. Randomized phase III trial of whole-abdominal irradiation versus doxorubicin and cisplatin chemotherapy in advanced endometrial carcinoma: A gynecologic oncology group study. Journal of Clinical Oncology. 24, 36-44 (2006).
  9. Galaal, K., Al Moundhri, M., Bryant, A., Lopes, A. D., Lawrie, T. A. Adjuvant chemotherapy for advanced endometrial cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2014, 2-4 (2014).
  10. Orr, J. W., Holimon, J. L., Orr, P. F. Stage I corpus cancer: is teletherapy necessary? American Journal of Obstetrics and Gynecology. 176, discussion 788-789 777-788 (1997).
  11. Ng, T. Y., Perrin, L. C., Nicklin, J. L., Cheuk, R., Crandon, A. J. Local recurrence in high-risk node-negative stage I endometrial carcinoma treated with postoperative vaginal vault brachytherapy. Gynecologic Oncology. 79, 490-494 (2000).
  12. Mohan, D. S., et al. Long-term outcomes of therapeutic pelvic lymphadenectomy for stage I endometrial adenocarcinoma. Gynecologic Oncology. 70, 165-171 (1998).
  13. Straughn, J. M., et al. Stage IC adenocarcinoma of the endometrium: Survival comparisons of surgically staged patients with and without adjuvant radiation therapy. Gynecologic Oncology. 89, 295-300 (2003).
  14. Panici, P. B., et al. Systematic pelvic lymphadenectomy vs no lymphadenectomy in early-stage endometrial carcinoma: Randomized clinical trial. Journal of the National Cancer Institute. 100, 1707-1716 (2008).
  15. ASTEC study group,, et al. Efficacy of systematic pelvic lymphadenectomy in endometrial cancer (MRC ASTEC trial): a randomised study. The Lancet. 373, 125-126 (2009).
  16. Kilgore, L., et al. Adenocarcinoma of the Endometrium: Survival comparisons of patients with and without pelvic node sampling. Gynecologic Oncology. 56, 29-33 (1995).
  17. Trimble, E. L., Kosary, C., Park, R. C. Lymph node sampling and survival in endometrial cancer. Gynecologic Oncology. 71, 340-343 (1998).
  18. Chan, J. K., et al. The outcomes of 27,063 women with unstaged endometrioid uterine cancer. Gynecologic Oncology. 106, 282-288 (2007).
  19. Cragun, J. M., et al. Retrospective analysis of selective lymphadenectomy in apparent early-stage endometrial cancer. Journal of Clinical Oncology. 23, 3668-3675 (2005).
  20. Piovano, E., et al. Complications after the treatment of endometrial cancer: A prospective study using the French-Italian glossary. International Journal of Gynecological Cancer. 24, 418-426 (2014).
  21. Abu-Rustum, N. R., et al. The incidence of symptomatic lower-extremity lymphedema following treatment of uterine corpus malignancies: A 12-year experience at Memorial Sloan-Kettering Cancer Center. Gynecologic Oncology. , 714-718 (2006).
  22. Todo, Y., et al. Risk factors for postoperative lower-extremity lymphedema in endometrial cancer survivors who had treatment including lymphadenectomy. Gynecologic Oncology. 119, 60-64 (2010).
  23. Beesley, V., Janda, M., Eakin, E., Obermair, A., Battistutta, D. Lymphedema after gynecological cancer treatment: Prevalence, correlates, and supportive care needs. Cancer. 109, 2607-2614 (2007).
  24. Haldorsen, I. S., Salvesen, H. B. What Is the Best Preoperative Imaging for Endometrial Cancer? Current Oncology Reports. 18, 1-11 (2016).
  25. Aravalli, R., Cressman, E. Relevance of Rabbit VX2 Tumor Model for Studies on Human Hepatocellular Carcinoma: A MicroRNA-Based Study. Journal of Clinical Medicine. 4, 1989-1997 (2015).
  26. Kreuter, K. A., et al. Development of a rabbit pleural cancer model by using VX2 tumors. Comparative Medicine. 58, 287-293 (2008).
  27. Li, S., Ren, G., Jin, W., Guo, W. Establishment and characterization of a rabbit oral squamous cell carcinoma cell line as a model for in vivo studies. Oral Oncology. 47, 39-44 (2011).
  28. Muhanna, N., et al. Multimodal Nanoparticle for Primary Tumor Delineation and Lymphatic Metastasis Mapping in a Head-and-Neck Cancer Rabbit Model. Advanced Healthcare Materials. 4, 2164-2169 (2015).
  29. Tong, H., Duan, L., Zhou, H., Feng, S. Modification of the method to establish a hepatic VX2 carcinoma model in rabbits. Oncology Letters. 15, 22-23 (2018).
  30. Bimonte, S., et al. Induction of VX2 para-renal carcinoma in rabbits: generation of animal model for loco-regional treatments of solid tumors. Infectious Agents and Cancer. 11, 1-8 (2016).
  31. Handal, J. A., et al. Creation of rabbit bone and soft tissue tumor using cultured VX2 cells. Journal of Surgical Research. 179, e127-e132 (2013).
  32. Pezeshki, P. S., et al. Bone targeted bipolar cooled radiofrequency ablation in a VX-2 rabbit femoral carcinoma model. Clinical and Experimental Metastasis. 32, 279-288 (2015).
  33. Wang, Y., et al. Magnetic resonance imaging-navigated argon-helium cryoablation therapy against a rabbit VX2 brain tumor. Experimental and Therapeutic. 9, 2229-2234 (2015).
  34. Zhang, W., et al. Laparotomy cryoablation in rabbit VX2 pancreatic carcinoma. Pancreas. 46, 288-295 (2017).
  35. Xu, L. -Q., Huang, Y. -W., Luo, R. -Z., Zhang, Y. -N. Establishment of the retroperitoneal lymph node metastasis model of endometrial VX2 carcinoma in rabbits and observation of its metastatic features. World Journal of Surgical Oncology. 13, 109(2015).
  36. Duan, P., Lü, J. Q., Tu, Q. M., Yu, Z. K. Magnetic resonance evaluation of transplanted endometrial carcinoma and its lymph node metastasis in rabbits. Chinese Journal of Cancer Research. 19, 201-205 (2007).
  37. Huang, Y. -W., et al. VEGF-c expression in an in vivo model of orthotopic endometrial cancer and retroperitoneal lymph node metastasis. Reproductive Biology and Endocrinology. 11, 49(2013).
  38. Kidd, J. G., Rous, P. A transplantable rabbit carcinoma originating in a virus-induced papilloma and containing the virus in masked or altered form. J Exp Med. 71 (6), 813-838 (1940).
  39. Shope, B. R. E., Hurst, B. E. W. Infectious papillomatosis of rabbits. , (1933).
  40. Galasko, C. S. B., Haynes, D. W. Survival of VX2 carcinoma cells in vitro. European Journal of Cancer. 12 (1965), 1025-1026 (1965).
  41. Osato, B. Y. T., Ito, Y. In vitro Cultivation And Immunofluorescent Studies Of Transplantable Carcinomas Vx2 And Vx7. , Laboratory of Viral Oncology, Research Institute, Aichi Cancer Center. Nagoya, Japan. (1967).
  42. Easty, D. M., Easty, G. C. Establishment of an in vitro cell line from the rabbit VX2 carcinoma. Virchows Archiv B Cell Pathology Including Molecular Pathology. 39, 333-337 (1982).
  43. Liu, X., et al. Establishment and characterization of a rabbit tumor cell line VX2. Zhonghua bing li xue za zhi Chinese Journal of Pathology. 34, 661-663 (2005).
  44. Parvinian, A., Casadaban, L. C., Gaba, R. C. Development, growth, propagation, and angiographic utilization of the rabbit VX2 model of liver cancer: a pictorial primer and “how to” guide. Diagnostic and Interventional Radiology. 20, 335-340 (2014).
  45. Pascale, F., et al. Modified model of VX2 tumor overexpressing vascular endothelial growth factor. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 23, 809-817 (2012).
  46. Oshiro, H. The role of the lymphatic system in rabbit models for cancer metastasis research a perspective from comparative anatomy. Okajimas Folia Anatomica Japonica. , 6-7 (2014).
  47. Guan, L., Xu, G. Destructive effect of HIFU on rabbit embedded endometrial carcinoma tissues and their vascularities. Oncotarget. 8, 19577-19591 (2017).
  48. Oshiro, H., et al. Establishment of successively transplantable rabbit VX2 cancer cells that express enhanced green fluorescent protein. Medical Molecular Morphology. 48, 13-23 (2015).
  49. Graur, D., Duret, L., Gouyt, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379, 333-335 (1996).
  50. Bõsze, Z., Houdebine, L. M. Application of rabbits in biomedical research: A review. World Rabbit Science. 14, 1-14 (2006).
  51. Kyotani, S., et al. A study of cis-diamminedichloroplatinum(II) suppositories for the treatment of rabbit uterine endometrial carcinoma. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 16, 55-58 (1993).
  52. Harima, Y., Harima, K., Hasegawa, T., Shikata, N., Tanaka, Y. Histopathological changes in rabbit uterus carcinoma alter transcatheter arterial embolization using cisplatin. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 38, 317-322 (1996).
  53. Huang, Y. W., et al. Tumor-induced VEGF-C overexpression in retroperitoneal lymph nodes in VX2 carcinoma-bearing rabbits. Drug Design, Development and Therapy. 9, 5949-5956 (2015).
  54. Bio-Rad. Real-Time PCR Applications Guide. , Bulletin 5279 (2006).
  55. Taylor, S., et al. A practical approach to RT-qPCR—publishing data that conform to the MIQE guidelines. BioRad Bulletin. , 5859(2009).
  56. Rhee, T. K., et al. Rabbit VX2 Tumors as an Animal Model of Uterine Fibroids and for Uterine Artery Embolization. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 18, 411-418 (2007).
  57. Takahashi, K., et al. Development of a mouse model for lymph node metastasis with endometrial cancer. Cancer Science. 102, 2272-2277 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

151VX2

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved