この作品は、国立科学財団（CBET 0846453）によって部分的にサポートされていました。

1。標準のSU - 8フォトリソグラフィー1（ このビデオでは図示せず）を用いてシリコンのマスターの作製。 <ol><li>マイクロ流体ネットワークと走化性チャンバーを含むPDMSモールドを製造するためのSU - 8&quot;マスター&quot;（SU - 8 2025、マイクロケム、ニュートン、MA）を作成するための標準的なSU - 8フォトリソグラフィーの手法を使用してください。このようなマスターの金型は、任意の微細加工施設（;例えば、スタンフォードマイクロフルイディクス鋳造で作製することができる<a href="http://thebigone.stanford.edu/foundry/">http://thebigone.stanford.edu/foundry/</a> ）。 </li><li> PDMSの複製の前に、マスタからPDMSの簡単なリリースを容易にするために真空源に接続されたデシケーター内フルオロシラン蒸気にSU - 8マスターを公開。ペーパータオルにフルオロシランの滴を加え、1分間のために真空を適用する。真空を削除し、フルオロシランの堆積のための30分を許可する。 SU - 8今後の使用のために密閉容器に入れてマスターしてください。 </li></ol> 2。 PDMSのレプリカ成形SU - 8からマスター：流体層と制御層は、SU - 8マスターからPDMSのレプリカ成形によって作られています。 <ol><li>午前10時01分重量でPDMSプレポリマーと架橋剤を混ぜる。 1時間（または気泡がPDMSの混合物から除去されるまで）のデシケーター中での比率とドガ。 </li><li>ペトリ皿にSU - 8マスターを置き、慎重に所望の厚さにSU - 8マスターの上にPDMSの混合物を注ぐ。 </li><li> PDMSと℃で2時間、Cは、PDMSを治すために80 SU - 8マスターモールドを含むペトリ皿を加熱する。 </li><li>ホットプレートからとSU - 8のマスターからPDMSモールドピール硬化PDMS -覆われたSU - 8マスターを削除します。所望の構造は、PDMSモールドに埋め込まれます。 </li><li> 20ゲージの平滑末端針を使用してグラデーションのジェネレーターとセルの入口に配管するためのPDMSモールドのパンチ穴。 </li></ol> 3。 PDMSデバイスのボンディング： <ol><li>イソプロパノール及び窒素または空気の流れと乾燥によるガラスの顕微鏡スライドを清掃してください。 </li><li>プラズマアッシングにおける酸素プラズマにPDMS、ガラススライドを公開します。 </li><li>スライドガラスに接触PDMSモールドをもたらす。 65に接触するスライドとPDMSモールドを加熱℃で15分間。 </li></ol> 4。 PDMSデバイスの組み立て<ol><li>カミソリの刃を使用して、45でチューブをカット·デバイスに必要な正しい長さの角度。 </li><li>鉗子を使用してデバイス（例えば、コンセント）にパンチ穴にチューブの一端を挿入します。 </li><li>鉗子を使用して、チューブのもう一方の端に鈍30ゲージの針を挿入する。 </li><li>すべての残りの穴に対して、手順4.2を繰り返します。 </li><li>シリンジから気泡を取り除くように注意しながら、3mlの注射器で走化性バッファ（CB）の1mlを収集する。 </li><li>アウトレットチューブの一端に針ハブを固定する。 </li><li>針ハブにCBを追加し、気泡を除去するために針ハブをタップします。 </li><li>注射器の先端の少しCBアウトを押し込み、空気をトラップすることなく、針ハブに3MLシリンジを接続してください。 </li><li>残りのすべての針のハブがCBとで満たされるまでデバイスを介してCBを押してください。これは、気泡の大部分を削除する必要があります。 </li><li> chemoeffectorテスト中の適切な濃度で含有するCB二つ500μLシリンジを埋める。注射器の内容の小滴を押し出すと針ハブの液体へのドロップをタッチして接続することによって気泡の形成を排除する。 </li><li>同様に、細菌の入口にCBを含むシリンジを接続してください。細菌がデバイスに導入されるときに削除されます。 </li></ol> 5。非常に運動性のE.の成長大腸菌 <ol><li> E.の一晩培養して成長する大腸菌振盪しながら32℃でトリプトンブイヨン（TB）20 mLのプラスミドGFPの発現とRP437。プラスミドを維持するために抗生物質の適切な濃度を追加。我々のプロトコルでは、我々はデバイスの蛍光に基づいて、細菌を検出するための低コピープラスミドpCM182を使用してください。 E.用大腸菌 、32で成長している文化℃の場合は運動性がより高い温度で低いので、高い運動性をお勧めします。 </li><li> 〜0.05の600nmの光学密度に250mLの三角フラスコにTB 20 mlの培養液を接種するために一晩培養を使用してください。 32で振とう培養を育て℃を</li><li> 5分で400 × gで低速遠心で〜0.35 0.45のOD 600で細胞を回収する。 </li><li>チャネルの途中で予想される濃度でchemoeffectorを含むCBで〜0.35のOD 600に細胞を再懸濁します。 </li><li> GFP発現生きている細胞に〜0.35のOD 600でRFPで標識された死細胞を追加。死んだ（赤色）のセルには、任意の移行が流れの影響によるものではないことを保証するために内部コントロールとして使用されています。 </li></ol> 6。モニタリングの走化性<ol><li>セル入口の針からCBの一部を取り除くハブ。細胞懸濁液を補充。 </li><li>静かに再懸濁した細胞を50μLシリンジを埋める。鞭毛がせん断することができ、運動性を低下させるため、この手順では、徐々に行う必要があります。 </li><li>手順のステップ4.10に説明したように口針のハブに50μLシリンジを取り付けます。 </li><li>画像取得のための高速度カメラを装備した蛍光顕微鏡のステージ上にデバイスを配置します。シリンジポンプ入口側のシリンジを（両方500μL勾配のシリンジと50μLの細胞シリンジ）を配置し、勾配が形成され、細胞はチューブを流れているように、フローを開始します。 </li><li>一度細胞が走化性チャンバーを入力し、イメージングの前に安定させるためのシステムのために〜20分待ちます。 </li><li>チャンバーの長さに沿って異なる位置（異なる露光時間に相当）で緑（ライヴ）と赤（死んだ）蛍光画像を収集する。一般的に、我々は3秒間隔で各場所で100枚の画像を収集する。 </li></ol> 7。データ解析：以下の手順は、任意の市販の画像解析のプログラム（例えば、ImageJを、Metamorph）を使用するか、MATLABで書かれたシンプルなコードを使用して実行できます。 <ol><li>画像の背景のピクセルを削除する（すなわち、しきい値のピクセルの強度を設定し、以下のしきい値よりも強度を持つすべてのピクセルを削除）。分析のこのノイズを最小化。 </li><li>画像の中心を決定するために、死細胞（赤色蛍光）の位置を使用してください。死んだ細胞が走化性を示していないので、これは細胞が走化性チャンバーを入力し、任意の移行がない場合に検出される位置を表します。 </li><li>画像に生きた細胞を（緑色蛍光）を探します。 </li><li>チャンネルに画像を分割し、各チャンネルで生細胞の数を決定します。私たちの前の仕事3では、1050μm幅走化性チャンバーは、それぞれ〜16μmの幅で64チャンネルに分割されました。 </li><li>すべての画像に対して、手順7.1の7.3を繰り返し、すべての画像間で各チャンネルの総細胞数を合計します。これは、実験期間中での各チャンネルで検出された総細胞数を与えます。 </li><li>高濃度（右）と低濃度（左）死細胞の両側にある各セルは、+1と-1の乗数が割り当てられている：次のように、移行の方向を表す走化性の分配係数（CPC）を、計算する、それぞれ。これは、勾配を下って、細胞が-1で乗算されている間1を乗算した勾配を移行するセルです。すべての乗算値を加算し、検出されたセルの合計数に正規化されています。例えば、0.40のCPCの値は合計細菌の40％以上が低濃度側（すなわち、より多くの細菌が勾配を上に移動検出されたとしてchemoeffectorが誘引である）よりも高濃度側に移動したことを示します。 </li><li>重量を各チャネルの細胞数細胞が移動した距離に比例する係数で次のように距離によって細胞の遊走を重走化性の移行係数（CMC）を、計算では、旅。途中で高濃度側に移動する一つが0.5の重み係数、および最も遠いため、移動セルを与えているのに対し、最も遠い高濃度の位置（チャネル64）に移動するセルは、1の重み係数が与えられます低濃度の位置は-1で重みが付けられます。すべての重み付けセルの数を総括し、CMCを生成する細胞の数に正規化する。 </li></ol>代表的な結果3,4： 我々は、マイクロ流体デバイス（ 図1A）は Eの走化性を調査するためにここで説明に使用されている誘引（アスパラギン酸、オートインデューサー-2）と防虫剤の勾配で大腸菌 （NISO 4、インドール）3,4。典型的走化性菌株5 E.大腸菌 RP437を発現するGFPは、カナマイシン殺さE.とともに、使用されたフローの影響を監視するために赤色蛍光タンパク質を発現する大腸菌 TG1細胞。 μFlow装置で形成された濃度勾配は、 図1Bに示されています。セルの入口は、それを介して、フローとfluoressceinのng / mLのがデバイスに設立された0〜100の安定勾配がないように蓋をした。デバイス間のピクセル強度はフルオレセインの濃度プロファイルを決定するために使用されていました。データは、走化性チャンバーを入力したときに細菌が線状グラデーションが発生したことを示している。 図2A及びBは E.の蛍光画像を示していますアスパラギン酸（0〜100μM）とNISO 4（0 225μM）の勾配に応じて、 大腸菌 RP437移行。観測されたこれらの標準的な誘引への対応と撥は、予測されている。 図3Aは Eの定量分布を示す大腸菌 RP437 濃度勾配が存在しない場合（すなわち、アスパラギン酸のヌル勾配）で、一方、図3BおよびCは、アスパラギン酸とNISO 4の勾配で分布を示す。これらの応答の特異性（すなわち、移行のバイアスは）E.として明らかである大腸菌 RP437Δ タールひずみ（すなわち、アスパラギン酸とニッケルを検知するために、大腸菌で使用されているタールの化学受容器を欠いた株は）アスパラギン酸またはNISO 4の濃度勾配の存在下での移行のバイアスを示すものではありません。空間分布のプロファイルで明らかな傾向は、また計算されたCPCとCMC値と一致している。 E.の移行のためのCPCの値アスパラギン酸またはNISO 4の勾配で大腸菌 RP437は、それぞれ0.33と-0.33です。対応するCMC値はそれぞれ0.13と-0.14です。 E.とは対照的に、CPCとCMCは、値アスパラギン酸またはNISO 4の勾配で大腸菌 RP437Δ タール菌株はごくわずかです。さらに、アスパラギン酸のヌル勾配でCPCとCMCは、それぞれ0.03と0.02、であり、勾配がない場合の移行におけるバイアスの欠如を示している。 <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1a.jpg" alt="図1a" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1b.jpg" alt="図1b" /> 図1。デバイスの回路図と濃度勾配 。 （A）マイクロ流体走化装置の模式図を。このデバイスは、勾配混合モジュール（20 × 100 × 18750程度）と走化性の観察モジュール（20 × 1050 X 11500程度）で構成されています。デバイスに入る2つの勾配のチャネルの幅は500μmであり、細菌の入口の幅は50μmである。挿入図は、シグナル伝達分子（灰色）とそれに反応して移行する細菌の勾配を示しています。死菌がオープン楕円形として示されているのに対し、生菌は、固体楕円形として描かれている。 （B）0から100 ng / mLのフルオレセインの間に濃度勾配は、デバイスで生成され、蛍光顕微鏡を用いて画像化した。蛍光画像は、30分後に取得し、画像解析によって定量した。 <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig2.jpg" alt="図2" /> 図2。 E.の走化性マイクロ流体デバイスにおける大腸菌 RP437。 大腸菌は、RP437は、（）0から100μML -アスパラギン酸または（B）0から225までのデバイスでμMNISO 4とL -アスパラギン酸または離れてニッケルから向かって生菌のマイグレーション（緑）の勾配にさらされていた30分間ごとに2.5秒をイメージ。死菌（赤）は、デバイスのフロー効果のためのコントロールとして役立った。画像は、分析PROGRAM3を開発した社内で使用して定量した。示されたデータは、3つの独立した実験から代表的な擬似カラー画像です。 <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3a.jpg" alt="図3a" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3b.jpg" alt="図3b" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3c.jpg" alt="図3c" /> 図3：標準的な誘引と忌避剤への移行プロファイルの定量化。 （）一様100μMのL -アスパラギン酸（すなわち、無勾配）、アスパラギン酸の（B）0 100μMの勾配、およびNISO 4の（C）0 225μMの勾配に応じて、マイクロ流体デバイスにおけるRP437の空間分布。死んだ細胞の分布は実線として表示され、RP437細胞の分布は、破線で示されている、とRP437 EDA +Δ タール細胞の分布は点線として表示されます。ここに示すデータは、3つの独立した実験のために平均化されています。

<ol>
	<li>McDonald, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prototyping+of+microfluidic+devices+in+poly(dimethylsiloxane)+using+solid-object+printing.">Prototyping of microfluidic devices in poly(dimethylsiloxane) using solid-object printing.</a> Anal Chem. 74, 1537-1545 (2002).</li><li>Hansen, M. C., Palmer, R. J. J., Udsen, C., White, D. C., Molin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+GFP+fluorescence+in+cells+of+Streptococcus+gordonii+under+conditions+of+low+pH+and+low+oxygen+concentration.">Assessment of GFP fluorescence in cells of Streptococcus gordonii under conditions of low pH and low oxygen concentration.</a> Microbiol. 147, 1383-1391 (2001).</li><li>Englert, D. L., Manson, M. D., Jayaraman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Flow-Based+Microfluidic+Device+for+Quantifying+Bacterial+Chemotaxis+in+Stable,+Competing+Gradients.">A Flow-Based Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable, Competing Gradients.</a> Appl Environ Microbiol. 75, 4557-4564 (2009).</li><li>Englert, D. L., Jayaraman, A., Manson, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microfluidic techniques for the analysis of bacterial chemotaxis. , (2009).</li><li>Mao, H., Cremer, P. S., &amp;amp, M. a. n. s. o. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensitive,+versatile+microfluidic+assay+for+bacterial+chemotaxis.">A sensitive, versatile microfluidic assay for bacterial chemotaxis.</a> PNAS. 100 (9), 5449-5454 (2003).</li></ol>

真央ら 5で説明される走化性の分配係数（CPC）と走化性の移行係数（CMC）を計算することができます。細胞が高濃度側で検出された場合は低濃度側で検出されたセルは、-1の値を与えているのに対し、それは、+1の値を与えられます。値は合計し、単価を生成するセルの合計数によって分けられています。 CPC（正または負）の符号は、移行の方向（信号から向かってまたは離れ...

a microfluidic device for quantifying bacterial chemotaxis in stable concentration gradients

走化性は、細菌が誘引物質の源にアプローチするか、撥化学物質の発生源を避けることができます。細菌は、常に数秒前の検出濃度に現在の濃度を比較することによって、特定のchemoeffectorsの濃度を監視する。この比較では、運動の正味の方向を決定します。複数の、競合する勾配がしばしば自然の中で共存していますが、細菌の走化性を調査するための従来のアプローチは、誘引と忌避剤の濃度勾配に反応して移行を定量化するための次善のです。ここで、我々は、細菌にchemoeffectorsの正確で安定した濃度勾配を提示し、定量的に適用される勾配への応答を調べるためのマイクロ流体走化性モデルの開発について説明します。デバイスは、任意の所望の絶対濃度と勾配の強さのその濃度勾配で汎用性が容易に拡散混合によって生成することができます。デバイスは、応答のを使用して示されている<em&gt;大腸菌</emアミノ酸とニッケルイオンの勾配へ&gt; RP437。

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A Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable Concentration Gradients

このプロトコルは、chemoeffectorsの安定した濃度勾配で細菌の走化性を調べるためのマイクロ流体デバイスの開発を説明します。

安定した濃度勾配で細菌走化性を定量化するためのマイクロ流体デバイス

Chemotaxis allows bacteria to approach sources of attractant chemicals or to avoid sources of repellent chemicals. Bacteria constantly monitor the ...

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Research

JoVE Journal

Biology

12.1K ビュー.  Texas A&M University. このプロトコルは、chemoeffectorsの安定した濃度勾配で細菌の走化性を調べるためのマイクロ流体デバイスの開発を説明します。

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Studies of Bacterial Chemotaxis Using Microfluidics - Interview

マイクロ流体を用いた細菌走化性の研究 - インタビュー

生物学

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

ニューロン相馬と軸索のコンパートメントのためのマイクロ流体デバイスの作製

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

A Microfluidic Device with Groove Patterns for Studying Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior. This microfluidic platform consists of a top fluidic channel and a bottom microgrooved substrate. To fabricate the microgrooved channels, a top poly(dimethylsiloxane) (PDMS) mold containing the impression of the microfluidic channels was aligned and bonded to a microgrooved substrate. Using this device, mouse fibroblast cells were immobilized and patterned within microgrooved substrates (25, 50, 75, and 100 &mu;m wide). To study apoptosis in a microfluidic device, media containing hydrogen peroxide, Annexin V, and propidium iodide was perfused into the fluidic channel for 2 hours. We found that cells exposed to the oxidative stress became apoptotic. These apoptotic cells were confirmed by Annexin V that bound to phosphatidylserine at the outer leaflet of the plasma membrane during the apoptosis process. Using this microfluidic device with microgrooved patterns, the apoptosis process was observed in real-time and analyzed by using an inverted microscope containing an incubation chamber (37&deg;C, 5% CO2). Therefore, this microfluidic device incorporated with microgrooved substrates could be useful for studying the cellular behavior and performing high-throughput drug screening.

We describe a protocol for the fabrication of microfluidic devices that can enable cell capture and culture. In this approach patterned microstructures such as grooves within microfluidic channels are used to create low shear stress regions within which cell can dock.

細胞挙動を研究するための溝パターンを用いたマイクロ流体デバイス

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior.  This microfluidic platform consists of a top fluidic channel ...

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

細胞生物学の勾配を生むマイクロ流体デバイス

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

マイクロ流体デバイスでコンパートメントのためのE18脳ラットのニューロンの準備

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously ...

CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

CD4 + Tリンパ球キャプチャHIVのための使い捨てマイクロ流体チップを用いた

Cell Capture Using a Microfluidic Device

マイクロ流体デバイスを用いた細胞のキャプチャ

Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

アガロースゲルベースの​​マイクロ流体デバイスを用いた神経幹細胞運動の評価

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

マイクロインジェクションを使用して安定したトランスジェニック線虫の世代

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes. The device consists of three layers: first layer contains an array of microscale wells (500 &mu;m diameter and 150 &mu;m depth) that help to immobilize the islets while exposed to flow and maximize the exposed surface area of the islets; the second layer contains a circular perifusion chamber (3 mm deep, 7 mm diameter); and the third layer contains an inlet-mixing channel that fans out before injection into the perifusion chamber (2 mm in width, 19 mm in length, and 500 &mu;m in height) for optimizing the mixing efficiency prior to entering the perifusion chamber. The creation of various glucose gradients including a linear, bell shape, and square shapes also can be created in the microfluidic perifusion network and is demonstrated.

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes.

マイクロ流体Perifusionデバイス内のマルチパラメトリック膵島Perifusionシステム

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence ...