この作品は、MRCからの助成金によって支えられて。

1。嵌合と卵を収集<ol><li>女性と男性のメダカは、容易に肛門と背びれの大きさや形によって区別す​​ることができます。男性の肛門フィンは女性のそれに比べて大きく、平行四辺形の形をしたです。女性のしりびれは小さく、三角形に整形。男性の背びれは、最後の二つの光線の間にはっきりと目に見える深いノッチを持っています。 </li><li>メダカは、毎日40卵にレイアップし、メダカの雌は、それらがタンク内の工場で取り除かれる前に数時間のために添付ファイルのフィラメントによって彼らの腹でクラスタ化された卵を運びます。 </li><li>女性はネットでキャッチされ、片手で両側から軽く内側に保持することができます。卵は、その後、静かに他の手の人差し指と腹からからかわすることができます。女性はその後、タンクに戻すことができます。卵は鈍ピンセットや指で胚のメディアで満たされた6センチメートルペトリ皿に移してください。 </li><li>それらは小さな交配ボックスに保存されているときにメダカのペアはめったに戦うしません。それらが供給することができ、卵は数ヶ月のカップルのために毎日同じペアから収集できるようにそのため、彼らは水の流れと一つの小さなタンクに保管することができます。 </li><li>それは、排卵がメダカの雌で毎日発生するので、メスの魚が、男性なしで保管すべきではないことが重要である。そうでなければ、女性は卵を提供し、体調不良になることはできません。 </li></ol> 2。クリーニング胚<ol><li> 9センチメートルペトリ皿の蓋に置かれた紙やすりにガラスピペット（P2000グリットサイズ、防水）でクラスタ化されていない卵を移す。余分な培地を除去しますが、胚の乾燥を防ぐために十分な量が残っていることを確認してください。 </li><li>ゆっくりと最小限の圧力を適用すると絨毛膜の外表面の毛の一部を削除するには約45〜60秒間サンドペーパーの表面に指を平行に保ち、人差し指を使って紙やすりで胚をロールバックします。この予防措置は、お互いの下胚の破砕の危険性を最小限に抑えることが一度に5月7日胚よりも多くをロールバックしないでください。 </li><li>胚の培地の新鮮な皿にきれいに胚を移す。 </li></ol> 3。マイクロインジェクションの間に胚を保持するためにアガロースプレートを作る胚を1.5％アガロースでプレキシガラスの金型（図1）で作成された注入の間に谷で開催されています。アガロースの濃度は適切に胚を保持することが重要です。 <ol><li>最初に、アガロースのフレームはプレキシガラスの金型を保持すること。 9センチメートルペトリ皿に0.5センチメートル深さに水に1.5％アガロースを注ぎ、それが完全に固まるまで待ちます。金型のサイズよりちょうど大きいアガロースの領域を切り抜きます。 </li><li>カット領域を塗りつぶすとは気泡がトラップしないとアガロースが固まるまで待っているように金型を配置する1.5％アガロースを注ぐ。このアガロースプレートはsolidifactionをスピードアップするために冷蔵庫に保存することができます。 </li><li>卵を保持するために谷を作成するための金型を削除します。必要に応じ° Cまで4℃金型、カバーや店舗を浸すのに十分な胚の培地を追加。 <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="図1" /> 図1マイクロインジェクションのためのアガロースプレートでのトラフを製造するために使用されるカスタムメイドのモールドの模式図。 </li></ol> 4。メダカ胚のマイクロインジェクションメダカでは、DNA、RNA、モルフォリノオリゴヌクレオチドとトレーサーの染料は、64細胞期胚ではなく、ゼブラフィッシュのように、卵黄1の細胞質中に絨毛膜を介してマイクロインジェクションされています。細胞質はメダカで小さいと見えにくくなるので、そのようなローダミン-デキストランなどの色素を注入することにより、実際にはこのスキルを開発することをお勧めします。トレーサーとしてフェノールレッドのほかにも注射の確認を可能にするために奨励されています。 メダカ胚を取り巻く絨毛膜が丈夫なので、短く、強いと広い注射針は、（図2）が必要です。フィラメント含有ガラスは、毛細血管からこの強力な幅広い注射針を準備します。 <ol><li>トレーサーとしてフェノールレッドを使用して注射液を調製し、エッペンドルフmicroloaderと後ろから針に読み込みます。空気ポンプインジェクターに針を接続してください。 </li><li>卵は、1細胞期に注入する受精後できるだけ早く収集し、クラスタを解除する必要があります。より多くの胚は、細胞分裂を停止する氷（ではない30分以上）にそれらを格納することにより注入することができる。 <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="図2" /> 図2メダカとゼブラフィッシュ針の比較。 MFの針の先端に注意してください（上）短いとメダカ胚を取り巻く厳しい絨毛膜に穴を開けるためのより強力なので広いです。 </li><li>アガロースプレートに卵を移し、ピンセットで谷に位置合わせをしてください。ちょうど注射の前に1細胞の細胞質の細胞膜が目でヒットすることができるように、五卵は回転させることが必要垂直に電子が針。 1細胞の細胞質は、最も密な油滴と卵の側とは反対側の小さな油滴を欠いている領域を探すことによって見つけることができます。特定のエリアは、側面から表示することによって、細胞質であることを確認することができます。 </li><li>針の近くに卵に置きます。優しく絨毛膜に針の先端を触ったり、microforceps（図3）を使用して針の先端を開きます。注入物質の少量の流出に見られるべきである。 </li><li>絨毛膜の針の内側の先端を配置する絨毛膜を​​介して穿刺。は逆流が厳しい絨毛膜（保圧および噴射圧力は500 - 700hPAの場合は、80 100hPAの設定）を介して穿刺時に高い圧力が原因で発生しないようにするため、比較的高いようにインジェクタの保持圧力を調整します。 </li><li>急激にその膜を突っついによって細胞質に針の先端を挿入します。 卵黄に針の先端を挿入することは避けてください。ゼブラフィッシュとは異なり、卵黄中​​に注入材料は、細胞質中に転送されません。ときに細胞質の境界がぼやけているのに対し（図4）卵黄に注入すると注入された液体は明確な境界を持っている。 時折針は、アガロース/破片によってブロックになることがあります。鉗子は、触れる/再度改行針の端を、閉塞を除去するために使用することができます。針が注入中の任意の時点で中断した場合、バブリングは胚の培地で見られるだろうとあなたが注入される物質は失われます。注射はアガロースのチャネルに沿って上から下へと金型を介して、左から右に体系的に行われるべきである。 </li><li>注入された胚は、胚の培地を含むきれいな皿に移し、適切な温度で開発する必要があります。 <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="図3" /> 図3。注射前に針の先端を破る。 1：近い胚の絨毛膜に針の先端を移動させ、2：絨毛膜をタッチ、チップを破る静かに前後に針を移動させる、3：注入物質の少量が針の端から流れ出るときにこれは破損を確認先端の。 </li></ol> 5。代表的な結果<img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="図4" /> 図4。注入メダカ胚の代表画像。パネル1細胞期メダカの胚の細胞質へのローダミン - デキストランの正しい注射の代表画像を示す。パネルBは、1細胞期メダカの胚の卵黄嚢にローダミン-デキストランの不正確な注入の代表画像を示す。パネルCとDは約30時間後に注射でAとBそれぞれのパネルから胚を示しています。 EM：胚、前方はCとDとビューが背側であるパネルで上向きである。染料が間違って卵黄嚢に注入したとして、パネルDの胚の体が赤ではないことに注意してください。 BとDの矢印は、卵黄嚢に間違って注入されたローダミン-デキストランが異なる円形境界を注意して示している。 AとBの点線は、1細胞の細胞質の輪郭を示すため、ビューは横方向です。

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

このビデオでは、我々は1細胞期のメダカ胚に細胞トレーサー、mRNAは、DNAまたはアンチセンスオリゴヌクレオチドを​​注入する方法を示しています。このテクニックは、私たちはリアルタイムで、生体内で様々な発生過程を研究することができました。それはaffordsこのプロセスとそれに続く詳細な分析が大幅に脊椎動物の器官形成と基礎細胞生物学の我々の理解を高めるために可能性を秘めている。そのような知識はために重要である、と再生医療の治療用途をもたらす可能性があります。

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

このビデオでは、我々は1細胞期のメダカ胚にマイクロインジェクションの技術を実証する。メダカは、遺伝子と発生学の両方の分析を可能にし、ゲノムワイドな表現型主導型の変異画面はゼブラフィッシュとマウスのように、1アウト実施された脊椎動物のモデル生物の一つである小規模な産卵淡水魚です。メダカとゼブラフィッシュの間に関連する遺伝子の機能重複の発散は、単一の種2の識別不能な新規な表現型の同定を可能にする、このようにメダカとゼブラフィッシュは、脊椎動物のゲノム機能の遺伝的解剖のために補完的である。 胚透明であり、外部からの開発メダカを利用するには、マイクロインジェクションは、作るための過剰発現やノックダウン、目的の遺伝子、およびDNAのラベリング細胞のmRNAまたはアンチセンスオリゴヌクレオチドのためにセルトレーサーを注入するために必要不可欠な技術です。トランスジェニック系統。

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Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

メダカとゼブラフィッシュは、脊椎動物のゲノム機能の遺伝的解剖のための補完的です。このプロトコルは、メダカ胚に成功したマイクロインジェクション、実験室でのメダカとゼブラフィッシュを用いた発生学と遺伝学的解析のための重要な手法のためのキーポイントを強調しています。

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.4K ビュー.  University of Bath. メダカとゼブラフィッシュは、脊椎動物のゲノム機能の遺伝的解剖のための補完的です。このプロトコルは、メダカ胚に成功したマイクロインジェクション、実験室でのメダカとゼブラフィッシュを用いた発生学と遺伝学的解析のための重要な手法のためのキーポイントを強調しています。

ビデオ: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Vibrio cholerae: Model Organism to Study Bacterial Pathogenesis - Interview

コレラ菌：細菌性病因を研究するモデル生物 - インタビュー

生物学

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

トランスジェニック蚊を取得するA.ネッタイシマカの胚のマイクロインジェクション

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

初期のニワトリ胚をex vivo（新文化）の文化のための方法

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

初期のニワトリ胚のin situハイブリダイゼーションダブルホールマウント

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

ラットの歩行の質的分析のための方法としてRotorodの使用

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

ゼブラフィッシュ胚におけるmRNAおよびモルホリノアンチセンスオリゴヌクレオチドのマイクロインジェクション。

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

遺伝子機能を解析するためにゼブラフィッシュ胚のマイクロインジェクション

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

人間のDNA修復タンパク質の遺伝的研究は、モデルシステムとして酵母を使用

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

キメラの生成のためのメダカ胚および細胞移植のDechorionation

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

における酸素欠乏によって誘導された仮死状態を可視化するために時間の経過顕微​​鏡の使用<em&gt; Cエレガンス</em&gt;胚

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...