この研究は、パーキンソン病リサーチ2011迅速な応答イノベーションアワードプログラムのMci​​hael J·フォックス財団によって資金を供給された。資金提供者は、研究デザイン、データ収集と分析、公開することを決定、または原稿の準備に何の役割がありませんでした。

手術前に行われるためにすべての手続きが動物実験委員会および追加倫理的または法的当局によって承認され、人道的な動物の治療プラクティスを使用していることを確認してください。これは、無菌手術の条件を用いて動物実験委員会は、法を承認した使用して、マウスを麻酔し、手術中に獣医軟膏をマウスに目を潤滑し、術後のケアを提供することを含む。手順の側面が承認されるかどうかを疑問点については、手術を続行しないでください。ここに実行されたすべての手順は、ボストン大学機関動物実験委員会によって承認された。 1。動物の作製および外科用品<ol><li>手術中に使用されるすべての外科器具をオートクレーブ。 </li><li>実行されるべきであるすべての技術は動物の規制当局によって承認されていることを確認します。 </li></ol>粘膜移植片の2。収穫<ol><li>として同じような年齢の遺伝的に同一のマウスを選んだ実験マウスと（ここでは、頸椎脱臼が続くイソフルラン窒息）動物実験委員会に承認の方法でそれを安楽死させる。 </li><li>外科はさみを使用して、頭蓋骨を露出させ、マウスの頭部の鼻部分の周りの皮膚を取り除きます。 </li><li>空気式ドリルで、横方向に鼻の領域と垂直に2ラインを結ぶの目に沿って、第三の側面に位置する2そのうち3行をマーク。 </li><li>周囲の組織から鼻中隔を分離するために、腹側にドリルダウンします。広いパスが、しかし、それはまた、より困難に膜を単離することであろう粘膜への損傷を防止する。正中線に近い狭いカットを推奨します。 </li><li>それに付着した組織から遊離隔壁を切断し、滅菌生理食塩水に格納するはさみを使用する。この時点では、移植片は、接続された組織を除去するクリーンアップすることができます。理想的な状況は、損傷を受けていない粘膜軟骨中隔の両側に露出させることである。一GR後方には、2匹のマウスのための膜は、膜の表面積が開頭術部位をカバーするのに十分である設け供給することができる。これは、移植片が、可能な限り迅速に使用され、研究者は、すぐに移植片が分離されているように、ステップ3に進むことをお勧めします。 </li></ol>粘膜移植片の3。外科的移植<ol><li>標準、無菌マウスの外科的処置を使用して、立体解析フレームにマウスを麻酔し、マウントします。げっ歯類の麻酔器を使用して純酸素で約2％イソフルランを使用してください。 </li><li>耳のバーや鼻ホルダーと定位固定装置にマウスを固定。目に眼軟膏を適用し、3ラウンドのベタジンおよび75％エタノールで頭皮をスクラブ。ハサミやヘアトリマーのいずれかを使用して、頭の上に毛皮を削除します。かみそりの刃で頭蓋骨を露出させ、ヘッドを水平に。投薬される脳の場所の上に開頭を行います。例えば、線条体をターゲットとする場合は、1.25ミリメートルを切る空気圧ドリルを使用。;：（0.88ミリメートルML 1.00ミリメートルのAPを中心とする）頭蓋骨の直径の円形の穴。滅菌生理食塩水掘削面積を湿らせ、頭蓋骨を削除するためにカミソリの刃を使用しています。 </li><li>慎重に針の先端を使用して硬膜を除去します。さらに、この湿った表面に硬膜組織接着剤の最小量を適用することによって達成することができる。この層が硬化した後、剃刀ブレード先端との横方向の動きは、膜を除去するために使用することができる。 </li><li>離れて傷と反対側上皮側を維持するために細心の注意を取って脳表面上の粘膜を配置します。これは、最高のピンセットで開頭術部位に隣接する頭蓋骨の表面上に隔壁全体を転送することによって行われる。外科はさみの先端を使用して、軟骨のOffおよび頭蓋骨と脳の表面に膜を引っ張る。膜が乾燥したり、任意の吸収性材料で触れないようにしてください。グラフトは、寛大に開頭Sのすべての骨の端と端が重なる必要があります映像情報メディア学会。 </li><li>ニトリルの無菌枚で移植をカバーしています。これは、治癒の間に皮膚移植片の付着を防止するように作用する。ニトリルは、全体の粘膜を覆うのに十分な大きさであればよい。必要であれば過度の膜をトリミング。それは、移植片に接触した後、ニトリルのいずれかの運動は避けてください。 </li><li>実行中の5-0無菌縫合糸で皮膚を閉じ、マウスが次のステップに進む前に3-7日間回復しましょう​​。皮膚閉鎖時のニトリルバリアまたは粘膜移植を混乱しないように注意してください。 </li></ol>投与液の4。管理<ol><li>定位フレームに、麻酔したマウスを固定した後、ハ​​サミで縫合糸をカットし、頭蓋骨の周りの余分な皮膚を取り除く。 </li><li>ニトリル障壁を除去して頭蓋骨の表面を清掃してください。移植が表示されるまでの領域をきれいに滅菌生理食塩水と綿棒を使用しています。 dよりも大きく成長した場合に移植片をカミソリで切断する必要があるかもしれない表面積をesired。 </li><li>実験は数日より長くなる場合には、頭インプラントを補強するために、少なくとも2つの頭蓋骨用ねじを埋め込むことが賢明である。 </li><li>エッジが頭蓋骨に接触しているように、移植片の上にうまく配置します。ウェルと頭蓋骨の間の接合部にシアノアクリレート系接着剤を塗布。滅菌生理食塩水とよくを満たし、漏れがないことを確認してください。ウェルをカット注射針から作られる。 </li><li>所定の位置にうまくを確保するために頭蓋骨に骨セメントを適用します。 </li><li>ピペットで井戸から生理食塩水を除去します。その接着剤が必要なソリューションを追加するインチ漏洩していません検証するだけでなく、数回洗浄する。この場合には、蛍光デキストラン50μlのに使用される。これは、類似の極性の水溶性化合物はデキストランと同様に動作することが期待される。疎水性化合物または懸濁液の送達は、この方法で検討されていません。 </li><li>に固定され、ニトリルの円形の部分を使用してウェルのトップにキャップシアノアクリレート接着剤を用いてトップ。接着剤は、ウェル内容物と接触しないことを確認してください。 </li></ol>粘膜送達の5。分析<ol><li>所望の時間が経過した後に、マウスを麻酔し、エバンスブルー色素の溶液でウェル内容物を交換する。この色素は、移植片が無傷であったことを確認するために使用されている。 </li><li> 30分後、頻繁にマウスを麻酔、色素溶液を除去し、断頭を経由して安楽死させる。 </li><li>手動でインプラントを除去し、手術用はさみを用いて脳を削除します。所定の位置に移植しないように注意してください。 </li><li>一旦除去、フラッシュ凍結イソブタンの溶液中に脳をドライアイス浴中で冷却した。 </li><li> 50μMで最適な切削温度（10月）ソリューションとスライス脳に埋め込む。 </li><li>顕微鏡スライド上で直接目的のスライスを配置します。 </li><li>画像次第のOCT溶液を乾燥させたように蛍光顕微鏡を使用してスライス。 </li></ol>

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ベンジャミンS. BLEIER MDは、中枢神経系への薬物送達の仮特許被覆法のリード発明者である。

ここに記載されている手順の最も困難な段階は、脳の表面に適切なサイズの粘膜を正常に転送することです。収穫され、鼻中隔が十分に大きく、十分に洗浄された場合は、この手順が大幅に容易になる。中隔の腹側の部分が切り捨てられた場合、新たな移植片が得られるはずである。掘削角度は、粘膜ドリルによって損傷を受けないことを保証するために、マウスの頭部に対して垂直である?...

神経および精神疾患の治療に重大な中枢神経系1-3に到達するすべての潜在的な薬剤の95％以上を阻止する血液脳関門（BBB）の存在によって妨げられる。全身的に送達されたとき、それがBBB 4-6に浸透することができないため、例えば、神経栄養因子（GDNF）、グリア由来の脳に直接注射した場合に、パーキンソン病を治療するのに有効であることが示されている、しかし、効果がない。 多数の接近は、この問題を回避しようとするために開発されている。 neurotheraputicsの全身送達の改善は、脳毛細血管内皮上にある輸送タンパク質に選択的な抗体を含有する薬物複合体を使用することによって実証されている。しかしながら、この方法は、医薬品7,8の幅広い適用可能であることが示されていない。さらに、BBBの浸透開口部はクリニック使用されています。関心9の脳領域へのより直接的な配信とは対照的に、同盟国、しかし、この方法は、全身薬物投与の影響を受けている。相当な努力が直接脳に10月12日を対象としたのを期待して経鼻配信を最適化するようになってきた。いくつかの成功が達成されてきたが、決定的な結果は、例えば、インスリン、13,14などの内因性受容体を有する薬物のために得られている。さらに経鼻デリバリーのメカニズムは、嗅覚ニューロンの取り込みを介して、または血流11を通って脳への間接的なエントリを示唆する証拠と議論されています。植込み型カテーテルを使用する直接、経頭蓋配達がこの手順では、侵襲性が高いと多数の合併症15,16と関連し、達成された。現在までに、脳内に高分子量化合物を送達するためのない一般的な、低侵襲性の方法は存在しない。 マウスの外科的処置は、本明細書で提示さそれは、脳で半透過性のインターフェイスを作成します。これは、マウスでの外科的開頭欠損上粘膜外植片17を移植することによって達成される。この手順を使用して、それは500 kDaの最大水溶性化合物は、時間と分子量依存的に18の両方において、中枢神経系（直接脳実質内へ、並びに脳脊髄液への）に送達することができることが示されている。 BBBを迂回するこの方法は、経鼻内視鏡手術19,20次の頭蓋骨に穴を修復するために血管新生粘膜移植片を使用していますヒトで頭蓋底の欠陥の修理のためのモデルです。

<table><tbody><tr><td>Mice</td><td>Taconic</td><td>C57BL/6</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Student fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>91461-11</td><td></td></tr><tr><td>Pneumatic drill</td><td>MTI Dental</td><td>333-CB</td><td></td></tr><tr><td>Drill bit</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91106-12</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium chloride injection USP</td><td>Abbott Laboratories</td><td>4925</td><td></td></tr><tr><td>Polystyrene Petri dish</td><td>Fisher</td><td>08-757-12</td><td>for temporarily storing graft</td></tr><tr><td>Bead sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen/Isoflurane System</td><td>SurgiVet</td><td>V720100</td><td></td></tr><tr><td>Temperature Control System</td><td>Physitemp</td><td>TCAT-2LV</td><td></td></tr><tr><td>Small animal stereotaxic instrument</td><td>KOPF</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electric shaver</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators</td><td>Fisher</td><td>23-400-106</td><td></td></tr><tr><td>7.5% Providone iodine</td><td></td><td></td><td>Betadine surgical scrub</td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical blade stainless</td><td>Feather</td><td>2976#10</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle - #3</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>3% Hydogen peroxide</td><td></td><td></td><td>for cleaning the skull</td></tr><tr><td>Vetbond tissue adhesive</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Needles</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305176</td><td>needle tip cut off and used as well</td></tr><tr><td>Syringes</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>Nitrile gloves</td><td>Denville Scientific Inc</td><td>G4162</td><td>for well closure and protection of graft</td></tr><tr><td>5-0 Nylon suture thread</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Student Halsey needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate adhesive</td><td></td><td></td><td>commecially available super glue</td></tr><tr><td>Dental cement kit, 1 lb, pink opaque</td><td>Stoelting</td><td>51458</td><td></td></tr><tr><td>Isobutane (2-methylbutane)</td><td>Aldrich</td><td>M32631</td><td>for dry ice bath</td></tr><tr><td>Dry ice</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

heterotopic mucosal engrafting procedure for direct drug delivery to the brain in mice

脳への治療薬の送達は、血流から脳組織への極性および高分子量化合物の通過を制限する血液脳関門（BBB）の存在によって妨げられる。ヒトでのいくつかの直接の受け渡しの成功は、経頭蓋カテーテルの移植を介して達成された。しかし、この方法は非常に侵襲的であり、数々の合併症を伴うです。より侵襲性の低い代替物は、ヒトにおける内視鏡経鼻腫瘍除去手術後の頭蓋底の欠陥を修復するために使用される鼻粘膜のような外科的に移植され、半透膜を介して脳に投与するためであろう。この膜も薬物伝達が効率的にBBBをバイパスして、脳と脳脊髄液に直接拡散する。このアプローチに触発され、マウスでの外科的アプローチは、頭蓋外の手術のBBB欠損上移植されたドナー中隔粘膜を使用して開発した。このモデルは、効果的に示されている脳内への高分子量化合物の通過を可能にする。数多くの薬剤候補がBBBを通過することができないので、このモデルでは、神経精神疾患に対する新しい治療法の前臨床試験を実施するための貴重なものです。

十分な大きさの鼻中隔の外植片を得ることがその後のステップのために重要である。これは、 図1aに示されたドナーマウスの頭蓋上の位置で穿孔することによって達成することができる。 図1bに示すように、この経路に沿って切断して十分なサイズの外植片を生成する。掘削深さが十分に深くない場合には、移植片は切り捨てられ、それが脳の表面を覆うように十分...

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Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

ヒト視鏡頭蓋底再建のマウスモデルは、鼻粘膜移植片を用いて、脳と鼻の間の半透過性界面を作成することが開発されている。この方法では、研究者は、全身投与された場合に他の方法で血液脳関門によって除外された高分子量治療薬の中枢神経系への送達を研究することを可能にする。

マウスの脳に直接薬剤送達のための異粘膜移植手順

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

heterotopic-mucosal-engrafting-procedure-for-direct-drug-delivery-to

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K ビュー.  Boston University. ヒト視鏡頭蓋底再建のマウスモデルは、鼻粘膜移植片を用いて、脳と鼻の間の半透過性界面を作成することが開発されている。この方法では、研究者は、全身投与された場合に他の方法で血液脳関門によって除外された高分子量治療薬の中枢神経系への送達を研究することを可能にする。 

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A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers that cause LMD are breast and lung cancers and melanoma. Patients diagnosed with LMD have a very poor prognosis and generally survive for only a few weeks or months. One possible reason for the lack of efficacy of systemic therapy against LMD is the failure to achieve therapeutically effective concentrations of drug in the CSF because of an intact and relatively impermeable blood-brain barrier (BBB) or blood-CSF barrier across the choroid plexus. Therefore, directly administering drugs intrathecally or intraventricularly may overcome these barriers. This group has developed a model that allows for the effective delivery of therapeutics (i.e., drugs, antibodies, and cellular therapies) chronically and the repeated sampling of CSF to determine drug concentrations and target modulation in the CSF (when the tumor microenvironment is targeted in mice). The model is the murine equivalent of a magnetic resonance imaging-compatible Ommaya reservoir, which is used clinically. This model, which is affixed to the skull, has been designated as the &#34;Murine Ommaya.&#34; As a therapeutic proof of concept, human epidermal growth factor receptor 2 antibodies (clone 7.16.4) were delivered into the CSF via the Murine Ommaya to treat mice with LMD from human epidermal growth factor receptor 2-positive breast cancer. The Murine Ommaya increases the efficiency of drug delivery using a miniature access port and prevents the wastage of excess drug; it does not interfere with CSF sampling for molecular and immunological studies. The Murine Ommaya is useful for testing novel therapeutics in experimental models of LMD.

Here, we describe a murine xenograft model that functionally resembles an Ommaya reservoir in patients. We developed the Murine Ommaya to study novel therapeutics for the universally fatal leptomeningeal disease.

レプトメニンゲレス病の直接標的療法を研究するマウス・オンマヤ異種移植片モデル

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers ...

がん研究

Establishment of Orthotopic Patient-derived Xenograft Models for Brain Tumors using a Stereotaxic Device

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of neuro-oncology. One of the most widely used techniques is the orthotopic intracranial injection, a method that allows investigating of tumor growth, invasion, and dissemination within a controlled setting. This technique involves transplanting tumor cells from a specific patient region into the corresponding anatomical site in an animal. By doing so, these orthotopic brain tumor models offer a unique advantage, as they more accurately replicate cancer's biological behavior and its interactions with the brain environment seen in human patients. This makes them especially valuable for preclinical therapeutic testing, where a close resemblance to the clinical scenario is essential for evaluating potential treatments. This protocol shares experiences in developing patient-derived xenograft (PDX) models for pediatric brain tumors, including diffuse midline glioma (DMG), glioblastoma (GBM), medulloblastoma, and ependymoma. This method delineates the procedure for conducting intracranial stereotaxic injections in mice, ensuring the correct targeting of the injection site within the brain. Additionally, we describe the post-procedural monitoring system employed to detect signs of successful tumor engraftment. Following tumor injection, a rigorous monitoring system is implemented to observe the animals for any signs of neurological impairment, behavioral changes, and/or weight loss, which are common indicators of tumor progression. This system allows for timely intervention and provides critical data regarding the tumor's growth dynamics. By refining these models and protocols, we aim to enhance the reliability and translational potential of preclinical studies, contributing to the development of more effective treatments for pediatric CNS tumors.

The development of orthotopic pediatric brain tumor models requires meticulous precision, using a stereotaxic device to implant cancer cells precisely. The methodology presented here outlines the steps involved in preparing brain tumor cells, performing intracranial injections, and implementing a post-operative monitoring system to assess brain tumor engraftment.

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

CNSへの標的化物質送達のためのマウス顕微注入法<i&gt;経由で</i&gt;内頸動脈

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

神経科学

A Positioning Device for the Placement of Mice During Intranasal siRNA Delivery to the Central Nervous System

Intranasal (IN) drug delivery to the brain has emerged as a promising method to bypass the blood-brain barrier (BBB) for the delivery of drugs into the central nervous system (CNS). Recent studies demonstrate the use of a peptide, RVG9R, incorporating the minimal receptor-binding domain of the Rabies virus glycoprotein, in eliciting the delivery of siRNA into neurons in the brain. In this protocol, the peptide-siRNA formulation is delivered intranasally with a pipette in the dominant hand, while the anesthetized mouse is restrained by the scruff with the nondominant hand in a "head down-and-forward position" to avoid drainage into the lung and stomach upon inhalation. This precise gripping of mice can be learned but is not easy and requires practice and skill to result in effective CNS uptake. Furthermore, the process is long-drawn, requiring about 45 min for the administration of a total volume of ~20-30 &#181;L of solution in 1-2 &#181;L droplet volumes per inhalation, with 3-4 min rest periods between each inhalation. The objective of this study is to disclose a mouse positioning device that enables the appropriate placement of mice for efficient IN administration of the peptide-siRNA formulation. Multiple features are incorporated into the design of the device, such as four or eight positioning chairs with adjustable height and tilt to restrain anesthetized mice in the head down-and-forward position, enabling easy visualization of the mice's nares and a built-in heating pad to maintain the mice's body temperatures during the procedure. Importantly, the ability to treat four or eight mice simultaneously with RVG9R-siRNA complexes in this manner enables studies on a much quicker time scale, for the testing of an IN therapeutic siRNA approach. In conclusion, this device allows for appropriate and controlled mouse head positioning for IN application of RVG9R-siRNA and other therapeutic molecules, such as nanoparticles or antibodies, for CNS delivery.

Here, we present a protocol using a mouse positioning device that enables the appropriate placement of mice for the intranasal administration of a brain-targeting peptide-siRNA formulation enabling effective gene silencing in the central nervous system.

中枢神経系への鼻腔内siRNA送達中におけるマウスの配置のための位置決め装置

Intranasal (IN) drug delivery to the brain has emerged as a promising method to bypass the blood-brain barrier (BBB) for the delivery of drugs into the ...

免疫・感染学

Delivery of Antibodies into the Murine Brain via Convection-enhanced Delivery

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an approach provides a safe delivery method by-passing the blood brain barrier (BBB), thus allowing treatment with therapeutics with poor BBB-permeability or those for which systemic exposure is not desired, e.g., due to toxicity. CED requires optimization of the catheter design, injection protocol, and properties of the infusate. With this protocol we describe how to perform CED of a solution containing up to 20 &#181;g of an antibody into the caudate putamen of mice. It describes preparation of step catheters, testing them in vitro and performing the CED in mice using a ramping injection program. The protocol can be readily adjusted for other infusion volumes and can be used for injecting various tracers or pharmacologically active or inactive substances, including chemotherapeutics, cytokines, viral particles, and liposomes.

Convection-enhanced delivery (CED) is a method enabling effective delivery of therapeutics into the brain by direct perfusion of large tissue volumes. The procedure requires the use of catheters and an optimized injection procedure. This protocol describes a methodology for CED of an antibody into a mouse brain.

対流強化送達によるマウス脳への抗体の送達

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an ...

Transplantation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Microglia in Immunocompetent Mice Brain via Non-Invasive Transnasal Route

Microglia are the specialized population of macrophage-like cells of the brain. They play essential roles in both physiological and pathological brain functions. Most of our current understanding of microglia is based on experiments performed in the mouse. Human microglia differ from mouse microglia, and thus response and characteristics of mouse microglia may not always represent that of human microglia. Further, due to ethical and technical difficulties, research on human microglia is restricted to in vitro culture system, which does not capitulate in vivo characteristics of microglia. To overcome these issues, a simplified method to non-invasively transplant induced pluripotent stem cell-derived human microglia (iPSMG) into the immunocompetent mice brain via a transnasal route in combination with pharmacological depletion of endogenous microglia using a colony-stimulating factor 1 receptor (CSF1R) antagonist is developed. This protocol provides a way to non-invasively transplant cells into the mouse brain and may therefore be valuable for evaluating the in vivo role of human microglia in physiological and pathological brain functions.

The protocol presented here allows the transplantation of induced pluripotent stem cell-derived human microglia (iPSMG) into the brain via a transnasal route in immunocompetent mice. The method for the preparation and transnasal transplantation of cells and the administration of cytokine mixture for the maintenance of iPSMG is shown.

ヒト人工多能性幹細胞由来ミクログリアの免疫適格マウス脳への非侵襲的経鼻経路による移植

Microglia are the specialized population of macrophage-like cells of the brain. They play essential roles in both physiological and pathological brain ...

Convection-Enhanced Delivery of Antibodies into a Mouse Brain

Source: Beffinger, M., et al. <a href="https://app.jove.com/v/59675">Delivery of Antibodies into the Murine Brain via Convection-enhanced Delivery.</a> J. Vis. Exp. (2019).
This video demonstrates a convection-enhanced delivery (CED) technique for antibody delivery into the mouse brain. The skull of an anesthetized mouse is exposed, and a burr hole is created at the target area for antibody delivery. A step catheter containing antibodies is inserted at the target site, and via an infusion pump, a pressure gradient is created to deliver antibodies at a controlled rate.

マウス脳への抗体の対流増強送達

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

免疫学

抗体ベースの技術

抗体ベースのイメージングと検出方法

Surgical Cisterna Magna Injection: A Method for Administering Tumor Cells Directly into Central Nervous System of Murine Model

Source: Law, V. et al. <a href="https://www.jove.com/v/62033/a-murine-ommaya-xenograft-model-to-study-direct-targeted-therapy">A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe the procedure to deliver human-derived tumor cells into the cisterna magna of a mouse&#8217;s brain. The orthotopic mouse model can be used to study metastatic spread of cancer to the cranial meninges.

外科的大槽注射:マウスモデルの中枢神経系に腫瘍細胞を直接投与する方法

Source: Law, V. et al. A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease. J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we ...

神経系のがん

体内研究

Intracerebroventricular Injection in Mouse: An Ommaya Mediated Direct Drug Administration Method to Deliver Drugs to Cerebral Ventricles of Mouse Brain

Source: Law, V. et al. <a href="https://www.jove.com/v/62033/a-murine-ommaya-xenograft-model-to-study-direct-targeted-therapy">A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease.</a> J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates ommaya mediated intracerebroventricular injection in a mouse model. The method enables localized delivery of potential drug candidates and evades the blood-brain barrier.

マウスにおける脳室内注射:マウス脳の脳室に薬物を送達するためのOmmaya媒介直接薬物投与法

Source: Law, V. et al. A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease. J. Vis. Exp. (2021)
This video ...

Intracranial Cannular Implantation in a Mouse to Deliver Therapeutic Agents to Brain Tumors

Source: Harvey, K. et al., <a href="https://app.jove.com/v/64886">Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2023)
This video presents a procedure for intracranial cannula implantation in a brain tumor mouse model, to facilitate the administration of an immunotherapeutic agent. The delivery of glypican-2-specific chimeric antigen receptor T cells in the tumor microenvironment triggers T cell activation, resulting in tumor lysis and tumor regression.

マウスの脳に直接薬剤送達のための異粘膜移植手順

要約

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